Name: Une méthode mini-invasive pour l’instillation intratrachéale de médicaments chez les rongeurs néonatals pour traiter les maladies pulmonaires (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 21 s
Description: Découvrez une méthode mini-invasive pour l'instillation intratrachéale chez les rongeurs néonatals. Cette technique par visualisation directe améliore la fiabilité, réduit la douleur et le saignement, et augmente les taux de survie.

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Ce travail a été soutenu en partie par R01HD090887-01A1 de NICHD à AH. Les auteurs reconnaissent également les installations fournies par le laboratoire du Dr Peter Mc Farlane, telles que l’anesthésie par inhalation / système de coussin chauffant. L’aide précieuse de Mme Catherine Mayer dans la mise en place du système est appréciée. Aucun rôle n’a été joué par l’organisme de financement dans la conception de l’étude, de la collecte, de l’analyse et de l’interprétation des données ou dans la rédaction du manuscrit.

Toutes les expériences ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (protocole no 2020-0035) de l’Université Case Western Reserve. Tous les animaux ont été traités conformément aux directives des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.
1. Animaux
<ol><li>Obtenez commercialement des rats Sprague Dawley gravides.</li>
	<li>Maintenir les animaux dans un établissement vétérinaire approuvé avec un cycle lumière-obscurité de 14 h/10 h et une humidité relative de 45 à 60 %.</li>
</ol>2. Préparation du composé d’essai
<ol><li>Utilisez le colorant bleu d’Evans comme composé d’essai pour évaluer l’efficacité de la procédure d’instillation intratrachéale.</li>
	<li>Préparer une solution à 0,25 % (p/v) du colorant dans une solution saline tamponnée au phosphate (pH 7,2) et filtrer la stérilisation à l’aide d’un filtre à seringue de 0,45 μm.</li>
</ol>3. Administration de l’anesthésie
<ol><li>Anesthésier les ratons sous anesthésie gazeuse (3% d’isoflurane dans 100% d’oxygène), en utilisant un système d’administration modifié adapté aux petits nouveau-nés de rat.</li>
	<li>Vérifiez la perte des réflexes de queue et de pédale et la respiration peu profonde pour assurer la bonne profondeur d’anesthésie pour effectuer la procédure.</li>
</ol>4. Instillation intratrachéale (ITI)
<ol><li>Utilisez des ratons au jour postnatal 5 (PN 5) pour l’ITI. Le poids moyen d’un chiot de rat PN 5 est de 12 grammes.</li>
	<li>Retenez le chiot de rat anesthésié sur une plate-forme plate inclinée à l’aide de ruban adhésif d’étiquetage de laboratoire. Le chiot est retenu à un angle d’environ 45° en position couchée.</li>
	<li>Ouvrez la bouche du nouveau-né et tirez doucement la langue d’un côté à l’aide d’une pince émoussée.</li>
	<li>Utilisez un petit spéculum d’otoscope de 2 mm de diamètre relié à l’otoscope pour tenir doucement la langue et pour une visualisation correcte du larynx.</li>
	<li>Utilisez le système d’enlumineur de gorge, c’est-à-dire l’otoscope opératoire et la loupe pour une visualisation appropriée des cordes vocales (Figure 1).</li>
	<li>Positionnez les animaux à un angle de 45° dans un plan incliné. Les couvercles de barres câblées des cages de souris sont utilisés (Figure 2). REMARQUE: Le positionnement de l’animal à un angle de 45 ° permet une meilleure visualisation de l’ouverture trachéale sans l’interférence de l’épiglotte.</li>
	<li>Prenez une pointe de pipette à angle long qui est utilisée pour charger les gels western blot. Coupez la base de la pointe de la pipette à l’aide d’une lame chirurgicale afin qu’elle s’insère bien dans la pointe de la seringue de 1 cc.</li>
	<li>Utilisez la seringue stérile de 1 mL insérée dans une pointe de pipette à long angle pour délivrer 30 à 50 μL de la substance dans les poumons. Inverser la seringue et aspirer près de 0,9 cc d’air dans la seringue de 1 mL reliée à l’embout de la pipette suivie du colorant ou de la substance à délivrer. Cela permet à l’air derrière le colorant d’être poussé dans la trachée après l’administration du colorant, comme le montre la figure 3. L’administration intratrachéale est réalisée en visualisant la lumière laryngée (cordes vocales) et en insérant la pointe de la pipette montée sur une seringue dans la lumière trachéale.</li>
	<li>Utilisez le spéculum de l’otoscope pour tenir la langue et exposer les cordes vocales. Le spéculum joue le rôle de lame d’un laryngoscope. Pliez la pointe de la pipette à un angle de 30° pour faciliter l’introduction de l’agent à travers le spéculum en forme de cône dans l’ouverture trachéale.</li>
	<li>Introduisez la pointe de la pipette dans l’ouverture trachéale jusqu’à environ 2 mm au-delà des cordes vocales. Poussez le piston de la seringue pour administrer le colorant ou le médicament à travers le spéculum de l’otoscope opératoire, comme illustré à la figure 3. L’introduction d’air dans les poumons peu de temps après l’administration de l’agent empêche la substance de revenir dans la cavité laryngée.</li>
	<li>Après avoir administré au chiot le colorant ou une solution saline normale, placez les chiots sur un coussin chauffant à liquide circulant intégré (38 ° C) jusqu’à ce que leurs mouvements respiratoires soient réguliers. Après une récupération complète de l’anesthésie, réunissez les chiots avec la mère.</li>
</ol>5. Caractérisation de la prestation de l’ITI
<ol><li>Après ITI, euthanasier les ratons en leur donnant une anesthésie excessive (Kétamine 100 mg/kg et Xylazine 10 mg/kg) / thiopenttone suivie d’une exsanguination à un moment approprié après l’administration. L’euthanasie a été réalisée dans le cadre de l’expérience pour prélever du tissu pulmonaire afin de démontrer l’efficacité.</li>
	<li>Fixez le rat euthanasié sur une planche de dissection et essuyez la poitrine et l’abdomen avec de l’alcool éthylique à 70%.</li>
	<li>Pour évaluer la distribution du colorant dans l’ensemble des poumons, retirer les poumons de l’animal à l’aide d’une technique stérile et afficher les poumons comme il convient pour l’imagerie (figure 4A, B).</li>
</ol>

