Name: Un test rapide de préférence alimentaire à Drosophila (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-11T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 13 s
Description: Découvrez un test de préférence alimentaire rapide pour Drosophila melanogaster utilisant une boîte de Pétri à deux compartiments avec colorants. Cette méthode permet d'évaluer efficacement les comportements de goût et les effets génétiques.

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Les auteurs aimeraient remercier le Dr Tingwei Mi de les avoir aidés à optimiser l'analyse d'alimentation à deux choix. Ils remercient également Samuel Chan et Wyatt Koolmees pour leurs commentaires sur le manuscrit. Ce projet a été financé par les subventions des National Institutes of Health R03 DC014787 (Y.V.Z.) et R01 DC018592 (Y.V.Z.) et par la Fondation Ambrose Monell.

1. Assemblage des chambres d'essai
REMARQUE : Bien que ce protocole décrive l'utilisation d'une boîte de Pétri de 35 mm (figure 1A), l'effet désiré peut être obtenu à l'aide de n'importe quel récipient étanche à fond lisse qui peut être coupé en deux et couvert.
<ol><li>Tout d'abord, couper en deux une boîte de Pétri de 35 mm lidded en fixant une longueur de plastique (5 mm de largeur et 3 mm de hauteur) sur la ligne médiane avec adhésif étanche, formant deux compartiments étanches. Confirmez que le joint est complet pour éviter les fuites qui peuvent entraîner le mélange des deux substrats alimentaires. REMARQUE : Après l'assemblage, réutiliser cet appareil tant que le joint tient.</li>
</ol>2. Préparation des flacons de famine
<ol><li>Préparer un nombre suffisant de flacons de mouches en plastique vides; puis, compacter lâchement un morceau de papier de soie au fond. Compresser suffisamment le papier de soie pour qu'il remplisse l'espace, mais pas tellement qu'il forme une masse dense. REMARQUE : Assurez-vous qu'il n'y a pas de crevasses profondes ou de plis dans les tissus, car cela peut conduire à des mouches piégées.</li>
	<li>Ajouter ~3 mL d'eau pure au flacon de sorte que le tissu soit complètement saturé, mais il n'y a pas d'eau stagnante. Assurez-vous qu'il n'y a pas de grosses gouttelettes d'excès d'eau sur le mur du flacon. Alternativement, remplacer le papier trempé par la préparation d'une solution d'agar de 1 % w/v (sans saccharose) en ajoutant 5 mL d'agarose de 1 % à chaque flacon vide et en permettant à l'agarose de se solidifier à température ambiante.</li>
</ol>3. Famine humide des mouches avant l'expérience
<ol><li>Lancez la famine 24 h avant l'expérience. Sous anesthésieco 2, trier les groupes de ~70, 2-4 jours vole dans les flacons de famine préparés, étiquetant chaque flacon avec le génotype et le temps de famine.</li>
</ol>4. Configuration du reagent
<ol><li>Préparation des dyes REMARQUE : Avant d'effectuer des expériences, il est important d'effectuer un test de contrôle préliminaire afin de déterminer les concentrations correctes de dyes rouges et bleues à utiliser.<ol>
<li>Pour l'analyse de contrôle, préparez une gamme de dilutions pour chaque colorant, et effectuez l'analyse d'alimentation avec la même nourriture avec une couleur différente de colorant. Utilisez les résultats pour identifier les concentrations de deux colorants (un rouge, un bleu) qui donnent un IP d'~0 lorsqu'aucun composé expérimental n'est ajouté (voir la section 7). REMARQUE : Par exemple, la concentration finale de colorant bleu a été fixée à 50 μM et testée contre une série de concentrations de colorants rouges. D'après la courbe de dosage des colorants rouges, la concentration optimale de colorant rouge était de 210 μM, ce qui donnait un minimum de biais de teinture (figure 1B). Une concentration plus élevée de colorant rouge pousse les mouches à préférer les aliments rouges, tandis qu'une concentration plus faible pousse les mouches à préférer les aliments bleus. Affiner soigneusement les concentrations de colorant bleu ou rouge par incréments de 1 μM, car des différences de cette ampleur et plus peuvent affecter les résultats expérimentaux.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation de 1% agarose<ol>
<li>Dans un récipient allant au micro-ondes, mélanger 0,5 g d'agarose et 50 mL d'eau pure (ou plusieurs d'entre elle). Cuire au micro-ondes la solution agarose jusqu'à dissolution, en l'remuant au besoin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation d'autres composants alimentaires<ol>
