Name: Modèle transuté d’occlusion trachéale foetale chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 31 s
Description: Découvrez la technique d'occlusion trachéale fœtale chez la souris pour étudier la hernie diaphragmatique congénitale et le développement pulmonaire. Cette méthode réversible réduit la mortalité animale et les coûts.

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Cette recherche n’a reçu aucune subvention spécifique d’organismes de financement des secteurs public, commercial ou sans but lucratif. Tous les auteurs ont apporté des contributions substantielles à la conception et à la conception de l’étude, à l’acquisition, à l’analyse et à l’interprétation des données, à la rédaction de l’article et à sa révision pour le contenu intellectuel important et l’approbation finale de la version à soumettre. Les auteurs remercient Can Sabuncuoğlu pour ses efforts aimables sur la production de l’œuvre d’art de la technique chirurgicale.

Toutes les expériences ont été conformes au Guide national de la santé pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (NIH Publications no 80023, révisé en 1978). La procédure a été approuvée avec le protocole IACUC #2016-0068 par le Cincinnati Children’s Research Foundation Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Préparation
<ol><li>Pour accoupler les souris C57BL/6 de type sauvage assorties à l’âge, placez-les dans la même cage à 18 h.m et séparez-les à 9 h.m le lendemain.</li>
	<li>Pour déterminer le jour embryonnaire 0 (E0), regardez la fiche vaginale, qui a une zone extérieure homogène attachée à la paroi vaginale et une zone intérieure qui est fibreuse et comprend quelques spermatozoa qui forment des masses emmêlés mélangés avec les fibres du matériau plug.</li>
	<li>Enregistrez le poids des souris au moment de l’accouplement.</li>
	<li>Re-peser les souris sur E10 pour assurer la grossesse en cours.</li>
	<li>Effectuer la chirurgie sur E16.5 (stade canaliculaire précoce).</li>
	<li>Stériliser les instruments qui vont être utilisés pendant la chirurgie: ciseaux, porte-aiguilles, pinces, pinces, couteaux chirurgicaux et poignées.</li>
	<li>Préchauffer la plate-forme chirurgicale à 24 °C et préparer la solution saline chaude (24 °C) avant la chirurgie.</li>
	<li>Créez un environnement chaud pour la récupération et laissez les aliments humides à l’intérieur de la cage pour l’alimentation précoce.</li>
	<li>Restez avec les animaux opérés jusqu’à ce qu’ils puissent se nourrir eux-mêmes.</li>
	<li>Gardez les souris opérées seules dans leurs cages individuelles après l’opération.</li>
</ol>2. Anesthésie
<ol><li>Appliquer sous-cutanée 0,1 mg/kg de buprénorphine sur les mères enceintes 1 h avant l’intervention.</li>
	<li>Utiliser inhalé 5 mL/h d’isoflurane pour l’induction et 2 mL/h en continu pendant la procédure d’anesthésie.</li>
	<li>Surveiller les mouvements des mentons des souris enceintes.</li>
</ol>3. Laparotomie
<ol><li>Nettoyez la surface abdominale avec de l’alcool et de la povidone-iode. Maintenir des conditions stériles tout au long de l’opération.</li>
	<li>Effectuer une incision verticale pour la laparotomie des mères enceintes. Couper toutes les couches séparément.</li>
	<li>Identifier les cornes utérine de chaque côté.</li>
	<li>Déterminer les fœtus candidats à la chirurgie. REMARQUE : N’œlez pas sur les fœtus les plus proches du vagin.</li>
	<li>Opérer sur deux fœtus dans chaque corne utérine s’il y a un nombre même de fœtus de chaque côté (4 la plupart du temps), et sur 1 fœtus dans chaque corne utérine s’il y a un nombre impair de l’utérus(3 la plupart du temps).</li>
</ol>4. Occlusion trachéale
<ol><li>Utilisez des loupes 2,5 x pour la visualisation.</li>
