Name: Mesure du débit sanguin strial dans la cochlée de souris à l’aide d’une fenêtre vasculaire ouverte et d’une microscopie à fluorescence intravitale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-21T13:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
Description: Découvrez la mesure du débit sanguin cochléaire chez la souris par fenêtre vasculaire ouverte et microscopie à fluorescence intravitale. Cette technique avance la recherche sur les troubles auditifs liés à la vascularisation.

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Cette recherche a été soutenue par NIH/NIDCD R21 DC016157 (X.Shi), NIH/NIDCD R01 DC015781 (X.Shi), NIH/NIDCD R01-DC010844 (X.Shi) et Medical Research Foundation de l’Oregon Health and Science University (OHSU) (X.Shi).

REMARQUE: Il s’agit d’une chirurgie de non-survie. Toutes les procédures impliquant l’utilisation d’animaux ont été examinées et approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Oregon Health & Science University (numéro d’approbation IACUC : TR01_IP00000968).
1. Préparation des cellules sanguines marquées par fluorescence
<ol><li>Anesthésier les souris donneuses (souris mâles C57BL/6J âgées de ~6 semaines) avec une injection intrapéritonéale (i.p.) de solution anesthésique de kétamine/xylazine (5 mL/kg, voir le tableau des matières). REMARQUE: Ce protocole d’anesthésie est très fiable et maintient la pression artérielle systémique.</li>
	<li>Posez la souris sur le dos, ouvrez la peau et exposez la cavité thoracique à l’aide d’une pince à épiler et de ciseaux à disséquer. Coupez le diaphragme, saisissez la base du sternum à l’aide de ciseaux à pince, coupez à travers la cage thoracique et soulevez pour exposer le cœur. Prélever 1 mL de sang dans l’héparine (15 UI/mL de sang) par ponction cardiaque et centrifuger à 3 000 × g pendant 3 min à 4 °C. Euthanasier la souris par luxation cervicale après prélèvement sanguin.</li>
	<li>Retirer le plasma, laver la pastille de cellules sanguines avec 1 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) et centrifuger 3x à 3000 × g pendant 3 min à 4 °C.</li>
	<li>Étiqueter les cellules sanguines avec 1 mL de 20 mM DiO ou Dil dans PBS, et incuber dans l’obscurité pendant 30 min à températureambiante 23,24.</li>
	<li>Centrifuger et laver les cellules sanguines marquées avec 1 mL de PBS, centrifuger 3x à 3000 × g pendant 3 min à 4 °C, et remettre en suspension la pastille cellulaire dans 30% d’hématocrite avec ~0,9 mL de PBS (volume final ~1,3 mL) avant l’injection.</li>
</ol>2. Chirurgie pour créer une fenêtre ouverte 25
<ol><li>Préparez les instruments chirurgicaux stériles et la plateforme d’imagerie, et placez un coussin chauffant sous le champ (figure 1A). Anesthésiez les souris (souris mâles C57BL/6J âgées de ~6 semaines) comme décrit à l’étape 1.1, et vérifiez la profondeur de l’anesthésie en surveillant le réflexe de la patte et le tonus musculaire général. Placez l’animal sur le coussin chauffant chaud et maintenez la température rectale à 37 °C.</li>
	<li>Placez la queue de l’animal dans le système de surveillance CODATM pour surveiller la pression artérielle et le rythme cardiaque (voir le tableau des matériaux). Notez la pression artérielle systolique, la pression artérielle diastolique et la pression artérielle moyenne (MBP) de l’animal dans l’état anesthésié. REMARQUE : Aucune différence n’est observée chez les animaux à l’état anesthésié et non anesthésié (107 ± 11 mmHg contre 97 ± 7 mmHg). La fréquence cardiaque de l’animal est stable sous anesthésie, bien que plus faible (toujours dans la plage normale) que dans l’état non anesthésié (357 ± 12 bmp contre 709 ± 3 bmp). Il faut s’attendre à une légère augmentation du rythme cardiaque chez les animaux placés en contention26.</li>
	<li>Ouvrez la bulle tympanique gauche par une approche latérale et ventrale au stéréomicroscope (voir le tableau des matériaux), en laissant la membrane tympanique et les osselets intacts21.<ol><li>Faites une incision le long de la ligne médiane du cou de l’animal avec sa tête immobilisée et positionnée de manière à minimiser les mouvements (figure 1B). Retirez la glande sous-maxillaire gauche et le ventre postérieur du muscle digastrique et cautériser. REMARQUE: Injecter par voie sous-cutanée de la buprénorphine à 0,05 mg / kg pour réduire la douleur pendant la chirurgie.</li>
		<li>Localisez et exposez la bulle osseuse en identifiant le muscle sternocléidomastoïdien et le nerf facial s’étendant antérieurement vers la bulle.</li>
