Name: Un modèle xénogreffe dérivé par le patient pour la malformation veineuse (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Découvrez comment créer un modèle xénogreffe murin de malformation veineuse à partir de cellules endothéliales dérivées du patient. Cette méthode permet le suivi quotidien de la croissance cellulaire et l'évaluation de thérapies expérimentales.

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Les auteurs tiennent à remercier Nora Lakes pour la relecture. La recherche rapportée dans ce manuscrit a été soutenue par le National Heart, Lung, and Blood Institute, sous le numéro de prix R01 HL117952 (E.B.), qui fait partie des National Institutes of Health. Le contenu est uniquement de la responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les vues officielles des National Institutes of Health.

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</ol>

Les auteurs n’ont pas de conflits d’intérêts à divulguer.

Ici, nous décrivons une méthode pour générer un modèle xénogreffe de VM dérivé du patient. Ce modèle murin présente un excellent système qui permet aux chercheurs d’acquérir une compréhension plus profonde de l’élargissement pathologique des lumens et jouera un rôle déterminant dans le développement de thérapies plus efficaces et ciblées pour le traitement de la VM. Ceci peut être facilement adapté pour étudier d’autres types d’anomalies vasculaires telles que la malformation veineuse lymphatique capillaire<sup class="xr...

Les défauts dans le développement de la vascularisation sont la cause sous-jacente de nombreuses maladies, y compris la malformation veineuse (VM). VM est une maladie congénitale caractérisée par la morphogenèse anormale et l’expansion des veines1. Des études importantes sur les tissus VM et les cellules endothéliales (EC) ont identifié des mutations de gain de fonction dans deux gènes : TEK, qui code le récepteur de la tyrosine kinase TIE2, et PIK3CA, qui code l’isoforme p110α (sous-unité catalytique) de PI3-kinase (PI3K)2,3,4,5. Ces mutations somatiques entraînent une hyperactivation ligand-indépendante des voies de signalisation angiogéniques/de croissance clés, y compris PI3K/AKT, ce qui entraîne des veines ecstatiques dilatées3. Malgré ces découvertes génétiques importantes, les mécanismes cellulaires et moléculaires suivants déclenchant l’angiogenèse anormale et la formation de canaux vasculaires agrandis ne sont toujours pas entièrement compris.
Pendant l’angiogenèse normale et pathologique, de nouveaux vaisseaux germent d’un réseau vasculaire préexistant et EC subissent une séquence de processus cellulaires importants comprenant la prolifération, la migration, le remodelage de matrice extracellulaire (ECM) et la formation de lumen6. Les cultures in vitro bidimensionnelles (2D/3D) d’EC sont des outils importants pour étudier chacune de ces propriétés cellulaires individuellement. Néanmoins, il existe une demande claire pour un modèle de souris récapitulant l’élargissement pathologique des vaisseaux dans le microenvironnement hôte tout en fournissant une plate-forme efficace pour l’évaluation préclinique des médicaments ciblés pour la recherche translationnelle.
À ce jour, un modèle murin transgénique de VM associé aux mutations de gain de fonction tie2 n’a pas été rapporté. Les modèles transgéniques actuels de souris VM s’appuient sur l’expression omniprésente ou restreinte de tissu de la mutation activante PIK3CA p.H1047R3,5. Ces animaux transgéniques fournissent un aperçu significatif des effets spécifiques au corps entier ou aux tissus de cette mutation PIK3CA de point chaud. La limitation de ces modèles est la formation d’un réseau vasculaire hautement pathologique ayant pour résultat la létalité tôt. Ainsi, ces modèles de souris ne reflètent pas entièrement l’occurrence sporadique des événements mutationnels et de la nature localisée de la pathologie de VM.
Au contraire, les modèles de xénogreffe dérivés par le patient sont basés sur la transplantation ou l’injection de tissus pathologiques ou de cellules dérivées de patients sur des souris immunodéficientes7. Les modèles Xénogreffe sont un outil puissant pour élargir les connaissances sur le développement des maladies et la découverte de nouveaux agents thérapeutiques8. En outre, l’utilisation de cellules dérivées du patient permet aux scientifiques de récapituler l’hétérogénéité de mutation pour étudier le spectre des phénotypes de patients.
Ici, nous décrivons un protocole où les VM EC dérivés du patient qui expriment une forme mutante constitutivement active de TIE2 et/ou PIK3CA sont injectés sous-cutanéement dans le dos de souris nues athymiques. Les cellules vasculaires injectées sont suspendues dans un cadre ecm afin de promouvoir l’angiogenèse comme décrit dans les modèles xénogreffe vasculaires précédentes9,10,11. Ces EC de VM subissent la morphogenèse significative et génèrent des vaisseaux pathologiques agrandis et perfusés en l’absence de cellules de soutien. Le modèle de xénogreffe décrit de VM fournit une plate-forme efficace pour l’évaluation préclinique des drogues ciblées pour leur capacité à inhiber l’expansion incontrôlée de lumen.