	<li>Placez la corne utérine d’une manière transversale.</li>
	<li>Prenez les chiots, orientés vers le haut, entre deux doigts en utilisant les yeux des chiots et la queue comme un guide pour positionner le fœtus.</li>
	<li>Appliquer une pression douce sur la tête du chiot pour permettre l’extension de la tête et donc, la visualisation du cou.</li>
	<li>Utilisez une suture de polypropylène de 6,0 avec une aiguille atraumatique pour effectuer TO (Figure 1). Gardez le placenta sur le côté et loin des points d’entrée et de sortie de l’aiguille.</li>
	<li>Insérez l’aiguille transversalement à travers le côté de l’utérus loin du placenta à travers la partie antérieure 1/3rd du cou.</li>
	<li>Déplacez doucement l’aiguille jusqu’à la ligne médiane du cou et dirigez-la vers la partie antérieure, puis sortez du cou entre la trachée et en face de la gaine et de l’utérus carotides.</li>
	<li>Nouez la suture, en prenant soin de maintenir l’intégrité des membranes et de la paroi utérine, et de garder le cordon ombilical en toute sécurité pendant le nouage.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61772/61772fig01.jpg"> Figure 1: Occlusion trachéale. (A) La suture transuté marine passant par le cou. (B) Représentation schématique des structures après le passage de la suture à travers et avant le nœud. Abréviations: C = Artère carotide; J = Veine jugulaire; T =Trachée; E = Œsophage; V = Vertèbre. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61772/61772fig01large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
5. Fermeture abdominale de mur
<ol><li>Remplacer la corne utérine dans l’abdomen.</li>
	<li>Injecter 2 mL de solution saline stérile chaude dans la cavité péritonéale avant la fermeture.</li>
	<li>Mettez une suture de polyglactine 5/0 en cours d’exécution pour fermer la paroi abdominale, et fermez la peau avec une suture de soie non courante.</li>
	<li>Appliquer 0,1 mg/kg de buprénorphine intrapénitéralement pour l’analgésie, et permettre la récupération du barrage dans un incubateur chaud.</li>
</ol>6. Récolte
<ol><li>Appliquer l’anesthésie sur la mère enceinte, et récolter tous les fœtus à E18,5 par césarienne.</li>
	<li>Vérifiez la viabilité des fœtus en observant les mouvements des fœtus.</li>
	<li>Utilisez au moins deux techniques différentes pour l’euthanasie : l’insufflation de dioxyde de carbone et la dislocation cervicale.</li>
	<li>Enlever les corps selon la réglementation du laboratoire vétérinaire.</li>
	<li>Pesez tous les fœtus.</li>
	<li>Effectuer une incision verticale sur le thorax pour la thoracotomie pour enlever les poumons.</li>
	<li>Disséquer les poumons des embryons et les peser pour calculer le rapport poids total poumon/corps (LBWR = (poids du poumon gauche + poids du poumon droit)/poids corporel x100).</li>
</ol>7. Histologie
<ol><li>Congelez les tissus dans de l’azote liquide, un composé optimal de température de coupe et de la glace sèche.</li>
	<li>Couper les échantillons en sections de 10 μm à l’aide d’un cryostat et les monter sur des glissières recouvertes de polylysine.</li>
	<li>Cuire les diapositives à 60 °C pendant la nuit et tacher les glissières cuites au four avec de l’hématoxyline et de l’éosine avant de les monter pour l’acquisition d’images à 10-20 x grossissement à l’aide d’un microscope à champ large.</li>
</ol>8. Traitement des tissus pour les analyses des protéines et de l’ADN
<ol><li>Congelez les poumons foetaux disséqués et homogénéisez-les dans 300 μL de tampon d’analyse de radioimmunoprécipation. Centrifugeuse à 4 °C pendant 5 min à 18 000 × g.</li>
	<li>Extraire et quantifier les protéines, l’ADN etl’ARN 10,12.</li>
</ol>