		<li>Ouvrez la bulle osseuse à l’aide d’une aiguille de 30 G et retirez délicatement l’os environnant à l’aide d’une pince chirurgicale pour offrir une vue dégagée de la cochlée et de l’artère stapédienne, avec sa marge médiale située sur le bord de la niche ronde de la fenêtre et se dirigeant antérieurement supérieur vers la fenêtre ovale (figure 1C, D). REMARQUE: La trachéotomie est effectuée pour garder les voies respiratoires dégagées et ne doit être effectuée que lorsque l’animal a un problème respiratoire pendant la chirurgie. En général, la plupart des animaux sous anesthésie ont une respiration douce. Cependant, si les animaux ont subi une trachéotomie pendant la chirurgie, le débit sanguin enregistré ne doit pas être utilisé pour toute comparaison.</li>
	</ol></li>
	<li>Utilisez une petite lame de couteau (scalpel #16 fraisé sur mesure) pour gratter l’os de la paroi latérale au sommet médian de la cochlée de souris, à environ 1,25 mm de l’apex jusqu’à ce qu’une fine tache soit fissurée. Retirez les éclats osseux à l’aide de petits crochets métalliques (figure 1E).</li>
	<li>Couvrir la fenêtre du récipient avec une lamelle de couverture coupée pour préserver les conditions physiologiques normales et fournir une vue optique pour l’enregistrement des images du navire. REMARQUE: Toutes les procédures doivent être effectuées avec prudence. En plus de surveiller la température corporelle, les signes vitaux de l’animal, y compris la pression artérielle et le rythme cardiaque, doivent également être surveillés tout au long de la chirurgie.</li>
</ol>3. Imagerie du CoBF sous FIVM
<ol><li>Faites une incision de ~1 cm le long de la veine saphène droite pour exposer le vaisseau (Figure 1F).</li>
	<li>Injecter successivement dans l’animal 100 μL de la solution FITC-dextran (2000 kDa, 40 mg/mL dans PBS) et 100 μL d’une suspension de cellules sanguines (hématocrite à 30 %) dans l’animal par la veine saphène (Figure 1G) pour permettre la visualisation des vaisseaux sanguins et le suivi de la vitesse du flux sanguin.</li>
	<li>Observez le flux sanguin en temps réel directement sur un moniteur vidéo 5 min après l’injection. Imagez les vaisseaux sanguins à l’aide d’un microscope à fluorescence équipé d’un objectif à longue distance de travail (L.D. 30,5 mm, 10x, ouverture numérique 0,26) et d’un boîtier de lampe contenant un filtre d’excitation à bandes multiples et un filtre d’émission compatible (Tableau des matériaux). Enregistrez la vidéo à l’aide d’une caméra numérique haute résolution noir et blanc à couplage de charge (Table of Materials) à 2 images/s). Obtenez plus de 350 images par vidéo pour assurer une analyse réussie de la vitesse d’écoulement. REMARQUE: Les vaisseaux sanguins du ligament spiralé et de la strie vasculaire peuvent être imagés en ajustant le foyer optique (vidéo supplémentaire 1).</li>
</ol>4. Analyse vidéo
<ol><li>Mesurez le diamètre du récipient à l’aide d’un logiciel approprié (Tableau des matériaux) et déterminez la distance entre deux points fixes à travers le récipient dans les images acquises.</li>
	<li>Calculez la vitesse du flux sanguin à partir d’images vidéo capturées en traçant le mouvement des cellules sanguines marquées dans la distance spatiale entre les emplacements des images27.<ol><li>Ouvrez la vidéo du flux sanguin dans le logiciel (Fiji [ImageJ] a été utilisé dans ce protocole) et définissez l’échelle des images.</li>
		<li>Suivez les cellules sanguines colorées DiO sélectionnées à l’aide de la fonction de suivi. Utilisez la distance parcourue par les cellules et l’intervalle de temps entre les images de la vidéo pour calculer automatiquement la vitesse d’écoulement.</li>
	</ol></li>
	<li>Calculer le débit volumétrique (F) selon l’équation suivante : F = V × A. (V : vitesse ; A : section transversale du navire).</li>
</ol>5. Exposition au bruit
<ol><li>Placez les animaux dans des cages en treillis métallique. Exposez-les à un bruit à large bande à un niveau de pression acoustique de 120 dB dans une cabine d’exposition acoustique pendant 3 h et pendant 3 heures supplémentaires le lendemain. NOTE: Ce régime d’exposition au bruit, couramment utilisé dans ce laboratoire, produit une perte permanente de sensibilité cochléaire28.</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cet article démontre comment les capillaires dans la paroi latérale cochléaire (et dans la strie vasculaire) d’un modèle murin peuvent être visualisés avec le marquage fluorophore dans une préparation vaisseau-fenêtre ouverte sous un système FIVM. Le modèle murin est largement utilisé et préféré comme modèle de mammifère pour étudier la santé et les maladies humaines. Le protocole décrit ici est une approche réalisable pour l’imagerie et l’étude du CoBF dans la paroi latérale de la souris (en particulier dans la strie va...