<table><tbody><tr><td>Souris nues athymiques, (Foxn1-nu) ; 5-6 semaines, mâles</td><td>Envigo</td><td>069(nu)/070(nu/+)</td><td>Injection sous-cutanée</td></tr><tr><td>Biotinylée Ulex europeaus Agglutinin-I (UEA-I)</td><td>Vector Laboratories</td><td>B-1065</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>Filtre sur flacon (500 ml ; 0,2 &micro ; M)</td><td>Thermo Fisher</td><td>974106</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine (BSA)</td><td>BSA</td><td>A7906-50MG</td><td>Culture cellulaire ; Analyse histologique</td></tr><tr><td>Chlorure de calcium dihydraté (CaCl2.2H2O)</td><td>Sigma</td><td>C7902-500G</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Pied à coulisse</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>50996491</td><td>Mesure du bouchon de lésion</td></tr><tr><td>CD31 Billes magnétiques conjuguées (Dynabeads)</td><td>Life Technologies</td><td>11155D</td><td>EC Séparation Crépine</td></tr><tr><td>cellulaire (100 &mu ; M)</td><td>Greiner</td><td>542000</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Collagénase A</td><td>Roche</td><td>10103578001</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Tube conique ; polypropylène (15 mL)</td><td>Greiner</td><td>07 000 241</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Tube conique ; polypropylène (50 mL)</td><td>Greiner</td><td>07 000 239</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Coplin pot de coloration</td><td>Ted Pella</td><td>21029</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>Coverglass (50 X 22 mm)</td><td>Fisher Scientific</td><td>12545E</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>DAB : 3,3' Diaminobenzidine Reagent (ImmPACT DAB)</td><td>Vector Laboratories</td><td>SK-4105</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>Dulbecco’s Modification of Eagle’s Medium (DMEM)</td><td>Corning</td><td>10-027-CV</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>DynaMag-2</td><td>Life Technologies</td><td>12321D</td><td>Séparation EC</td></tr><tr><td>Poinçon d’oreille</td><td>VWR</td><td>10806-286</td><td>Injection sous-cutanée</td></tr><tr><td>EDTA (0,5 M, pH 8,0)</td><td>Life Technologies</td><td>15575-020</td><td>Anlaysis histologique Endothelial</td></tr><tr><td>Cell Growth Medium-2 (EGM2) Bulletkit (milieu basal et suppléments)</td><td>Lonza</td><td>CC-3162</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Eosin Y (à base d’alcool)</td><td>Thermo Scientific</td><td>71211</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon Labs</td><td>2716</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin (FBS) , HyClone</td><td>GE Healthcare</td><td>SH30910.03</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Pointe du filtre 1 250 &mu ; L</td><td>MidSci</td><td>AV1250-H</td> Plusieurs <td>étapes</td></tr><tr><td>Pointe de filtre 20 &mu ; L</td><td>VWR</td><td>10017-064</td> Plusieurs <td>étapes</td></tr><tr><td>Filtre tip 200 &mu ; L</td><td>VWR</td><td>10017-068</td><td></td></tr> Solution <tr><td>tamponnée au formol en plusieurs étapes (10 %)</td><td>Sigma</td><td>F04586</td><td>Dissection du bouchon de lésion</td></tr><tr><td>Hémacytomètre (INCYTO ; Jetable)</td><td>SKC FILMS</td><td>DHCN015</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Vecteur</td><td>d’hématoxyline</td><td>H-3401</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>Plasma humain Protéine purifiée de fibronectine (1mg/mL)</td><td>Sigma</td><td>FC010-10MG</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Solution de peroxyde d’hydrogène (30 % p/p)</td><td>Sigma</td><td>H1009</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>Logiciel</td><td></td><td></td> <td>ImageJAnalyse</td></tr><tr><td>Isoflurane, USP</td><td>Akorn Santé animale</td><td>59399-106-01</td><td>Injection sous-cutanée</td></tr> sulfate de <tr><td>magnésium heptahydraté (MgSO4.7H2O)</td><td>Sigma</td><td>M1880-500G</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Matrice membranaire basale (sans rouge de phénol ; Sans LDEV)</td><td>Corning</td><td>356237</td><td>Injection sous-cutanée</td></tr><tr><td>Tube de microcentrifugation (1,5 mL)</td><td>VWR</td><td>87003-294</td><td>Lame de microscope de séparation EC</td></tr><tr><td>Superfrost (75mm x 25mm)</td><td>Fisher Scientific</td><td>1255015-CS</td><td>Aiguilles d’analyse histologique</td></tr><tr><td>, 26G x 5/8 pouces Aiguilles stériles Sub-Q</td><td>Becton Dickinson (BD)</td><td>BD305115</td><td>Injection sous-cutanée</td></tr><tr><td>Normal sérum de cheval</td><td>Vector Laboratories</td><td>S-2000</td><td>Anlaysis histologique</td></tr><tr><td>Pénicilline-Streptomycine-L-Glutamine (100X)</td><td>Corning</td><td>30-009-CI</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Milieu de montage permanent (VectaMount)</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-5000</td><td>Anlaysis histologique</td></tr><tr><td>Pestle Size C, Plain</td><td>Thomas Scientific</td><td>3431F55</td><td>EC</td></tr><tr><td>isolation Phosphate Tamponné Saline (PBS)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP3994</td><td>Balance de culture cellulaire</td></tr><tr><td></td><td>VWR</td><td>65500-202</td><td>Injection sous-cutanée</td></tr><tr><td>Pipettes sérologiques (10 ml)</td><td>VWR</td><td>89130-898</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Pipettes sérologiques (5ml)</td><td>VWR</td><td>89130-896</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Carbonate de sodium (Na2CO3)</td><td>Sigma</td><td>223530</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Streptavidine, Raifort Peroxydase, Concentré, pour IHC</td><td>Vector Laboratories</td><td>SA-5004</td><td>Seringue de culture cellulaire</td></tr><tr><td>(60ml)</td><td>BD Biosciences</td><td>309653</td><td>Culture de celluloïde</td></tr><tr><td>FILTRE DE SERINGUE (0.2 &micro ; M)</td><td>Corning</td><td>431219</td><td></td></tr><tr><td>Seringues de culture cellulaire (1 mL avec Luer Lock)</td><td>Becton Dickinson (BD)</td><td>BD-309628</td><td>Injection sous-cutanée</td></tr><tr><td>Plaque traitée pour culture tissulaire (100 X 20 mm)</td><td>Greiner</td><td>664160</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Plaque traitée pour culture tissulaire (145X20 mm)</td><td>Greiner</td><td>639160</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Plaques traitées pour culture tissulaire (60 X 15) mm</td><td>Eppendorf</td><td>30701119</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Tris-base (base Trizma)</td><td>Sigma</td><td>T6066</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>Trypan Blue Solution (0,4 %)</td><td>Life Technologies</td><td>15250061</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Trypsine EDTA, 1X (0,05 % Trypsine/0,53 mM EDTA)</td><td>Corning</td><td>25-052-Cl</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Biorad</td><td>170-6531</td><td>Analyse histologique</td></tr><tr><td>Bouteille Wheaton</td><td>VWR</td><td>16159-798</td><td>Culture cellulaire</td></tr><tr><td>Xylènes</td><td>Fisher Scientific</td><td>X3P-1GAL</td><td>Analyse histologique</td></tr></tbody></table>