<ol><li>Wright, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+PaedSurg+Research+Collaboration.+Management+and+outcomes+of+gastrointestinal+congenital+anomalies+in+low%2C+middle+and+high+income+countries%3A+protocol+for+a+multicentre%2C+international%2C+prospective+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22BMJ+Open%22%5BJournal%5D)">Global PaedSurg Research Collaboration. Management and outcomes of gastrointestinal congenital anomalies in low, middle and high income countries: protocol for a multicentre, international, prospective cohort study.</a> BMJ Open. 9, 030452(2019).</li>
<li>Aydin, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+approach+for+prenatally+diagnosed+congenital+anomalies+that+requires+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Turkish+Clinics+Journal+of+Gynecology+and+Obstetrics%22%5BJournal%5D)">Current approach for prenatally diagnosed congenital anomalies that requires surgery.</a> Turkish Clinics Journal of Gynecology and Obstetrics. 27, 193-199 (2016).</li>
<li>Nolan, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhage+after+on-ECMO+repair+of+CDH+is+equivalent+for+muscle+flap+and+prosthetic+patch%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Hemorrhage after on-ECMO repair of CDH is equivalent for muscle flap and prosthetic patch.</a> Journal of Pediatric Surgery. 54 (10), 2044-2047 (2019).</li>
<li>Aydin, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Congenital+diaphragmatic+hernia%3A+the+good%2C+the+bad%2C+and+the+tough%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Surgery+International%22%5BJournal%5D)">Congenital diaphragmatic hernia: the good, the bad, and the tough.</a> Pediatric Surgery International. 35 (3), 303-313 (2019).</li>
<li>Aydın, E., Özler, O., Burns, P., Lim, F. Y., Peiró, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+congenital+diaphragmatic+hernia-associated+musculoskeletal+deformities%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Surgery+International%22%5BJournal%5D)">Left congenital diaphragmatic hernia-associated musculoskeletal deformities.</a> Pediatric Surgery International. 35 (11), 1265-1270 (2019).</li>
<li>Aydın, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((When+primary+repair+is+not+enough%3A+a+comparison+of+synthetic+patch+and+muscle+flap+closure+in+congenital+diaphragmatic+hernia%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Surgery+International%22%5BJournal%5D)">When primary repair is not enough: a comparison of synthetic patch and muscle flap closure in congenital diaphragmatic hernia.</a> Pediatric Surgery International. 36 (4), 485-491 (2020).</li>
<li>Wilson, M., Difiore, J. W., Peters, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+fetal+tracheal+ligation+prevents+the+pulmonary+hypoplasia+associated+with+fetal+nephrectomy%3A+Possible+application+for+congenital+diaphragmatic+hernia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Experimental fetal tracheal ligation prevents the pulmonary hypoplasia associated with fetal nephrectomy: Possible application for congenital diaphragmatic hernia.</a> Journal of Pediatric Surgery. 28 (11), 1433-1440 (1993).</li>
<li>Mudri, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+tracheal+occlusion+on+Wnt+signaling+in+a+rabbit+model+of+congenital+diaphragmatic+hernia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">The effects of tracheal occlusion on Wnt signaling in a rabbit model of congenital diaphragmatic hernia.</a> Journal of Pediatric Surgery. 54 (5), 937-944 (2019).</li>
<li>Khan, P. A., Cloutier, M., Piedboeuf, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+occlusion%3A+a+review+of+obstructing+fetal+lungs+to+make+them+grow+and+mature%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Medical+Genetics.+Part+C%2C+Seminars+in+Medical+Genetics%22%5BJournal%5D)">Tracheal occlusion: a review of obstructing fetal lungs to make them grow and mature.</a> American Journal of Medical Genetics. Part C, Seminars in Medical Genetics. 145 (2), 125-138 (2007).</li>
<li>Chomczynski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reagent+for+the+single-step+simultaneous+isolation+of+RNA%2C+DNA+and+proteins+from+cell+and+tissue+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">A reagent for the single-step simultaneous isolation of RNA, DNA and proteins from cell and tissue samples.</a> Biotechniques. 15 (3), 532-537 (1993).</li>
<li>Beurskens, N., Klaassens, M., Rottier, R., De Klein, A., Tibboel, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linking+animal+models+to+human+congenital+diaphragmatic+hernia%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Research+Part+A%3A+Clinical+and+Molecular+Teratology%22%5BJournal%5D)">Linking animal models to human congenital diaphragmatic hernia.</a> Birth Defects Research Part A: Clinical and Molecular Teratology. 79 (8), 565-572 (2007).</li>
<li>Varisco, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excessive+reversal+of+epidermal+growth+factor+receptor+and+ephrin+signaling+following+tracheal+occlusion+in+rabbit+model+of+congenital+diaphragmatic+hernia%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Excessive reversal of epidermal growth factor receptor and ephrin signaling following tracheal occlusion in rabbit model of congenital diaphragmatic hernia.</a> Molecular Medicine. 22, 398-411 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cette méthode décrit une procédure chirurgicale d’occlusion trachéale foetale chez la souris et son impact sur le développement de poumon. Il y a quelques étapes critiques dans le protocole qui devraient être soigneusement exécutées pour réussir TO. La chaleur de la plate-forme sur laquelle la chirurgie a lieu et la solution saline introduite dans la cavité péritonéale est cruciale pour la progression de la grossesse. En outre, une légère pression doit être appliquée sur la tête des chiots pour assurer l’exposition du co...