<ol><li>Prakash, Y. S. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease">https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease</a> (2020).</li>
<li>Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transoral+intratracheal+inoculation+method+for+use+with+neonatal+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats.</a> Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).</li>
<li>Pinkerton, K. E., Crapo, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPinkerton%2C+KE+%22Toxicology+of+Inhaled+Materials+Handbook+of+Experimental+Pharmacology%22">Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology</a>. Witschi, H., Brain, J. D. 95, Springer, Berlin. 259-285 (1985).</li>
<li>Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Looking+ahead%3A+where+to+next+for+animal+models+of+bronchopulmonary+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia.</a> Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).</li>
<li>Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+defenses+in+neonates%3A+Effects+of+bronchial+lavage+fluids+from+adult+and+neonatal+rabbits+on+superoxide+production+by+their+alveolar+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Reticuloendothelial+Society%22%5BJournal%5D)">Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages.</a> Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).</li>
<li>Grayson, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controls+for+lung+dendritic+cell+maturation+and+migration+during+respiratory+viral+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection.</a> Journal of Immunology. 179 (3), Baltimore, Md. 1438-1448 (2007).</li>
<li>Moreira, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+delivery+of+human+umbilical+cord+Wharton%27s+jelly+mesenchymal+stromal+cells+restores+lung+alveolarization+and+vascularization+in+experimental+bronchopulmonary+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton's jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia.</a> Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).</li>
<li>Bar-Haim, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interrelationship+between+dendritic+cell+trafficking+and+Francisella+tularensis+dissemination+following+airway+infection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathogens%22%5BJournal%5D)">Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection.</a> PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211(2008).</li>
<li>Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+comparison+of+intranasal+and+intratracheal+administration+of+coarse+PM+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Integrative+Pharmacology%2C+Toxicology+and+Genotoxicology%22%5BJournal%5D)">A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse.</a> Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).</li>
<li>Guerra, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-tracheal+administration+of+a+naked+plasmid+expressing+stromal+derived+factor-1+improves+lung+structure+in+rodents+with+experimental+bronchopulmonary+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Respiratory+Research%22%5BJournal%5D)">Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia.</a> Respiratory Research. 20 (1), 255(2019).</li>
<li>Thomas, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+particle+size+on+the+pathology+and+efficacy+of+vaccination+in+a+murine+model+of+inhalational+anthrax%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax.</a> Journal of Medical Microbiology. 59, Pt 12 1415-1427 (2010).</li>
<li>Sakurai, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+combination+of+the+aerosolized+PPAR-%CE%B3+agonist+pioglitazone+and+a+synthetic+surfactant+protein+B+peptide+mimic+prevents+hyperoxia-induced+neonatal+lung+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neonatology%22%5BJournal%5D)">A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats.</a> Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).</li>
<li>Rayamajhi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-surgical+intratracheal+instillation+of+mice+with+analysis+of+lungs+and+lung+draining+lymph+nodes+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry.</a> Journal of Visualized Experiments. (51), e2702(2011).</li>
<li>Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+distribution+of+particles+given+by+intratracheal+instillation+or+by+aerosol+inhalation%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Research%22%5BJournal%5D)">Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation.</a> Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).</li>
<li>Pritchard, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+distribution+of+dust+in+the+rat+lung+following+administration+by+inhalation+and+by+single+intratracheal+instillation%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Research%22%5BJournal%5D)">The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation.</a> Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).</li>
<li>Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deposition+of+particles+in+the+lungs+of+infant+and+adult+rats+after+direct+intratracheal+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration.</a> Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).</li>
<li>Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surfactant+improves+lung+function+and+morphology+in+newborn+rabbits+with+meconium+aspiration%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+of+the+Neonate%22%5BJournal%5D)">Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration.</a> Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).</li>
<li>Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+device+for+intratracheal+injections+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A simple device for intratracheal injections in rats.</a> Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).</li>
<li>Carlon, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+gene+transfer+into+the+mouse+lung+by+fetal+intratracheal+injection+of+rAAV2%2F6.2%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy%3A+The+Journal+of+the+American+Society+of+Gene+Therapy%22%5BJournal%5D)">Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2.</a> Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).</li>
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<li>Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung-injury+depresses+glutamatergic+synaptic+transmission+in+the+nucleus+tractus+solitarii+via+discrete+age-dependent+mechanisms+in+neonatal+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats.</a> Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li>
<li>Kim, Y. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratracheal+transplantation+of+mesenchymal+stem+cells+simultaneously+attenuates+both+lung+and+brain+injuries+in+hyperoxic+newborn+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Research%22%5BJournal%5D)">Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats.</a> Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).</li>
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<li>Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+rodent+and+nonrodent+laryngeal+and+tracheal+bifurcation+sensitivities+in+inhalation+toxicity+studies+and+their+relevance+for+human+exposure%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicologic+Pathology%22%5BJournal%5D)">A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure.</a> Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’instillation intratrachéale est une excellente méthode qui offre plusieurs avantages par rapport aux méthodes existantes pour les interventions contre les maladies respiratoires ainsi que pour le développement de modèles de maladies. C’est une méthode rapide et avec de l’expérience, peut être effectuée avec une vitesse moyenne de 2-3 minutes par animal. Les considérations clés pour une intubation réussie sont une sédation correcte de l’animal, son positionnement correct, en particulier la tête, ainsi que la profondeur ...