un modèle xénogreffe dérivé par le patient pour la malformation veineuse

A Patient-Derived Xenograft Model for Venous Malformation

La malformation veineuse (VM) est une anomalie vasculaire qui résulte d’une altération du développement du réseau veineux entraînant des veines dilatées et souvent dysfonctionnelles. Le but de cet article est de décrire soigneusement l’établissement d’un modèle de xénogreffe murine qui imite VM humaine et est capable de refléter l’hétérogénéité du patient. Les mutations TEK (TIE2) non héréditaires (somatiques) et PIK3CA dans les cellules endothéliales (EC) ont été identifiées comme les principaux moteurs de l’élargissement pathologique des vaisseaux dans la VM. Le protocole suivant décrit l’isolement, la purification et l’expansion des EC d’origine du patient exprimant le mutant TIE2 et/ou PIK3CA. Ces EC sont injectées sous-cutanéement dans le dos des souris athymiques immunodéficientes pour générer des canaux vasculaires ectatiques. Les lésions générées avec TIE2 ou PIK3CA-mutant EC sont visiblement vascularisées dans les 7\u20129 jours suivant l’injection et récapitulent les caractéristiques histopathologiques du tissu patient de VM. Ce modèle VM xenograft fournit une plate-forme fiable pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires conduisant la formation et l’expansion de VM. En outre, ce modèle sera instrumental pour des études translationnelles testant l’efficacité des nouveaux candidats de drogue dans la prévention de l’agrandissement anormal de navire vu dans VM humain.

Ce protocole décrit le processus de génération d’un modèle de xénogreffe murine de VM basé sur l’injection sous-cutanée de l’EC patient-dérivé dans le dos des souris nues immunodéficientes. Les colonies de cellules endothéliales peuvent être récoltées dans les 4 semaines suivant l’isolement initial des cellules du tissu VM ou du sang lésionnel (figure 1A,B). Le lendemain de l’injection, le bouchon de lésion xénogreffe couvre une surface d’environ 80\u2012100 mm2. Dans nos mains, les bouchons d...

Nous présentons un protocole détaillé pour générer un modèle de xénogreffe murine de malformation veineuse. Ce modèle est basé sur l’injection sous-cutanée de cellules endothéliales dérivées du patient contenant des mutations du gène TIE2 hyper-activantes et/ou PIK3CA. Les lésions de Xenograft récapitulent étroitement les dispositifs histopathologiques du tissu patient de VM.

Un modèle xénogreffe dérivé par le patient pour la malformation veineuse

Venous malformation (VM) is a vascular anomaly that arises from impaired development of the venous network resulting in dilated and often dysfunctional ...