L’hernie diaphragmatique congénitale (CDH) se produit dans 1:2500 grossesses et a comme résultat l’hypoplasie pulmonaire et l’hypertension pulmonairenéonatale 1,2,3,4,5,6. L’occlusion trachéale foetale (TO) est une thérapie prénatale établie dans les patients graves de CDH impliquant la fetoscopy dans la semaine gestationnelle 26-30e dans laquelle un ballon est placé juste au-dessus de la carina et puis enlevé dans la semaine gestationnelle de 32nd. Ce TO temporaire induit la croissance pulmonaire fœtale et améliore la survie. Le syndrome congénital d’obstruction de voie aérienne élevée est une condition mortelle liée à l’hyperplasie pulmonaire, qui a inspiré des chirurgiens pour exécuter l’occlusion artificielle de la trachée pour favoriser la conservation du fluide épithélial sécrété. Cette occlusion a augmenté la pression luminaire et induit la croissance pulmonaire7. Cependant, l’occlusion devrait être inversée pour permettre la maturation épithéliale de cellules.
Divers modèles animaux de CDH et TO - ovine, lapin, rat et souris - ont été développés pour comprendre la pathophysiologie du CDH et du TO. Tous ont leurs propres avantages et inconvénients tels que la difficulté de la technique, la taille de l’animal, le coût, les taux de mortalité élevés, et la disponibilité des outils génétiques. Bien que la technique chirurgicale utilisée pour le modèle de l’ovine soit très similaire à celle utilisée chez l’homme et pourrait être inversée, les principaux inconvénients de ce modèle sont les dépenses de l’animal, la longue période gestationnelle et le nombre limité de chirurgies possibles. Le modèle lapin a une période gestationnelle plus courte et est moins cher que le modèle de mouton. Cependant, le modèle de lapin est irréversible8,9. Le modèle murin a le coût le plus bas, le plus grand nombre de foetus par grossesse, le génome le mieux caractérisé, et des outils largement disponibles pour des analyses cellulaires et moléculaires. Cependant, un inconvénient clé est le manque de réversibilité du TO, empêchant la pleine compréhension de l’impact de TO. Dans ce cas, une méthode est présentée qui combine tous les avantages des modèles mentionnés précédemment et crée un modèle facile, potentiellement réversible, et peu envahissant de rongeur TO.