Les nouveau-nés nés prématurément ont des poumons peu développés nécessitant de nombreuses thérapies interventionnelles telles que la ventilation à long terme. Ces interventions exposent les nouveau-nés survivants à un risque élevé de séquelles ultérieures1. Les modèles animaux expérimentaux constituent un outil important pour simuler diverses maladies, étudier la pathobiologie des maladies et évaluer les interventions thérapeutiques. Même si un large éventail de modèles animaux allant des souris, des rats et des lapins aux agneaux et aux porcs prématurés est disponible, les souris et les rats sont les plus utilisés. 
Le principal avantage de l’utilisation de souris et de rats est la période de gestation relativement courte et le coût réduit. Ils sont également facilement disponibles, faciles à entretenir dans des environnements exempts de maladies, génétiquement homogènes et ont relativement moins de préoccupations éthiques 2,3. Un autre avantage majeur du modèle rongeur est qu’à la naissance, le chiot néonatal est au stade canaliculaire tardif / sacculaire précoce du développement pulmonaire, ce qui est morphologiquement équivalent au poumon d’un nourrisson humain néonatal prématuré de 24 semaines développant une dysplasie bronchopulmonaire4. De plus, comme leur développement pulmonaire progresse rapidement jusqu’à son achèvement dans les 4 premières semaines de vie, il est possible d’étudier la maturation pulmonaire postnatale dans un délai raisonnable4. Malgré ces avantages, la petite taille des souris et des ratons est une source de préoccupation pour diverses interventions, ce qui oblige la plupart des chercheurs à utiliser des animaux adultes plutôt que des chiots5. Les poumons néonatals sont à un stade de développement et la réponse d’un nouveau-né à un agent incitant diffère de celle d’un adulte. Il est donc approprié d’utiliser des modèles animaux néonatals pour étudier les maladies néonatales humaines.
Il existe différentes méthodes pour administrer des médicaments / agents biologiques au poumon. Cela comprend l’instillation intranasale 6,7 ou intratrachéale 8,9,10 ainsi que l’inhalation d’aérosols11,12. Chaque approche a ses propres défis techniques, avantages et limites13. La voie intratrachéale d’administration d’agents thérapeutiques est préférable pour étudier l’impact thérapeutique direct dans l’organe en contournant les effets systémiques. Cette voie pourrait également être utilisée pour étudier la pathologie pulmonaire causée par des agents incitants. Il existe des techniques invasives et mini-invasives pour ce faire et est facile à effectuer chez les adultes. Cependant, chez les chiots, en raison de la petite taille de l’animal, il existe des défis techniques associés au processus d’intubation. La présente étude présente une méthode d’instillation intratrachéale (ITI) simple, cohérente et non chirurgicale chez les ratons qui pourrait être utilisée pour étudier l’efficacité de diverses interventions thérapeutiques néonatales ainsi que pour générer des modèles animaux simulant des maladies respiratoires néonatales.

