Name: Un modèle de lymphœdème de la queue murine (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 38 s
Description: Découvrez un modèle murin de lymphœdème de la queue utilisant la nanotransfection tissulaire pour la livraison de matériel génétique. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes lymphatiques et de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques.

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Ce travail a été soutenu par des subventions fournies par l’American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship et le ministère de la Défense W81XWH2110135   à AHH. Subvention de la Fondation pour l’enseignement et la recherche en chirurgie esthétique à MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 et R01DK125835 à CKS.

Le protocole suit les lignes directrices du comité d’éthique de la recherche animale de l’établissement. Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’École de médecine de l’Indiana. Les animaux étaient logés sous un cycle lumière-obscurité de 12 heures avec de la nourriture et de l’eau ad libitum.
1. Perturbation chirurgicale des lymphatiques de la queue de souris
<ol><li>Utilisez des souris C57BL/6 âgées de huit semaines de répartition égale entre les sexes.</li>
	<li>Placer une souris sous anesthésie générale dans une chambre d’induction avec 3-4% d’isoflurane dans 100% d’oxygène suivie d’une sédation d’entretien à 1-3% pendant la procédure.</li>
	<li>Administrer 0,5 mg/kg de buprénorphine à libération prolongée (SR) par voie sous-cutanée pour le contrôle de la douleur. REMARQUE: Médicaments analgésiques supplémentaires administrés après l’opération: Carprofène une fois toutes les 24 h pendant au moins 48 h et Bupivacaïne une fois après l’incision ou avant de fermer l’incision, appliqué en dégoulinant sur les bords de la peau (dure jusqu’à 4 – 6 h).</li>
	<li>Positionnez la souris dorsalement et préparez la queue avec de l’alcool isopropylique à 70%.</li>
	<li>Mesurez le diamètre de la queue avant la procédure par incréments de 5 mm à partir de 20 mm de la base de la queue à l’aide d’un étrier. Ces mesures seront utilisées pour calculer le volume à l’aide de l’équation du cône tronqué37.</li>
	<li>Marquez une excision circonférentielle de 3 mm sur la queue à 20 mm de la base.</li>
	<li>Effectuez une excision méticuleuse de la peau de 3 mm sur toute l’épaisseur avec une lame chirurgicale stérile (taille 15), en laissant toute la vascularisation sous-jacente intacte sous un grossissement microscopique chirurgical. Inciser la marque circonférentielle supérieure (20 mm de la base de la queue) d’abord à travers le derme, suivie d’une incision circonférentielle de pleine épaisseur de 3 mm distlal à la première incision.<ol>
<li>Faites une incision verticale perpendiculaire de pleine épaisseur pour relier les deux incisions. Utilisez un micro fin denté pour saisir un bord d’attaque et utilisez des microcisseurs pour disséquer soigneusement profondément dans le plan avasculaire jusqu’au derme et superficiel à l’adventitie veineuse.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injecter 0,1 mL de bleu d’isosulfan (1 %) par voie sous-cutanée proximale jusqu’au bout de la queue.</li>
	<li>Identifier les deux canaux lymphatiques adjacents aux veines latérales de la queue au microscope chirurgical. Les lymphatiques apparaîtront bleus à cause de l’injection d’isosulfan. Transectez les lymphatiques à l’aide de ciseaux microchirurgicaux droits. Utilisez les ciseaux pour disséquer soigneusement un plan entre la veine latérale et le lymphatique. Ensuite, passez la pointe d’une lame de ciseaux entre le vaisseau lymphatique et la veine latérale et fermez les lames pour transecter le vaisseau lymphatique.</li>
	<li>Habillez la plaie de la queue avec un pansement transparent adhérent stérile. Vérifiez quotidiennement les incisions postopéroïdes pour vous assurer qu’elles ne sont pas infectées ou ne saignent pas et fournissez des soins aux plaies pendant 2 semaines.</li>
	<li>Hébergez les animaux individuellement pour éviter toute autre blessure à la queue et pour empêcher les animaux de se mordre les uns les autres, ce qui entraînerait des complications chirurgicales.</li>
</ol>2. Évaluation vasculaire de la queue avec imagerie de contraste de moucheture laser
<ol><li>Anesthésiez la souris comme à l’étape 1.2.</li>
	<li>Pour utiliser l’imagerie de contraste de moucheture laser pour visualiser la vascularité de la queue, réglez la largeur sur 0,8 cm, la hauteur sur 1,8 cm, la densité de points sur élevée, la fréquence d’images sur 44 images/ seconde, le temps sur 30 secondes et la photo couleur sur 1 par 10 secondes.</li>
	<li>Évaluer la perfusion veineuse et artérielle pour la perméabilité. Qualitativement, la continuité du flux doit être visualisée.</li>
</ol>3. Évaluation lymphatique fonctionnelle avec angiographie laser proche infrarouge
<ol><li>Anesthésier l’animal comme à l’étape 1.2</li>
	<li>Reconstituer l’indocyanine verte (ICG) (25 mg/10 mL) et administrer 0,1 mL par voie sous-cutanée dans la queue distale de la souris près de la pointe.</li>
	<li>Éteignez les lumières de la pièce. Placez l’angiographie laser proche infrarouge dans un réglage tampon suivi d’une capture en direct.</li>
</ol>4. Livraison focale de la cargaison d’acide nucléique à la queue de souris à l’aide de TNT
<ol><li>Anesthésier l’animal comme à l’étape 1.2.</li>
	<li>Exfoliez la queue de souris à l’aide d’une crème topique d’exfoliation de la peau.</li>
	<li>Immerger la queue de souris dans une solution de collagénase (10 mg/mL) à 37 °C pendant 5 minutes.</li>
	<li>Charger l’ADN dans le réservoir de puce TNT2.0 35.</li>
	<li>Placez le dispositif à puce en silicone TNT2.0 sur le site focal de livraison souhaité sur la queue avec des nano-besoins en contact avec la queue.</li>
	<li>Placez une sonde électrique positive dans le réservoir. Fixez la sonde négative à une aiguille de 30 G et insérez l’aiguille par voie sous-cutanée dans la queue jusqu’au site d’accouchement.</li>
	<li>Appliquer une stimulation électrique à impulsions carrées (impulsions de 10 x 10 ms, 250 V, 10 mA).</li>
</ol>