La fonction normale de la microcirculation dans la paroi cochléaire latérale (comprenant la majorité des capillaires du ligament spiralé et de la strie vasculaire) est d’une importance cruciale pour le maintien de la fonction auditive1. La CoBF anormale est impliquée dans la physiopathologie de nombreux troubles de l’oreille interne, y compris la perte auditive induite par le bruit, l’hydrops de l’oreille et la presbyacousie 2,3,4,5,6,7,8,9. La visualisation du CoBF intravital permettra de mieux comprendre les liens entre la fonction auditive et la pathologie vasculaire cochléaire.
Bien que la complexité et l’emplacement de la cochlée dans l’os temporal empêchent la visualisation et la mesure directes du CoBF, diverses méthodes ont été développées pour l’évaluation du CoBF, notamment la débitmétrie laser-Doppler (LDF)10,11,12, l’imagerie par résonance magnétique (IRM)13, la microscopie intravitale à fluorescence (FIVM)14, la microendoscopie à fluorescence (FME)15, l’imagerie endoscopique par contraste de moucheture laser (LSCI)16 , et des approches basées sur l’injection de marqueurs marqués et de microsphères marquées radioactivement dans la circulation sanguine (microangiographie optique, OMAG)17,18,19,20. Cependant, aucune de ces méthodes n’a permis un suivi absolu en temps réel des changements dans le CoBF in vivo, à l’exception du FIVM. FIVM, en combinaison avec une fenêtre vasculaire dans la paroi cochléaire latérale, est une approche qui a été utilisée et validée chez le cobaye dans différentes conditions expérimentales par divers laboratoires14,21,22.
Une méthode FIVM a été établie avec succès pour étudier les changements structurels et fonctionnels de la microcirculation cochléaire chez la souris en utilisant l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC)-dextran comme produit de contraste et un colorant de fluorescence - DiO (perchlorate de 3, 3′-dioctadécyloxacarbocyanine, vert) ou Dil (perchlorate de 1,1-dioctadécyl-3,3,3,3-tétraméthylindocarbocyanine, rouge) - pour prémarquer les cellules sanguines, visualiser les vaisseaux et suivre la vitesse du flux sanguin. Dans la présente étude, le protocole de cette méthode a été décrit pour l’imagerie et la quantification des changements dans le CoBF chez la souris dans des conditions normales et pathologiques (comme après une exposition au bruit). Cette technique donne au chercheur les outils nécessaires pour étudier les mécanismes sous-jacents du CoBF liés au dysfonctionnement auditif et à la pathologie de la strie vasculaire, en particulier lorsqu’il est appliqué en conjonction avec des modèles murins transgéniques facilement disponibles.