<table><tbody><tr><td>Evans Blue colorant</td><td>Sigma-Aldrich, St Louis, MO, États-Unis</td><td>314-13-6</td><td>Confirmation de l’administration du médicament dans les poumons Chlorhydrate de</td></tr><tr><td>kétamine</td><td>Hospira. Inc, Lake Forest, IL, États-Unis</td><td>Dispensé d’un établissement de soins aux animaux</td><td>Pour la sédation</td>Utilisation de</tr><tr><td>l’otoscope</td><td>Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, États-Unis</td><td>21770- 3,5 V</td><td>Pour la visualisation des cordes vocales</td></tr><tr><td>Otoscope Poignée rechargeable</td><td>Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, États-Unis</td><td>71050-C</td><td></td></tr><tr><td>Pointe de pipette (chargement de gel)</td><td>Fisherbrand</td><td>02-707-139</td><td>Administration du médicament</td></tr><tr><td>Plate-forme de contention (plan incliné)</td><td>Établissement de soins</td><td>aux animaux Dispensé de l’établissement de soins aux animaux</td><td>Le toit câblé de la cage des souris peut être utilisé</td></tr><tr><td>3M Micropore Surgical White Paper (ruban adhésif)</td><td>3M, St. Paul, MN, USA</td><td>1530-2</td><td></td></tr><tr><td>Luer Lock SeringuesSeringues (1 ml)</td><td>BD Franklin Lakes, NJ , USA</td><td>NBD2515</td><td>Administration du médicament</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Hospira. Inc, Lake Forest, IL, États-Unis</td><td></td><td>Pour la sédation</td></tr></tbody></table>

une méthode mini-invasive pour l’instillation intratrachéale de médicaments chez les rongeurs néonatals pour traiter les maladies pulmonaires