<ol><li>Kataru, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibrosis+and+secondary+lymphedema%3A+chicken+or+egg%5BTitle%5D)+AND+%22Translation+Research%22%5BJournal%5D)">Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg.</a> Translation Research. 209, 68-76 (2019).</li>
<li>Brayton, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphedema+prevalence+and+treatment+benefits+in+cancer%3A+impact+of+a+therapeutic+intervention+on+health+outcomes+and+costs%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs.</a> PLoS One. 9 (12), 114597(2014).</li>
<li>Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Filariasis%3A+diagnosis+and+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Dermatology+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Filariasis: diagnosis and treatment.</a> Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).</li>
<li>Rockson, S. G., Rivera, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+the+population+burden+of+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+the+New+York+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Estimating the population burden of lymphedema.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).</li>
<li>Soran, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breast+cancer-related+lymphedema--what+are+the+significant+predictors+and+how+they+affect+the+severity+of+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Breast+Journal%22%5BJournal%5D)">Breast cancer-related lymphedema--what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema.</a> Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).</li>
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<li>Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comprehensive+overview+on+the+surgical+management+of+secondary+lymphedema+of+the+upper+and+lower+extremities+related+to+prior+oncologic+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cancer%22%5BJournal%5D)">A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies.</a> BMC Cancer. 17 (1), 468(2017).</li>
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<li>Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+perioperative+lymphatic-venous+anastomosis+localization+using+transcutaneous+vein+illumination%2C+isosulfan+blue%2C+and+indocyanine+green+lymphangiography%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography.</a> Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).</li>
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<li>Cook, J. A., Hassanein, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ASO+Author+Reflections%3A+Immediate+Lymphatic+Reconstruction%3A+A+Proactive+Approach+to+Breast+Cancer-Related+Lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgical+Oncology%22%5BJournal%5D)">ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema.</a> Annals of Surgical Oncology. , (2020).</li>
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<li>Shin, W. S., Rockson, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+the+molecular+and+mechanistic+study+of+lymphatic+biology+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+the+New+York+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).</li>
<li>Tobbia, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphedema+development+and+lymphatic+function+following+lymph+node+excision+in+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Research%22%5BJournal%5D)">Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep.</a> Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).</li>
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<li>Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Secondary+lymphedema+in+the+mouse+tail%3A+Lymphatic+hyperplasia%2C+VEGF-C+upregulation%2C+and+the+protective+role+of+MMP-9%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+Research%22%5BJournal%5D)">Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9.</a> Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).</li>
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<li>Zampell, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toll-like+receptor+deficiency+worsens+inflammation+and+lymphedema+after+lymphatic+injury%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury.</a> American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).</li>
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<li>Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+tail+lymphedema+model+for+observing+lymphatic+pump+failure+during+lymphedema+development%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development.</a> Scientific Reports. 9 (1), 10405(2019).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont pas de conflits d’intérêts concurrents.