<table><tbody><tr><td>Chlorure de sodium à 0,9 %</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-1966-02</td><td>0,6 mL (pour 1 mL)</td></tr><tr><td>1,1&prime ;-Dioctadecyl-3,3,3&prime ;,3&prime ;-perchlorate de tétraméthylindocarbocyanine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>468495</td><td>20 &micro ; M</td></tr><tr><td>3,3&prime ;-Dioctadécyloxacarbocyanine perchlorateDio (3,3&prime ;-Dioctadécyloxacarbocyanine perchlorate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D4292</td><td>20 &micro ; Système</td></tr> de <tr><td>surveillance M CODA Kent</td><td>scientific</td><td></td><td>Moniteur CODA, pour la surveillance de la pression artérielle et du rythme cardiaque</td></tr><tr><td>Coverslip</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-542A</td><td></td></tr><tr><td>DC Contrôleur de température</td><td>FHC</td><td>40-90-8D</td><td></td></tr><tr><td>Fiji/ImageJ</td><td>NIH</td><td></td><td>Mesure du diamètre du vaisseau</td></tr><tr><td>FITC-dextran (2000 kDa)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>FD2000s</td><td>40 mg/mL</td></tr><tr><td>Héparine sodique injectable, USP MDV</td><td>Mylan</td><td>NDC 67457-374-12</td><td>5000 unités USP/mL</td></tr><tr><td>Katathesia (100 mg/mL)</td><td>Henry Schein</td><td>NDC 11695-0702-1</td><td>0,2 mL (pour 1 mL)</td></tr><tr><td>Objectif microscope</td><td>Mitutoyo</td><td>378-823-5</td><td>Modèle : M Plan Apo NIR 10x</td></tr><tr><td>ORCA-ER Caméra</td><td>Hamamatsu</td><td></td><td>Modèle : C4742-80-12AG</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>2085387</td><td></td></tr><tr><td>Xyzaine (100 mg/ml, 5x dilué pour l’utilisation)</td><td>Lloyd</td><td>LPFL04821</td><td>0,2 mL (pour 1 mL)</td></tr><tr><td>Zoom Stereo Microscope</td><td>Olympus</td><td></td><td>Modèle : SZ61, microscope fluorescent</td></tr></tbody></table>

mesure du débit sanguin strial dans la cochlée de souris à l’aide d’une fenêtre vasculaire ouverte et d’une microscopie à fluorescence intravitale

Measurement of Strial Blood Flow in Mouse Cochlea Utilizing an Open Vessel-Window and Intravital Fluorescence Microscopy

La transduction du son est métaboliquement exigeante, et la fonction normale de la microvascularisation dans la paroi latérale est essentielle pour maintenir le potentiel endocochléaire, le transport des ions et l’équilibre des fluides. Différentes formes de troubles auditifs impliqueraient une microcirculation anormale dans la cochlée. L’étude de la façon dont la pathologie du flux sanguin cochléaire (CoBF) affecte la fonction auditive est difficile en raison du manque de méthodes d’interrogatoire réalisables et de la difficulté d’accès à l’oreille interne. Une fenêtre vasculaire ouverte dans la paroi cochléaire latérale, combinée à la microscopie intravitale à fluorescence, a été utilisée pour étudier les changements de CoBF in vivo, mais surtout chez le cobaye et récemment chez la souris. Cet article et la vidéo associée décrivent la méthode de fenêtre de vaisseau ouvert pour visualiser le flux sanguin dans la cochlée de souris. Les détails comprennent 1) la préparation de la suspension de cellules sanguines marquées par fluorescence provenant de souris; 2) construction d’une fenêtre vasculaire ouverte pour la microscopie intravitale chez une souris anesthésiée, et 3) mesure de la vitesse et du volume du flux sanguin à l’aide d’un enregistrement hors ligne de l’imagerie. La méthode est présentée sous forme vidéo pour montrer comment utiliser l’approche de la fenêtre ouverte chez la souris pour étudier les changements structurels et fonctionnels dans la microcirculation cochléaire dans des conditions normales et pathologiques.