A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease

Le traitement du rongeur néonatal avec des médicaments instillés directement dans la trachée pourrait servir d’outil précieux pour étudier l’impact d’un médicament administré localement. Cela a un impact translationnel direct car les tensioactifs et les médicaments sont administrés localement dans les poumons. Bien que la littérature compte de nombreuses publications décrivant l’intubation transorale mini-invasive de souris et de rats adultes dans des expériences thérapeutiques, cette approche chez les ratons néonatals fait défaut. La petite taille de la région orotrachéale / pharynx chez les chiots rend difficile la visualisation de la lumière laryngée (cordes vocales), contribuant au taux de réussite variable de l’administration intratrachéale de médicaments. Nous démontrons par la présente une intubation orale efficace du chiot de rat néonatal - une technique non traumatique et peu invasive, de sorte qu’elle peut être utilisée pour l’administration en série de médicaments. Nous avons utilisé un otoscope de fonctionnement avec un système d’éclairage et une lentille grossissante pour visualiser l’ouverture trachéale des nouveau-nés de rat. Le médicament est ensuite instillé à l’aide d’une seringue de 1 mL reliée à une pointe de pipette. La précision de la méthode d’administration a été démontrée en utilisant l’administration de colorant bleu Evans. Cette méthode est facile à former et pourrait servir de moyen efficace d’instiller des médicaments dans la trachée. Cette méthode pourrait également être utilisée pour l’administration d’inoculum ou d’agents pour simuler des conditions pathologiques chez les animaux et, également, pour des stratégies de traitement cellulaires pour diverses maladies pulmonaires.

L’instillation du bleu d’Evans a révélé une distribution multifocale du colorant impliquant tous les lobes pulmonaires (Figure 4A,B). Notre résultat, tel que illustré à la figure 4, démontre l’efficacité de la distribution à tous les lobes. La photo est prise immédiatement après l’ITI du colorant dans la trachée. Une efficacité de 100% a été obtenue en instillant le colorant dans la trachée, suivie de sa propagation dans tous les lobes des deux ...

Cette technique consistant à instiller des médicaments directement dans la trachée des rongeurs néonatals est importante pour étudier l’impact des médicaments ou des produits biologiques administrés localement sur les maladies pulmonaires néonatales. En outre, cette méthode peut également être utilisée pour induire des lésions pulmonaires dans des modèles animaux.

Une méthode mini-invasive pour l’instillation intratrachéale de médicaments chez les rongeurs néonatals pour traiter les maladies pulmonaires

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered ...