<li>Dissoudre chaque composant alimentaire, y compris le saccharose et tous les composés expérimentaux, dans l'eau à une concentration 100 fois ou plus élevée de la concentration finale testée. REMARQUE : Le volume total de chaque ingrédient alimentaire ajouté à 1 % d'agar ne doit pas dépasser 1 mL par agar fondu de 10 mL. Sinon, l'agarose peut être trop diluée et ne se solidifiera pas de façon appropriée.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation des médias alimentaires<ol>
<li>Mélanger l'agar, le colorant et le composé expérimental désiré dans des tubes coniques de centrifugeuse en polypropylène (15 ou 50 mL); utiliser de l'eau au lieu du tastant expérimental dans les aliments de contrôle. Faites ceci tandis que l'agar est encore complètement liquide et mélangez complètement à l'aide d'un mélangeur de vortex. Gardez les tubes dans un bain d'eau de 60 °C sans être utilisés pour empêcher l'agarose de durcir avant d'être distribué dans la vaisselle.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer des plats pour l'expérience REMARQUE : Assurez-vous que tous les plats sont complètement secs avant de commencer.<ol>
<li>Pipette 1 mL de milieu alimentaire expérimental rouge dans un côté du plat d'essai (figure 1A); répéter pour le nombre désiré de plats. Laisser refroidir l'agarose jusqu'à consistance ferme (3-5 min), puis pipette 1 mL de nourriture de contrôle bleu dans l'autre côté de la vaisselle (Figure 1A). Répétez ce processus avec la paire bleue rouge/expérimentale de commande. REMARQUE : Assurez-vous que tous les plats sont bien réglés avant de commencer l'expérience. Utilisez la vaisselle dans les 30 minutes.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Lancement de l'analyse d'alimentation bi-sens
<ol><li>Paralyser temporairement les lignes de mouche expérimentales sur la glace jusqu'à ce qu'aucune activité motrice évidente comme le vol et l'escalade ne soit observée. Une fois que les mouches sont immobilisées, inversez doucement le flacon et appuyez sur pour transférer toutes les mouches dans la chambre d'essai. REMARQUE : Le choc froid prend ~3-5 min. Une exposition prolongée au froid peut affecter la physiologie et la santé de la mouche et doit donc être évitée.</li>
	<li>Placez rapidement le couvercle sur la chambre et mettez-le de côté. Une fois que toutes les mouches ont été transférées, déplacez toutes les chambres vers un espace sombre et clos. Laissez l'essai courir pendant 90 min. REMARQUE : Un environnement sombre minimise l'influence de la voie visuelle de la mouche sur le comportement alimentaire et élimine tout indice environnemental de l'extérieur du plat.</li>
</ol>6. Mettre fin à l'analyse d'alimentation bi-sens
<ol><li>Après 90 minutes se sont écoulées, transférer les chambres dans un congélateur de -20 °C pour sacrifier les mouches. Après ~1 h, comptez les mouches. REMARQUE : Inversez chaque boîte de Pétri avant de placer le plat au congélateur pour vous assurer qu'aucune mouche ne sera congelée sur les aliments.</li>
</ol>7. Attribution d'un indice de préférence (IP) pour déterminer la préférence alimentaire
<ol><li>Sous un microscope de dissection standard, examiner la couleur abdominale des mouches dans chaque plat individuel. Comptez les mouches comme étant rouges, bleues ou violettes en fonction de la couleur de leur abdomen (figure 2A). Comptez la mouche si son abdomen est de couleur supérieure à 50 %, ce qui indique une alimentation robuste( figure 2B). Exclure la mouche si son abdomen ne contient qu'une petite tache alimentaire, indiquant une mauvaise alimentation (Figure 2C).</li>
	<li>Une fois que le nombre de mouches mangeant des aliments bleus, rouges ou bleus et rouges a été compté, utilisez l'équation suivante pour attribuer à chaque boîte de Pétri un indice de préférence (IP) :</li>
</ol>PI = (Nombre de mouches mangeant des aliments expérimentaux) - (Nombre de mouches mangeant des aliments de contrôle) / (Nombre de mouches mangeant des aliments expérimentaux) + (Nombre de mouches mangeant des aliments de contrôle) + (Nombre de mouches mangeant les deux)
Pi > 0 indique une préférence pour le composé expérimental, PI < 0 indique une aversion pour le composé expérimental, et PI = 0 n'indique aucun effet du composé sur le comportement alimentaire.
8. Nettoyage des chambres d'essai
<ol><li>Nettoyez rapidement les boîtes de Pétri en raclant le substrat alimentaire et en les rinçant avec du savon et de l'eau non parfumés. Faire tremper les boîtes de Pétri toute la nuit dans de l'eau distillée. Vérifiez que le joint de séparation dans chaque plat est encore étanche, puis laissez le plat sécher à l'air libre. REMARQUE : Après s'être assuré qu'il n'y a pas d'agarose résiduelle ou de colorant, les boîtes de Petri sont prêtes à être utilisées à nouveau.</li>
</ol>