<table><tbody><tr><td>Buprénorphine&nbsp ;</td><td>Par Pharmaceutical</td><td>NDC 42023-179-05</td><td>Pour l’anesthésie régionale</td></tr><tr><td>Isoflurane&nbsp ;</td><td>&nbsp ; Halocarbon Life Sciences</td><td>NDC 66794-017-25</td><td>Pour l’anesthésie générale</td></tr><tr><td>Lunettes grossissantes</td><td>USA Medical-Surgical</td><td>SLR-250LBLK</td><td>Au moins 2,5x</td></tr><tr><td>Nikon 90i microscope</td><td>Nikon</td><td>3417</td><td>Motorized Fluorescence</td></tr><tr><td>Nucleospin Tissue Kit&nbsp ;</td><td>Macherey-Nagel, D&uuml ; ren, Allemagne</td><td>740952.5</td><td>Isolement de l’ADN</td></tr><tr><td>Kit de dosage des protéines Pierce BCA&nbsp ;</td><td>Thermo Fisher, IL, USA</td><td>23225</td><td>Quantification des protéines</td></tr><tr><td>Suture polyglactine</td><td>Ethicon</td><td>VCP451H</td><td>4-0, 24 mm, coupe</td></tr><tr><td>Lames de polylysine&nbsp ;</td><td>VWR&nbsp ;</td><td>48382-117</td><td>Lames d’adhérence pour microscope</td></tr><tr><td>Suture en polypropylène</td><td>Ethicon</td><td>Y432H</td><td>6-0, 13 mm 1/2c Tampon</td></tr><tr><td>RIPA conique&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich, Missouri, USA</td><td>R0278-50ml</td><td>Isolation des protéines</td></tr><tr><td>Suture en soie</td><td>Ethicon</td><td>VCP682G</td><td>4-0, 24 mm, coupe</td></tr><tr><td>Trizol&nbsp ;</td><td>Invitrogen&nbsp ;</td><td>15596026</td><td>Isolement de l’ARN</td></tr></tbody></table>

modèle transuté d’occlusion trachéale foetale chez la souris

Transuterine Fetal Tracheal Occlusion Model in Mice

L’occlusion trachéale foetale (TO), une modalité établie de traitement, favorise la croissance et la survie foetales de poumon dans l’hernie diaphragmatique congénitale grave (CDH). Après to, la rétention du fluide épithélial sécrété augmente la pression luminaire et induit la croissance pulmonaire. Divers modèles animaux ont été définis pour comprendre la pathophysiologie du CDH et du TO. Tous ont leurs propres avantages et inconvénients tels que la difficulté de la technique, la taille de l’animal, le coût, les taux de mortalité élevés, et la disponibilité des outils génétiques. Ci-après, un nouveau modèle transuté de to fœtal murin est décrit. Les souris enceintes ont été anesthésiés, et l’utérus exposé par une laparotomie de midline. La trachée des foetus choisis ont été ligated avec une suture transutéine simple placée derrière la trachée, une artère carotide, et une veine jugulaire. Le barrage a été fermé et a été autorisé à récupérer. Des foetus ont été rassemblés juste avant la parturition. Le rapport poumon/poids corporel chez les fœtus TO était plus élevé que celui des fœtus de contrôle. Ce modèle fournit aux chercheurs un nouvel outil pour étudier l’impact de la to et de la pression luminaire accrue sur le développement pulmonaire.

Cette étude a examiné 37 fœtus : 20 (54,1 %) comme TO contre 17 (45,9%) comme contrôle. Comme la trachée ne pouvait pas être occluse chez 4 fœtus du groupe TO, ils ont été exclus de l’étude. Il n’y avait aucune différence significative dans la mortalité dans les deux groupes : 4 foetus (25%) dans le groupe TO et 2 fœtus (12%) dans le groupe témoin (p=0,334, rapport de cotes (OR) 2,5, intervalle de confiance de 95 % (IC) 0,39-16,05). Le poids corporel moyen, le poids pulmonaire et le rappo...

Divers modèles animaux d’hernie diaphragmatique congénitale et d’occlusion trachéale fœtale présentent des avantages et des inconvénients en ce qui concerne les questions éthiques, le coût, la difficulté chirurgicale, la taille, les taux de survie et la disponibilité des outils génétiques. Ce modèle fournit un nouvel outil pour étudier l’impact de l’occlusion trachéale et de la pression luminaire accrue sur le développement pulmonaire.

Modèle transuté d’occlusion trachéale foetale chez la souris

Fetal tracheal occlusion (TO), an established treatment modality, promotes fetal lung growth and survival in severe congenital diaphragmatic hernia (CDH). ...