Ce protocole démontre qu’il est possible d’inculquer du matériel de recherche dans la trachée des ratons néonatals, âgés de cinq jours, par visualisation directe. Cette méthode améliore la fiabilité de l’administration de matériel de recherche ou de médicament dans la trachée par visualisation directe. En évitant l’injection dans la trachée, cette méthode réduit la douleur et, plus important encore, les saignements dans la trachée, ce qui permet une meilleure survie.Le développement de compétences fines est nécessaire pour effectuer ce protocole, y compris le positionnement approprié de l’animal, l’utilisation correcte de l’autoscope opératoire pour visualiser les cordes vocales et l’efficacité de l’administration dans les poumons. Tara Sudhadevi, une boursière postdoctorale de mon laboratoire, et Alison Ha, une étudiante diplômée, feront la démonstration de la procédure. Avant de commencer l’expérience, confirmez une perte du réflexe de queue et de pédale chez un rat anesthésié de cinq jours et utilisez du ruban d’étiquetage de laboratoire pour retenir le chiot en position couchée sur une plate-forme plate inclinée à 45 degrés.Utilisez une pince émoussée pour tirer doucement la langue d’un côté et, à l’aide d’un spéculum d’otoscope de deux millimètres de diamètre, maintenez doucement la langue en place pour que le larynx soit visible. En utilisant l’otoscope opératoire avec le spéculum de la bonne taille, localisez les cordes vocales à travers la lentille grossissante de l’otoscope. Pour l’instillation intratrachéale, chargez une seringue d’un millilitre équipée d’une pointe de pipette à long angle et chargée de gel avec 0,9 centimètre cube d’air, suivie de 30 à 50 microlitres de la substance d’intérêt.Pliez la pointe de la pipette à un angle de 30 degrés et insérez la pointe de la pipette chargée à travers le spéculum à environ deux millimètres au-delà des cordes vocales. Poussez le piston de la seringue pour administrer la substance d’intérêt et l’air à travers le spéculum dans les cordes vocales. Lorsque toute la substance a été administrée, placez le chiot sur un coussin chauffant à liquide circulant intégré de 38 degrés Celsius avec surveillance jusqu’à la respiration régulière, avant de réunir le chiot avec le barrage.Pour évaluer la distribution de la substance dans un échantillon de tissu pulmonaire, essuyez la poitrine et l’abdomen des ratons euthanasiés avec de l’alcool éthylique à 70% et utilisez une technique stérile pour enlever les poumons selon les protocoles standard pour leur évaluation visuelle. Dans cette étude, l’efficacité de la technique d’instillation intra-trachéale a été évaluée par un examen visuel du tissu pulmonaire prélevé sur un chiot rat de cinq jours instillé avec du colorant bleu Evans. L’instillation était presque efficace à 100%, car le colorant s’est répandu dans le poumon immédiatement après l’administration et distribué sur tous les lobes du tissu pulmonaire.Le colorant n’a été observé dans aucun tissu à l’extérieur des poumons, confirmant la capacité de la technique à être utilisée pour l’administration sélective d’un traitement d’intérêt pour les poumons. Placer l’animal initialement à l’angle correct sur une surface ferme est essentiel pour le succès de l’étape suivante de visualisation des cordes vocales à l’aide de l’autoscope de fonctionnement.

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Une nouvelle approche chirurgicale pour l&#39;administration intratrachéale d&#39;agents bioactifs dans un modèle de souris fœtale

Cette vidéo montre l’établissement d’une infection pulmonaire chez un modèle de rongeur immunocompétent par intubation et installation de suspensions bactériennes dans les lobes pulmonaires. Ce modèle permet d’étudier l’efficacité antibactérienne chez des animaux immunocompétents.

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Le but de cet article est de décrire une méthode raffinée d’intubation de la souris de laboratoire. La méthode est non invasive et, par conséquent, idéale pour les études qui nécessitent une surveillance en série de la fonction respiratoire et / ou l’instillation des traitements dans le poumon.

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Décrit est un protocole pour effectuer la transplantation intratrachéale des cellules stromales mésenchymales (MSCs) par injection intratrachéale dans les rats néonatals terme. Cette technique est une option cliniquement viable pour l’administration de cellules souches et de médicaments dans les poumons néonatals de rat pour évaluer leur efficacité.

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Ce protocole montre comment le positionnement optimal d’une souris et l’insertion transorale d’un otoscope basé sur une caméra permettent de visualiser la glotte, une intubation rapide avec un traumatisme tissulaire minimal et une distribution constante de liquide dans les poumons.

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Dans cette étude, une technique d’instillation endotrachéale non invasive a démontré le développement d’AL chez les rats à l’aide d’un laryngoscope basique pour garantir une livraison précise de LPS aux poumons. Le LPS est injecté via un tube endotrachéal à l’aide d’un laryngoscope. L’ampleur de la lésion pulmonaire est évaluée à plusieurs moments.

Administration endotrachéale non invasive de lipopolysaccharide pour induire une lésion pulmonaire aiguë chez les rongeurs

Découvrez une méthode mini-invasive pour l'instillation intratrachéale chez les rongeurs néonatals. Cette technique par visualisation directe améliore la fiabilité, réduit la douleur et le saignement, et augmente les taux de survie.

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Une méthode mini-invasive pour l’instillation intratrachéale de médicaments chez les rongeurs néonatals pour traiter les maladies pulmonaires

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