Le lymphœdème est classé comme une lésion primaire (congénitale) ou secondaire (lymphatique iatrogène)38,39. Le lymphœdème secondaire représente 99% des cas39. Le lymphœdème secondaire est le plus souvent causé par une infection (filariose) ou un traitement post-oncologique par lymphadénectomie ou radiothérapie4,39. Un modèle animal translationnel est difficile pour le lymphœdème s...

Le lymphœdème est un gonflement des extrémités causé par un dysfonctionnement lymphatique. Le membre affecté s’agrandit en raison de l’accumulation de liquide, d’adipeux et de fibrose1. Le lymphœdème touche 250 millions de personnes dans le monde2,3,4. On estime que 20 à 40% des patientes qui subissent un traitement pour des tumeurs malignes solides, telles que le cancer du sein, le mélanome, les tumeurs gynécologiques / urologiques ou les sarcomes, développent un lymphœdème2,4,5. La morbidité causée par le lymphœdème comprend les infections récurrentes, la douleur et la déformation6. Il n’y a pas de remède pour cette maladie progressive qui dure toute la vie. Lesthérapies actuelles sont variabyefficaces 7 et comprennent la compression, la thérapie décongestionnante complète par les physiothérapeutes, les procédures excisionnelles et les opérations microchirurgicales, y compris le transfert de ganglions lymphatiques vascularisés et le pontage lymphoveneux7,8,9,10 , 11,12,13,14. Le traitement idéal pour le lymphœdème n’a pas encore été découvert.
L’étude du mécanisme et du traitement du lymphœdème a été limitée. Il y a un début retardé moyen d’un an après la lésion lymphatique15,16 et la plupart des personnes qui subissent une insulte iatrogène avec radiothérapie et chirurgie ne développent pas de lymphœdème4,6,17. Bien que de grands modèles animaux, y compris canins, moutons et porcins aient étédécrits18,19,20, le modèle de queue de souris a été le plus largement appliqué en raison de sa facilité, de son coût et de sa reproductibilité. Les modèles murins pour l’étude du lymphœdème comprennent un modèle de queue, une ablation lymphatique médiée par la diphtérie et un curage ganglionnaire axillaire ou poplitéal21,22,23,24,25,26. La plupart des modèles de queue utilisent une excision focale de la peau de pleine épaisseur avec coupure du canal lymphatique qui est effectuée près de la base de la queue22, entraînant un gonflement de la queue et des caractéristiques histologiques similaires au lymphœdème humain24,27,28,29. Cependant, le modèle standard de la queue murine se résout généralement en aussi peu que 20 jours et s’accompagne d’une nécrose périodique de la queue30. Le modèle de la queue de souris lymphœdème prolonge un lymphœdème soutenu au-delà de 15 semaines, démontre une perméabilité artérielle et veineuse confirmée et permet une évaluation du dysfonctionnement lymphatique fonctionnel.
Un modèle de lymphœdème à queue murine permet d’évaluer de nouveaux traitements pour traiter le lymphœdème. Des stratégies basées sur les gènes ont été utilisées dans le modèle murin médié par des vecteurs viraux31,32. Nous utilisons également une nouvelle technologie de nanotransfection tissulaire (TNT) pour l’administration de cargaisons génétiques à la queue de souris lymphœdémateuse. TNT facilite l’administration directe et transcutanée de gènes à l’aide d’une puce avec des nanocanaux dans un champ électrique focalé rapide33,34,35,36. Le modèle comprend l’utilisation de TNT2.0 pour permettre l’administration de gènes focaux de thérapies potentielles à base de gènes au site de lésion lymphatique de la queue de souris35.