<ol><li>Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+gustatory+receptor+required+for+the+responses+to+sucrose%2C+glucose%2C+and+maltose+identified+by+mRNA+tagging%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (35), 14110-14115 (2007).</li>
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<li>Zhang, Y. V., Raghuwanshi, R. P., Shen, W. L., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Food+experience-induced+taste+desensitization+modulated+by+the+Drosophila+TRPL+channel%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Food experience-induced taste desensitization modulated by the Drosophila TRPL channel.</a> Nature Neuroscience. 16 (10), 1468-1476 (2013).</li>
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<li>Zhang, Y. V., Aikin, T. J., Li, Z., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+basis+of+food+texture+sensation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The basis of food texture sensation in Drosophila.</a> Neuron. 91 (4), 863-877 (2016).</li>
<li>Itskov, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behaviour+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila.</a> Nature Communications. 5, 4560(2014).</li>
<li>Qi, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+feeding+assay+in+adult+Drosophila+reveals+rapid+modulation+of+food+ingestion+by+its+nutritional+value%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Brain%22%5BJournal%5D)">A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value.</a> Molecular Brain. 8, 87(2015).</li>
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</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d'intérêts ou intérêts financiers concurrents.

Cette méthode implique plusieurs étapes cruciales où des problèmes peuvent se produire. Tout d'abord, assurez-vous que les mouches ingèrent une quantité suffisante de nourriture pour fournir des données stables. Si les mouches mangent mal, assurez-vous que les mouches ont été affamées pendant au moins 24 h et que le média expérimental contient au moins une concentration minimale de saccharose (2 mM). Pour stimuler davantage la consommation alimentaire, prolongez la période de famine humide au-delà de 24 h, selon l'état p...