Ce protocole peut être employé pour créer les xénogreffes patient-dérivées qui récapitulent l’histopathologie des malformations veineux. Cela a également été autorisé à effectuer nos tests thérapeutiques précliniques. Cette technique fournit un système NVivo rapide et fiable qui permet une surveillance quotidienne de la croissance des cellules endothéliales directes du patient et de la réponse à la thérapie expérimentale.Cette méthode pourrait être facilement adaptée pour étudier d’autres types d’anomalies vasculaires ou lymphatiques. Commencez par préparer la suspension cellulaire pour injection. Essayez de trypsiniser les cellules endothéliales avec cinq millilitres de préchauffé 0,05%tripsin-EDTA à 37 degrés Celsius pendant deux minutes.Neutraliser le tripsin et en ajoutant cinq millilitres d’EGM et de recueillir les cellules en tube conique de 150 millilitres. Centrifugez-le à 400 fois G pendant cinq minutes puis aspirez le supernatant et resuspendez les cellules en trois millilitres d’EGM. Comptez les cellules à l’amiomètre.Aventurez le volume avec le numéro de cellule désiré dans un nouveau tube conique de 50 millilitres et pelletez à nouveau les cellules par centrifugation. Aspirer le supernatant en laissant un petit volume pour desserrer la pastille cellulaire. Resuspendez la pastille cellulaire avec 220 microlitres de BMEM par injection.Bien mélanger la suspension cellulaire sur la glace en s’assurant d’éviter de créer des bulles. Aspirez le mélange de culture cellulaire BMEM dans une ouverture de seringue d’un millilitre en tirant le piston. Vous verrouillez une aiguille stérile de calibre 26 à la seringue et garderez les seringues préparées à plat sur la glace avant l’injection.Après s’être assuré que la souris a correctement anesthésié placez-la sur son estomac et désinfectez la région d’injection avec 70% d’éthanol. Roulez doucement la seringue préparée pour résusuer les cellules réglées. Flocons de bulles à l’extrémité de la seringue et expulser un petit volume de la suspension cellulaire.Pincez la peau au site d’injection pour créer une tente comme la structure. Ensuite, insérez l’aiguille juste sous la peau et assurez-vous que l’aiguille n’est que la peau profonde en libérant la peau pincer pour empêcher l’injection dans le tissu musculaire. Tenir l’aiguille régulièrement injecter soigneusement 200 microlitres de la suspension cellulaire pour créer une petite masse sphérique.Prenez soin d’éviter d’injecter la suspension cellulaire dans le muscle. Mesurez la longueur et la largeur de chaque prise à l’l’insurmater. Alignez les bouchons de xénogreffe disséqués sur une planche à découper à côté d’une règle et prenez une image pour enregistrer la vascularité brute des lésions.Ensuite, fixez les bouchons en les vantant en formaline de 10% pendant la nuit à température ambiante. Après dissection, les bouchons de lésion sont traités pour l’analyse histologique et tachés pour UEA-1 pour détecter les cellules endothéliales dérivées de l’homme dans le bouchon. Prenez cinq images HPF par section de lésion avec un microscope de champ lumineux à 20 X grossissement dans un modèle de plan X dans la section de lésion pour éviter le chevauchement.Assurez-vous d’inclure une barre d’échelle sur les images prises. Ouvrez les images HPF dans l’image J.To calibrer les pixels de la barre d’échelle, utiliser l’outil en ligne droite et passer au-dessus de la barre d’échelle. Convertissez ensuite les pixels mesurés en millimètres en cliquant sur Analyser et définir l’échelle.Cliquez ensuite sur Analyser les mesures définies et sélectionner la zone et ajouter à la superposition. Mesurez la superficie totale du FPH à l’aide de l’analyse et de la mesure en sauvant cette mesure pour la quantification. À l’aide de l’outil de sélection des mains libres, décrire manuellement le canal vasculaire positif UEA-1.Cliquez sur Analyser et mesurer pour quantifier la zone décrite. Mesurer tous les canaux vasculaires dans le HPF. Répétez le processus pour les cinq HPF pris dans chaque section et transférez les valeurs à Excel pour une analyse plus approfondie.Calculez ensuite le pourcentage de zone vasculaire et de densité vasculaire selon les instructions manuscrites. En utilisant ce protocole, les bouchons de lésion avec tie2 ou PIK3CA cellules endothéliales mutantes hyperactives sont visiblement vascularisés et perfusés dans les sept à neuf jours après l’injection. Les bouchons de lésion ressemblent étroitement aux dispositifs histopathologiques du tissu humain de VM et de grands canaux vasculaires alignés par une fine couche des cellules endothéliales sont visibles.Ces structures vasculaires contiennent généralement des érythrocytes confirmant l’anastomose fonctionnelle avec la vascularisation de souris hôte. La coloration immunohistochimique utilisant la lectine spécifique humaine UEA-1 confirme que les cellules tapissant des régions vasculaires sont dérivées des cellules implantées humaines plutôt que de la vascularisation de souris. Après cette procédure, la coloration supplémentaire des sections de lésion pour des marqueurs de prolifération ou d’apoptose peut être exécutée pour analyser des effets spécifiques des traitements expérimentaux.Ce modèle scénographique a été utilisé pour des études précliniques de nouvelles thérapies pour la malformation veineuse, comme l’inhibiteur du mTOR rapamycine, qui a montré son efficacité dans plusieurs essais cliniques pour les patients atteints de VM.

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Developmental Biology

Biologie du développement

Dans cette vidéo, des cellules de mélanome d’origine humaine sont implantées par voie sous-cutanée dans la région du flanc d’une souris immunodéprimée. Le modèle PDX permet l’investigation préclinique des cellules de mélanome qui récapitulent mieux l’hétérogénéité tumorale et l’agressivité du mélanome observées dans des conditions in vivo.