Après exposition chirurgicale des capillaires cochléaires de la paroi latérale (Figure 1), l’observation microscopique par fluorescence intravitale à haute résolution de cellules sanguines marquées par Dil dans des vaisseaux marqués FITC-dexton a été possible à travers une fenêtre vasculaire ouverte. La figure 2A est une image représentative prise sous FIVM qui montre les capillaires de la paroi latérale apex cochléaire de la sou...

Une approche vaisseau-fenêtre ouverte utilisant des traceurs fluorescents fournit une résolution suffisante pour la mesure du débit sanguin cochléaire (CoBF). La méthode facilite l’étude des changements structurels et fonctionnels du CoBF chez la souris dans des conditions normales et pathologiques.

Mesure du débit sanguin strial dans la cochlée de souris à l’aide d’une fenêtre vasculaire ouverte et d’une microscopie à fluorescence intravitale

Transduction of sound is metabolically demanding, and the normal function of the microvasculature in the lateral wall is critical for maintaining ...

L’apport sanguin normal à la cochlée est d’une importance cruciale pour la maladie de Ménière, en particulier pour maintenir le potentiel cochléaire intérieur qui est la force motrice essentielle pour la transaction des cellules ciliées. Cette fonction de la circulation sanguine a été étroitement associée à différentes formes de perte auditive. Une meilleure compréhension du flux sanguin cochléaire permettra une prise en charge plus efficace des troubles auditifs résultant d’un dysfonctionnement du flux sanguin.Cependant, la mesure directe du débit sanguin est très très difficile en raison de la difficulté à évaluer l’oreille interne. Les techniques d’évaluation du débit sanguin cochléaire sont actuellement en cours de développement. Ici, nous démontrons l’une des méthodes récentes établies dans notre laboratoire fenêtre musculaire ouverte en accommodation avec un microscope à fluorescence à haute résolution pour réduire le flux sanguin cochléaire chez les petites espèces animales telles que la souris.L’application de cette technique avec des modèles de masse transgénétiques a le potentiel de faire progresser la recherche pour démêler les liens entre la fonction auditive et la pathologie liée au flux sanguin cochléaire dans le risque intravasculaire. Nos procédures doivent être menées avec prudence. En plus de l’hémorragie corporelle momentanée, les signes vitaux de l’animal, y compris la pression artérielle et le rythme cardiaque, doivent être surveillés pendant votre chirurgie.Commencez par recueillir environ un millimètre de sang dans l’héparine par ponction cardiaque. Centrifuger le sang à 3000 fois G pendant trois minutes à quatre degrés Celsius. Retirer le plasma, puis laver la pastille de cellules sanguines avec un millilitre de PBS trois fois par centrifugation à 3000 fois G pendant trois minutes à quatre degrés Celsius.Marquez les cellules sanguines avec un millilitre de 20 micromolaires DiO ou Dil dans du PBS et incuber dans l’obscurité pendant 30 minutes à température ambiante. Lavez les cellules sanguines marquées avec un millilitre de PBS et centrifugez trois fois à 3000 fois G pendant trois minutes. Remettez en suspension la pastille cellulaire dans 30% d’hématocrite avec environ 0,9 millilitre de PBS avant l’injection.Préparez des instruments chirurgicaux stériles et une plate-forme d’imagerie et placez un coussin chauffant sous le rideau. Surveillez le mauvais réflexe et le tonus musculaire général des souris anesthésiées pour vérifier la profondeur de l’anesthésie. Placez l’animal sur le coussin chauffant chaud et sa queue dans le système de surveillance pour surveiller la pression artérielle et le rythme cardiaque.Maintenez la température rectale à 37 degrés Celsius et notez la pression artérielle systolique, la pression artérielle diastolique et la pression artérielle moyenne de l’animal dans l’état anesthésié. Ouvrez la bulle tympanique gauche par une approche latérale et ventrale au microscope en laissant la membrane tympanique et les osselets intacts. Faites une incision le long de la ligne médiane du cou de l’animal avec sa tête immobilisée pour minimiser les mouvements.Retirer la glande sous-mandibulaire gauche et