Les avantages les plus importants de cette technique sont la réversibilité, la réduction du coût des animaux et de l’entretien, et une période de grossesse plus courte. De plus, la mortalité animale est réduite parce qu’il n’est pas nécessaire de faire de l’hystérectomie. Et il y a des possibilités plus larges de travail génétique.Cette technique peut être employée pour étudier la pathophysiologie de l’hernie diaphragmatique congénitale. Il peut également être appliqué à la compréhension d’autres maladies dans le poumon, telles que les vaches et l’hypoplasie pulmonaire. Commencez par permettre aux souris de s’accoupler dans la même cage de 18 h à 9 h le lendemain.Pour déterminer e0, observez le bouchon vaginal qui a une zone homogène et extérieure attachée à la paroi vaginale et une zone intérieure qui est fibreuse et inclure quelques spermatozoa qui forment des masses emmêlés mélangés avec les fibres du matériel de prise. Enregistrez le poids des souris au moment de l’accouplement et sur E10 pour assurer une grossesse continue et effectuer la chirurgie à E16.5. Stériliser les instruments qui vont être utilisés pendant la chirurgie.Préchauffer la plate-forme chirurgicale à 24 degrés Celsius et préparer la solution saline chaude avant la chirurgie. Créez un environnement chaud pour la récupération et laissez les aliments humides à l’intérieur de la cage pour l’alimentation précoce. Nettoyez la surface abdominale avec de l’alcool et de l’iode de povidone et maintenez des conditions stériles tout au long de l’opération.Effectuer une incision verticale pour la laparotomie des mères enceintes et couper toutes les couches séparément. Identifiez les cornes utérine de chaque côté et déterminez les foetus candidats pour la chirurgie. Opérer sur deux fœtus dans chaque corne utérine s’il ya un nombre même de fœtus de chaque côté.Et sur un foetus dans chaque corne utérine s’il y a un nombre impair. À l’aide de lunettes de grossissement 2X pour la visualisation, placez la corne utérine d’une manière transversale. Placez les chiots orientés vers le haut entre deux doigts en utilisant les yeux et la queue comme guide.Appliquez une pression douce sur la tête du chiot pour permettre l’extension de la tête et la visualisation du cou. Effectuer l’occlusion trachéale ou TO à l’aide d’une aiguille atraumatique et d’une suture de polypropylène 6 x 0. Gardez le placenta sur le côté et loin des points d’entrée et de sortie de l’aiguille.Insérez l’aiguille transversalement par le côté de l’utérus, loin du placenta par la partie antérieure d’un tiers du cou. Déplacez ensuite doucement l’aiguille vers le milieu du cou. Dirigez-le vers la partie antérieure.Puis sortir du cou entre la trachée et en face de la gaine carotide et l’utérus. Nouer la suture, en prenant soin de maintenir l’intégrité des membranes et de la paroi utérine. Remplacer la corne utérine dans l’abdomen et injecter deux millilitres de solution saline stérile chaude dans la cavité péritonéale avant la fermeture.Placez une suture de polyglactine de 5 par 0 pour fermer la paroi abdominale. Et fermez la peau avec une suture de soie non courante. Appliquer 0,1 microgramme par kilogramme de buprénorphine intrapénitéralement pour l’analgésie et permettre au barrage de récupérer dans un incubateur chaud.Observez que l’animal opéré peut se nourrir et le garder seul dans sa cage individuelle. Récoltez tous les fœtus par E18.5 par césarienne et vérifiez leur viabilité en observant leurs mouvements. Pesez tous les fœtus.Effectuer une incision verticale sur le thorax pour une thoracotomie pour disséquer les poumons. Et pesez-les pour calculer le rapport poids total poumon/corps. Casser le gel des tissus dans l’azote liquide, composé de température de coupe optimale, et la glace sèche.Couper les échantillons en sections de 10 micromètres à l’aide d’un cryostat et les monter sur des glissières recouvertes de polylysine. Cuire les toboggans toute la nuit à 60 degrés Celsius et tacher les toboggans cuits au four avec de l’hématoxyline et de l’éosine. Image des glissières au grossissement de 10 à 20X, à l’aide d’un microscope à champ large.Pour les analyses de protéines et d’ADN, casser geler le tissu et l’homogénéiser dans 300 microlitres de tampon d’analyse radioimmunoprecipitation. Centrifugeuse à 18 000 x g et 4 degrés Celsius pendant cinq minutes. Puis extraire et quantifier les protéines, l’ADN et l’ARN.Le poids corporel moyen, le poids de poumon, et LBWR étaient plus élevés dans le groupe de TO que dans le groupe témoin. Les quantités d’ADN pulmonaire et le rapport ADN/protéines étaient plus élevés dans le groupe TO. Aucune différence n’a été observée dans l’ARN pulmonaire, et les quantités de protéines étaient plus faibles dans le groupe TO que dans le groupe témoin.Les analyses histologiques des poumons de contrôle E18.5 ont montré le stade sacculaire tardif ou précoce du développement pulmonaire avec le développement de l’espace aérien et l’épaississement de l’interstitium entre les surfaces épithéliales. Les poumons du groupe TO avaient dilaté les espaces aériens centraux et distals avec un nombre subjectivement plus élevé de noyaux. Lorsque nous tentons ce protocole, nous fixons les sutures d’une manière que les yeux du fœtus sont visibles et le cou est étendu de sorte que l’aiguille ne perturbe pas les structures ajustées.L’enlèvement des structures à la renaissance du fœtus dans le ventilateur nitrile et les modèles knockout de CDH seront les applications futures de cette technique.