Malgré des différences dramatiques dans la structure anatomique des organes gustatives entre les mouches et les mammifères, les réactions comportementales des mouches à de nombreuses substances tastantes sont étonnamment similaires à celles des mammifères. Par exemple, les mouchespréfèrent le sucre 1,2,3,4,5,6,7,8, acides aminés9,10, et faible teneur en sel11, qui indiquent des nutriments, mais rejettent les alimentsamers 12,13,14,15 qui sont désagréables ou toxiques. Au cours des deux dernières décennies, les mouches se sont avérées être un organisme modèle très précieux pour faire progresser la compréhension de nombreuses questions fondamentales liées à la sensation gustative et à la consommation alimentaire, y compris la détection du tastant, la transduction gustative, la plasticité gustative et la régulationde l'alimentation 16,17,18,19,20. Fait remarquable, un certain nombre d'études ont démontré que les mécanismes de transduction gustative et de circuit neuronal sous-jacents à la perception du goût sont analogues entre les mouches des fruits et les mammifères. Par conséquent, la mouche des fruits sert d'organisme expérimental idéal, permettant aux chercheurs de découvrir des concepts et des principes conservés de façon évolutionnistes qui régissent la détection et la consommation des aliments dans le règne animal.
Pour étudier la sensation gustative chez les mouches, il est essentiel d'établir un test rapide et rigoureux pour mesurer objectivement les préférences alimentaires. Au fil des ans, diverses méthodes d'alimentation, tels que les analyses à base de teinture11,12,13,21,22,23, l'essai de réponse d'extension de proboscis mouche24, la mangeoire capillaire (CAFE) essai25,26, le comptoir d'interaction liquide-alimentaire volant (FLIC) test27, et d'autres méthodes combinatoires ont été développés pour mesurer quantitativement la préférence alimentaire et / ou l'apport alimentaire pour les mouches des fruits28,29,30,31. L'un des paradigmes d'alimentation populaires est l'analyse d'alimentation à deux choix à base de colorant utilisant soit une plaque de microtiter multiwell12,21,32 ou, comme décrit ici, une petite boîte de Pétri11,22 comme chambre d'alimentation. Cet essai est conçu en fonction de la transparence de l'abdomen de la mouche. Au cours de cet essai, les mouches sont placées dans la chambre d'alimentation et présentées avec deux options alimentaires mélangées avec du colorant rouge ou du colorant bleu. Une fois l'essai terminé, les abdomens de mouche apparaissent rouges ou bleus selon la nourriture qu'ils ont consommée.
La boîte de Pétri et les tests d'alimentation à base de colorants multiwell-plaque sont très robustes et donnent à peu près les mêmes résultats. À l'aide de ces deux analyses, de nombreuses découvertes et percées importantes ont été faites pour déchiffrer les récepteurs et les cellules très diversifiés responsables de la détection des goûts alimentaires et de la texturedes aliments 11,12,21,22,32,33. Dans l'analyse à base de colorant, une étape expérimentale nécessitant beaucoup de temps et d'efforts est la préparation et le chargement des aliments dans la chambre d'alimentation. Pour réduire le temps de préparation et de chargement des aliments, cet essai a été modifié en remplaçant la plaque de microtiter multiwell par une petite boîte de Pétri, qui est divisée en deux compartiments égaux. Dans l'analyse à base de boîtes de Pétri, deux aliments différents complétés par du colorant bleu ou rouge sont ajoutés aux deux moitiés du plat. Ensuite, ~70 mouches prédémarrées de 2 à 4 jours sont placées dans le plat et autorisées à choisir entre les aliments bleus et rouges dans l'obscurité pendant environ 90 min. L'abdomen de chaque mouche est ensuite examiné, et l'indice de préférence (IP) est calculé.
Cet essai d'alimentation à base de boîtes de Pétri à deux choix est abordable, simple et rapide. Une plaque multiwell nécessite environ 110 s à remplir, tandis que chaque plat de Pétri ne prend que ~ 20 s. En outre, la plaque multiwell nécessite de pipetage de petits volumes de nourriture dans un grand nombre de petits puits (par exemple, 60 puits ou plus par assiette), ce qui exige une précision et une attention considérables. Inversement, l'analyse à base de boîtes de Pétri ne nécessite que deux actions par assiette. Comme l'analyse d'alimentation peut impliquer un grand nombre de répliques, l'essai à base de boîtes de Pétri permet d'économiser beaucoup de temps et d'efforts. Cet essai donne des résultats équivalents à ceux de l'analyse à base de multiwell et s'est avéré efficace pour répondre à de nombreuses questions fondamentales dans la sensation gustative, y compris le goût de selcodant 11, plasticité gustative modifiéepar l'expérience alimentaire 22, et la base moléculaire de la sensation de texturedes aliments 33. En résumé, cet essai à deux choix à base de boîtes de Pétri est un outil puissant pour étudier comment les mouches perçoivent les milieux nutritifs externes et internes pour obtenir un comportement alimentaire approprié.