le ventre postérieur du muscle digastrique et cautériser. Localisez et exposez la bulle osseuse en identifiant le muscle sternocléidomastoïdien et le nerf facial s’étendant antérieurement vers la bulle. Ouvrez la bulle osseuse avec une aiguille de calibre 30 et retirez soigneusement l’os environnant avec une pince chirurgicale pour fournir une vue claire de l’artère cochléaire et stapédienne avec sa marge médiale située sur le bord de la niche de la fenêtre ronde et provoquant une supériorité antérieure vers la fenêtre ovale.Utilisez une petite lame de couteau pour gratter l’os de la paroi latérale au milieu du sommet de la cochlée de la souris à environ 1,25 millimètre de l’apex jusqu’à ce qu’une fine tache soit fissurée. Retirez les copeaux d’os avec de petits crochets métalliques. Couvrir la fenêtre du récipient avec un glissement de couvercle coupé pour préserver les conditions physiologiques normales et fournir une vue optique pour l’enregistrement des images du navire.Faites une incision d’un centimètre le long de la veine saphène droite pour exposer le vaisseau. Infuser successivement 100 microlitres chacun de la solution FITC-Dextran et de la suspension de cellules sanguines dans l’animal à travers la veine saphène pour permettre la visualisation des vaisseaux sanguins et le suivi du flux sanguin. Observez le flux sanguin en temps réel sur un moniteur vidéo cinq minutes après l’injection.Imagez les vaisseaux sanguins à l’aide d’un microscope à fluorescence équipé d’un objectif à longue distance de travail et d’un boîtier de lampe contenant un filtre d’excitation à bandes multiples et un filtre d’émission compatible. Enregistrez la vidéo à l’aide d’une caméra numérique haute résolution en noir et blanc couplée à une charge acquérant plus de 350 images par vidéo. Assurer une analyse réussie de la vitesse d’écoulement.Mesurez le diamètre du navire à l’aide d’un logiciel approprié et déterminez la distance entre deux points fixes à travers le navire dans les images acquises. Ouvrez la vidéo du flux sanguin dans le logiciel et définissez l’échelle des images. Suivez les cellules sanguines colorées DiO sélectionnées à l’aide de la fonction de suivi.Utilisez ensuite la distance parcourue par les cellules et l’intervalle de temps entre les images de la vidéo pour calculer automatiquement la vitesse d’écoulement. Calculez le débit volumétrique à l’aide de l’équation donnée dans le manuscrit du texte. Pour créer le modèle d’exposition au bruit avant l’enregistrement du flux sanguin, placez les animaux dans des cages en treillis métallique et exposez-les à un bruit à large bande à un niveau de pression acoustique de 120 décibels dans une cabine d’exposition au bruit pendant trois heures.Puis pour trois heures supplémentaires le lendemain. Enregistrez le débit sanguin deux semaines après l’exposition au bruit. Après exposition chirurgicale des capillaires cochléaires dans la paroi latérale, l’observation microscopique par fluorescence intravitale à haute résolution des cellules sanguines marquées DiL dans les vaisseaux marqués FITC Dextran a été réalisée à travers une fenêtre de vaisseau ouverte.Les cellules sanguines marquées DiL dans les vaisseaux Stria marqués avec FITC Dextran sont montrées ici. Les cellules sanguines marquées par Dio marquées avec FITC Dextran montrent que la densité des vaisseaux du ligament spiralé est plus clairsemée que celle du Stria vascularis, plus dense. La MIV haute résolution montre les schémas de flux sanguin dans les groupes témoins et exposés au bruit.Le schéma perturbé de la circulation sanguine peut être vu dans les groupes exposés au bruit. Les anomalies comprenaient une réduction du diamètre du navire et une variation accrue du diamètre du navire. Les vitesses de flux sanguin dans les groupes témoins et exposés au bruit ont été calculées en suivant les racines des cellules sanguines marquées DiO.La vitesse et le volume sanguins dans le groupe exposé au bruit étaient significativement inférieurs à ceux du groupe témoin. La mise en place réussie de la fenêtre du vaisseau ouvert nécessite un haut degré de compétence chirurgicale. Des précautions doivent être prises lors de l’enlèvement de l’os de la paroi latérale cochléaire.