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Modélisation de l’occlusion trachéale fœtale transutérine dans un modèle murin : une procédure chirurgicale pour la ligature de la trachée fœtale chez une souris enceinte

Nous avons développé une méthode simple, fiable et relativement peu coûteux pour l'intubation endotrachéale chez des souris par laryngoscopie directe en utilisant un otoscope avec un 2.0 mm spéculum. Cette technique est atraumatique et peut être utilisé pour des mesures répétées dans des expériences chroniques. Nous trouvons supérieure de trachéotomie ou précédemment rapporté des techniques non chirurgicales.

Intubation endotrachéale chez des souris<em&gt; Par</em&gt; Laryngoscopie directe en utilisant un otoscope

Nous présentons ici un protocole de constriction transversal aortique (TAC) par une thoracotomie latérale. Cette technique est une intervention chirurgicale thoracique minimalement invasive, fermé visant à simuler une surcharge de pression et l’insuffisance cardiaque chez les souris en utilisant des paramètres standard de laboratoire de TAC.

Un modèle à thorax fermé pour induire la Constriction de l’aorte transversale chez les souris

Sténose de la greffe constitue un obstacle critique en remplacement de tissu conçu des voies respiratoires. Afin d’étudier les mécanismes cellulaires qui sous‑tendent la sténose, nous utilisons un modèle murin de remplacement trachéale tissu machiné avec ensemencé la moelle osseuse des cellules mononucléaires (BM-MNC). Ici, nous détaillons notre protocole, y compris la fabrication d’échafaudages, BM-MNC isolement, semis de la greffe et l’implantation.

Ensemencement et Implantation d’un greffon biosynthétique de trachéale tissulaire dans un modèle murin

Le but de cet article est de décrire une méthode raffinée d’intubation de la souris de laboratoire. La méthode est non invasive et, par conséquent, idéale pour les études qui nécessitent une surveillance en série de la fonction respiratoire et / ou l’instillation des traitements dans le poumon.

Intubation orotracheal répétée chez les souris

Un modèle chirurgical murin pour créer une lésion de reperfusion d’ischémie pulmonaire gauche (IR) tout en maintenant la ventilation et en évitant l’hypoxie.

Un modèle murin d’intubation orotrachéale et de chirurgie de reperfusion d’ischémie pulmonaire ventilée

Le modèle de transplantation trachéale intrapulmonaire (IPTT) murine est précieux pour l’étude de la maladie oblitérante des voies respiratoires (OAD) après une transplantation pulmonaire. Il offre un aperçu du comportement immunologique et angiogénique spécifique du poumon dans l’oblitération des voies respiratoires après allotransplantation avec une reproductibilité élevée. Nous décrivons ici la procédure IPTT et ses résultats attendus.

Transplantation trachéale intrapulmonaire murine : un modèle pour étudier la maladie oblitérante des voies respiratoires après une transplantation pulmonaire

Découvrez la technique d'occlusion trachéale fœtale chez la souris pour étudier la hernie diaphragmatique congénitale et le développement pulmonaire. Cette méthode réversible réduit la mortalité animale et les coûts.

Modèle transuté d’occlusion trachéale foetale chez la souris

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