<table><tbody><tr><td>Tegaderm Film</td><td></td><td>1626W</td><td></td></tr><tr><td>Microscope chirurgical</td><td>Leica, Wetzlar, Allemagne</td><td>MSV266</td><td></td></tr><tr><td>Pansement adhérent (Tegaderm)</td><td>3M, St. Paul, Minn.</td><td>Laser 1626W</td><td></td></tr><tr><td>speckle (système Pericam PSI)</td><td>Perimed AB, Stockholm, Suède)</td><td>Laser proche infrarouge PSIZ</td><td></td></tr><tr><td>(LUNA)</td><td>Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada)</td><td>LU3000</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 souris</td><td>Jackson Laboratories</td><td>000664</td><td></td></tr><tr><td>Pince Micro-Adson - 1x2 dents</td><td>Fine Science Tools (USA) Inc.</td><td>11019-12</td><td></td></tr><tr><td>V-Hook</td><td>Fine Science Tools (États-Unis) Inc.</td><td>18052-12</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel SS NO15</td><td>Fischer Scientific</td><td>29556</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille jetable 30GX1</td><td>Fischer Scientific</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux opératoires</td><td>Fischer Scientific</td><td>12-460-796</td><td></td></tr><tr><td>Pince de bijoutier Surgi-Or, Sklar 4-1/2 in</td><td>Fischer Scientific</td><td>50-118-4255</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort - Droit/Sharp-Sharp/ Outils de pointe de 8 mm</td><td>pour les sciences fines (États-Unis) Inc.</td><td>15024-10</td><td></td></tr><tr><td>Cardiogreen</td><td>Sigma</td><td>I2633-25MG</td><td></td></tr><tr><td>IsosulfanBlue (Lymphazurine)&nbsp ; 50 mg/5ml</td><td>Mylan</td><td>67457-220-05</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle de lymphœdème de la queue murine

A Murine Tail Lymphedema Model

Le lymphœdème est un gonflement des extrémités causé par un dysfonctionnement lymphatique. Le membre affecté s’agrandit en raison de l’accumulation de liquide, d’adipeux et de fibrose. Il n’y a pas de remède pour cette maladie. Un modèle de queue de souris qui utilise une excision focale de la peau de pleine épaisseur près de la base de la queue, entraînant un gonflement de la queue, a été utilisé pour étudier le lymphœdème. Cependant, ce modèle peut entraîner une nécrose vasculaire de la queue et une résolution précoce de l’enflure de la queue, limitant sa traductibilité clinique. Le modèle de lymphœdème chronique murin de la queue induit un lymphœdème soutenu sur 15 semaines et une perfusion fiable à la queue. Les améliorations apportées au modèle traditionnel de lymphœdème murin de la queue comprennent 1) une excision précise de pleine épaisseur et une coupure lymphatique à l’aide d’un microscope chirurgical, 2) la confirmation de la perfusion artérielle et veineuse postopératoire à l’aide de mouchetures laser à haute résolution et 3) une évaluation fonctionnelle à l’aide d’une lymphangiographie laser proche infrarouge vert indocyanine. Nous utilisons également la technologie de nanotransfection tissulaire (TNT) pour une nouvelle livraison focale non virale, transcutanée et focale de cargaison génétique au système vasculaire de la queue de souris.

La technique du modèle de queue de souris pour le lymphœdème soutenu est illustrée à la figure 1. La figure montre l’anatomie pertinente du modèle de queue de souris. La figure 2 montre l’enflure progressive et le lymphœdème persistant soutenu dans la queue de la souris après l’induction du lymphœdème. Le volume de la queue de souris, tel que calculé par l’équation du cône tronqué, culmine à la semaine 4 et plafonne à la semaine ...

Le lymphœdème est un gonflement des extrémités causé par un dysfonctionnement lymphatique. Nous décrivons un modèle chronique de la queue murine du lymphœdème et la nouvelle utilisation de la technologie de nanotransfection tissulaire (TNT) pour l’administration de cargaisons génétiques à la queue.

Un modèle de lymphœdème de la queue murine

Lymphedema is extremity swelling caused by lymphatic dysfunction. The affected limb enlarges because of accumulation of fluid, adipose, and fibrosis. ...