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Une nouvelle méthode polyvalente pour l'observation de la microcirculation est présenté. Il est considéré comme convenable pour observation à long terme, et pour la combinaison avec pharmacophysiological ou moléculaire interventions biologiques.

In vivo la micro-circulation de mesure dans le muscle squelettique par voie intra-vitale microscopie

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Nous présentons une méthode pour former une fenêtre d'imagerie dans le crâne de la souris qui s'étend millimètres et est stable pendant des mois sans inflammation du cerveau. Cette méthode est bien adaptée pour les études longitudinales de la circulation sanguine, la dynamique cellulaire et cellulaire / structure vasculaire en utilisant la microscopie à deux photons.

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Cette vidéo montre la technique de microscopie à fluorescence intravitale pour étudier la formation de thrombus dans un modèle murin. La souris est injectée avec un polysaccharide marqué au fluorophore pour surveiller la circulation sanguine. Lors de l’éclairage avec une lumière de haute intensité, l’induction phototoxique d’une lésion dans la microvascularisation de l’oreille conduit à la formation d’un thrombus, qui est confirmé par la visualisation de l’obstruction de la circulation sanguine.

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Cet article présente une méthode détaillée pour la mesure dynamique et la quantification de la vitesse du flux sanguin dans les vaisseaux sanguins individuels du système vasculaire hépatique de la souris à l’aide de l’imagerie par microscopie intravitale en combinaison avec une méthodologie spécifique pour l’acquisition et l’analyse d’images.

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Présenté ici est un protocole pour étudier la microcirculation coronaire dans le tissu cardiaque murin vivant par la surveillance ex vivo de la pression artérielle de perfusion et le flux qui maintient la pression, ainsi que les composants vasculaires de l’arbre, y compris les lits capillaires et péricytes, que l’artère septale est cannulée et pressurisée.

Mesure dynamique et imagerie des capillaires, artérioles et péricytes dans le cœur de souris

Le système vasculaire rétinien de souris est particulièrement intéressant pour comprendre les mécanismes de formation des motifs vasculaires. Ce protocole mesure automatiquement le diamètre des vaisseaux rétiniens de souris à partir d’images de fond d’œil d’angiographie fluorescente à une distance fixe du disque optique.

Mesure du diamètre des vaisseaux rétiniens à partir d’images d’angiographie par fluorescence de souris

Découvrez la mesure du débit sanguin cochléaire chez la souris par fenêtre vasculaire ouverte et microscopie à fluorescence intravitale. Cette technique avance la recherche sur les troubles auditifs liés à la vascularisation.

Mesure du débit sanguin strial dans la cochlée de souris à l’aide d’une fenêtre vasculaire ouverte et d’une microscopie à fluorescence intravitale (Vidéo) | JoVE Journal

Mesure du débit sanguin strial dans la cochlée de souris à l’aide d’une fenêtre vasculaire ouverte et d’une microscopie à fluorescence intravitale

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