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Nous décrivons un procédé pour créer un modèle fiable de l'hypertension veineuse cérébrale chez la souris adulte. Ce modèle a été largement décrits et testés chez le rat. Ce nouvel homologue de la souris ouvre la possibilité d'utiliser des animaux génétiques modifiés et élargit ainsi les applications du modèle.

Adulte souris veineuse Modèle d&#39;hypertension: l&#39;artère carotide commune à externe Veine jugulaire anastomose.

La vascularisation est la clé pour les approches en ingénierie tissulaire succès. Par conséquent, des technologies fiables sont nécessaires pour évaluer le développement des réseaux vasculaires dans les tissus-constructions. Nous présentons ici une méthode simple et efficace de visualiser et de quantifier la vascularisation in vivo.

Une peau pleine de défauts modèle pour évaluer la vascularisation des biomatériaux<em&gt; In Vivo</em

Pour améliorer notre connaissance de la formation néo-tissu cellulaire et moléculaire, un modèle murin de la TEVG a été récemment mis au point. Les greffons ont été implantés en sous-rénaux des greffes de la veine cave d'interposition de souris C57BL / 6. Ce modèle permet d'obtenir des résultats similaires à ceux obtenus dans notre étude clinique, mais sur un temps bien sûr beaucoup plus courte.

Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Nous décrivons une méthode microchirurgie pour la génération d'une boucle artérioveineuse (AV) en tant que modèle pour l' analyse de la vascularisation in vivo dans un environnement isolé et bien caractérisés. Ce modèle est non seulement utile pour l'étude de l'angiogenèse, mais est également parfaitement adaptée pour l'ingénierie axialement vascularisé et les tissus transplantables.

La boucle artério (AV) dans un modèle Small Animal pour étudier l&#39;angiogenèse et du génie tissulaire vascularisé

Cette vidéo présente un modèle pour étudier le développement de l’hyperplasie myointimale après une chirurgie d’interposition veineuse chez le rat.

Vein Interposition Modèle: un modèle approprié pour étudier Bypass Graft Patency

Les modèles de xénogreffe (PDX) dérivés du patient récapitulent plus solidement les caractéristiques moléculaires et biologiques du mélanome et sont plus prédictifs de la réponse thérapeutique par rapport aux essais traditionnels fondés sur la culture des tissus plastiques. Nous décrivons ici notre protocole d'exploitation standard pour l'établissement de nouveaux modèles PDX et la caractérisation/expérimentation des modèles PDX existants.

Un modèle de xénogreffe dérivé du mélanome

Une fistule aortocaval a été créée en perforant l'aorte infra-rénale murine à travers les deux murs dans le cava vena inférieur et a été suivie par la création d'une sténose dans son écoulement par l'intermédiaire de la ligature partielle du cava vena inférieur. Ce modèle reproductible peut être utilisé pour étudier la sténose veineuse centrale.

Modèle murine de la sténose veineuse centrale utilisant la fistule d'Aortocaval avec une stenose sortante

Le protocole actuel vise à créer expérimentalement l’hyperplasie intimale veineuse en soumettant les veines à la tension artérielle pour développer des stratégies pour atténuer l’hyperplasie intimale veineuse après la chirurgie de revascularisation utilisant des greffes de veine.

Un modèle d’interposition veineuse de lapin imitant la chirurgie de revascularisation utilisant des greffes de veine pour évaluer l’hyperplasie intimale sous la tension artérielle

Nous décrivons un modèle murin xénogreffé de métastases cérébrales du cancer du sein générées par injection veineuse de la queue d’une lignée cellulaire de cancer inflammatoire du sein amplifiée par HER2 de manière endogène.

Modélisation des métastases cérébrales par injection veineuse de cellules inflammatoires du cancer du sein

Dans ce protocole, un nouveau pontage veineux de porc a été effectué par une petite incision dans la paroi thoracique gauche sans pontage cardiopulmonaire. Une étude de pathologie postopératoire a été réalisée, qui a montré un épaississement intimal.

Établissement et évaluation d’un modèle de maladie du greffon de veine porcine

Découvrez comment créer un modèle xénogreffe murin de malformation veineuse à partir de cellules endothéliales dérivées du patient. Cette méthode permet le suivi quotidien de la croissance cellulaire et l'évaluation de thérapies expérimentales.

Un modèle xénogreffe dérivé par le patient pour la malformation veineuse

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