Le lymphœdème est une maladie chronique sans remède. Il affecte un tiers des patientes qui ont subi une chirurgie des ganglions lymphatiques axillaires et une radiothérapie dans le traitement du cancer du sein. Avoir un modèle animal valide facilite la compréhension du mécanisme et le développement de nouvelles stratégies de traitement.Le modèle de lymphœdème de la queue de souris est fiable et reproductible avec l’apparition rapide. Il présente des changements histologiques compatibles avec le lymphœdème humain. La démonstration de la procédure sera faite par le Dr Ganesh Mohan, un post-doctorant de mon laboratoire.Pour commencer, positionnez la souris sous sédateur de huit semaines et préparez la queue avec de l’alcool isopropylique à 70%. Utilisez un étrier pour mesurer le diamètre de la queue par incréments de cinq millimètres à partir de 20 millimètres de la base de la queue. Marquez une excision circonférentielle de trois millimètres sur la queue à 20 millimètres de la base.Sous grossissement microscopique chirurgical, effectuez une excision méticuleuse de la peau de trois millimètres sur toute l’épaisseur en laissant toute la vascularisation sous-jacente intacte. Inciser la marque circonférentielle supérieure d’abord à travers le derme suivie d’une incision circonférentielle de pleine épaisseur de trois millimètres distale à la première incision. Faites une incision verticale perpendiculaire de pleine épaisseur pour relier les deux incisions, puis utilisez un micro fin denté pour saisir un bord d’attaque et disséquer profondément dans le plan avasculaire au derme et superficiel à l’adventitie veineuse avec des micro-ciseaux.Injecter 0,1 millilitre de 1% de bleu isosulfan par voie sous-cutanée proximale à l’extrémité de la queue. Identifiez les deux canaux lymphatiques apparaissant bleus en raison de l’injection adjacente aux veines latérales de la queue. Transectez soigneusement les lymphatiques en disséquant un plan entre la veine latérale et le lymphatique avec des ciseaux microchirurgicaux droits.Passez l’extrémité d’une lame de ciseaux entre le vaisseau lymphatique et la veine latérale et fermez les lames pour transecter le vaisseau lymphatique. Lorsque vous avez terminé, habillez la plaie de la queue avec un adressage clair adhérent stérile. Administrer de l’indocyanine verte 0,1 millilitre par voie sous-cutanée dans la queue distale de la souris près de la pointe.Atténuez les lumières de la pièce, puis placez l’angiographie laser proche infrarouge dans un réglage tampon et effectuez une imagerie en direct. Après l’administration de bleu isosulfan dans l’extrémité de la queue, les lymphatiques présentaient une couleur bleue. Les lymphatiques ont été perturbés tandis que les veines latérales adjacentes ont été préservées.L’enflure progressive et le lymphœdème persistant soutenu dans la queue de la souris après l’induction du lymphœdème sont montrés ici. Le volume de la queue de souris, calculé par une équation de cône tronqué, a culminé à la quatrième semaine et a plafonné à la sixième semaine, suivie d’une amélioration progressive qui s’est maintenue jusqu’à la semaine 15. L’imagerie à haute résolution du contraste des mouchetures au laser a été réalisée pour confirmer la perfusion de la queue de souris dans le modèle de queue de lymphœdème montrant des veines latérales blessées et des veines latérales intactes pour l’évaluation de la perméabilité vasculaire de la queue.La lymphangiographie au laser proche infrarouge a démontré des lymphatiques intacts préopératoires et aucun transit ICG au-delà du site chirurgical postopératoire, confirmant ainsi que l’enflure était causée par un dysfonctionnement lymphatique. L’efficacité de l’administration de cargaisons génétiques à l’aide de la technologie de nanotransfection tissulaire a été démontrée en délivrant de l’ADN marqué à l’amidite de fluorescéine à la queue murine. L’utilisation d’adaptations pour le modèle de lymphœdème de la queue de souris et l’angiographie au laser proche infrarouge ICG est un modèle animal cliniquement traduisible et passionnant avec des implications thérapeutiques.

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Non invasive d&#39;imagerie optique du système vasculaire lymphatique d&#39;une souris

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Un modèle de lymphœdème de la queue murine

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