<table><tbody><tr><td>Boîte de Pétri 35 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-772E</td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Thomas Scientific</td><td>C756P56</td><td></td></tr><tr><td>Adhésif transparent</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9884114</td><td></td></tr><tr><td>Tubes à centrifuger coniques</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-527-90</td><td></td></tr><tr><td>Microscope de dissection</td><td>Amscope</td><td>SM-2T-6WB-V331</td><td></td></tr><tr><td>FCF Brilliant Blue</td><td>Wako Chemical</td><td>3844-45-9</td><td></td></tr><tr><td>Fly CO2 système d’anesthésie</td><td>Genesee Scientfic</td><td>59-114/54-104M</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur à mouches avec cycle jour/nuit programmable</td><td>Powers Scientific Inc.</td><td>IS33SD</td><td></td></tr><tr><td>Lignes anti-mouches</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plat en verre (passe au micro-ondes)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666A</td><td></td></tr><tr><td>Bouteille de stockage multimédia</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-192-9998</td><td></td></tr><tr><td>Séparateur en plastique coupé pour s’adapter au plat à partir d’une feuille d’une épaisseur ne dépassant pas 5 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flacons anti-mouches</td> <td>en plastiqueGenesee Scientific</td><td>32-116</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Millipore Sigma</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Sulforhodamine B</td><td>Millipore Sigma</td><td>S9012</td><td></td></tr><tr><td>Composé d’intérêt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mélangeur Vortex</td><td>Benchmark Scientific</td><td>BV1000</td><td></td></tr><tr><td>Bain d’eau</td><td>Fisher Scientific</td><td>FSGPD05</td><td></td></tr></tbody></table>

un test rapide de préférence alimentaire à drosophila

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

Pour choisir des aliments à valeur nutritive tout en évitant la consommation d'agents nocifs, les animaux ont besoin d'un système de goût sophistiqué et robuste pour évaluer leur environnement alimentaire. La mouche des fruits, Drosophila melanogaster, est un organisme modèle génétiquement tractable qui est largement utilisé pour déchiffrer les fondements moléculaires, cellulaires et neuronaux de la préférence alimentaire. Pour analyser les préférences alimentaires des mouches, une méthode d'alimentation robuste est nécessaire. Décrit ici est un test d'alimentation à deux choix, qui est rigoureux, économique et rapide. L'analyse est à base de boîtes de Pétri et implique l'ajout de deux aliments différents complétés par du colorant bleu ou rouge aux deux moitiés du plat. Ensuite, ~70 mouches prédémarrées de 2 à 4 jours sont placées dans le plat et autorisées à choisir entre les aliments bleus et rouges dans l'obscurité pendant environ 90 min. L'examen de l'abdomen de chaque mouche est suivi du calcul de l'indice de préférence. Contrairement aux assiettes multiwell, chaque boîte de Pétri ne prend que ~20 s à remplir et permet d'économiser du temps et des efforts. Cet essai d'alimentation peut être employé pour déterminer rapidement si les mouches aiment ou n'aiment pas un aliment particulier.

Dans cet essai, un plat de 35 mm a été divisé en deux compartiments d'alimentation égaux, chaque moitié du plat contenant de la nourriture agarose couplée à un colorant bleu ou rouge (Figure 1A). Pour exclure le biais des colorants, les concentrations de colorants bleus et rouges ont été soigneusement affinées pour donner un PI approximatif de « 0 » lorsque seuls ces deux colorants ont été ajoutés (figure 1B). Une fois que la boîte de Pétri a été chargée avec de...

Nous présentons un protocole pour un essai d'alimentation à deux choix pour les mouches. Cet essai d'alimentation est rapide et facile à exécuter et convient non seulement pour la recherche en laboratoire à petite échelle, mais aussi pour les écrans comportementaux à haut débit chez les mouches.

Un test rapide de préférence alimentaire à Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...

Notre protocole est conçu pour effectuer une analyse fine pour la mouche des fruits, qui est un organisme modèle puissant qui permet de concevoir pour tous les gènes, récepteurs, neurones et une tête neuro-psych qui sont impliqués dans la sensation d’essai et la consommation alimentaire. Comme les humains volent comme des aliments qui goûtent: sucré, légèrement salé, légèrement aigre ou rejeter les aliments qui ont un goût amer, trop salé ou trop aigre. La puissance de cette technique vient de la vitesse et de la commodité.Vous pouvez tester de nombreuses mouches différentes en peu de temps PRH sans configuration complexe. Notre méthode est un excellent, excellent test pour comprendre si les mouches comme un, tout comme un aliment particulier, ainsi que la façon dont certains produits génétiques influencent la préférence gustative. Il peut être difficile d’établir si les animaux acceptent ou rejettent certains aliments.Par conséquent, il est important d’établir un protocole standard pour tester la préférence de goût des animaux. Pour préparer les flacons de famine pour l’analyse, compactez lâchement un morceau de tissu au fond de chaque flacon de mouche en plastique vide par type de gène de mouche à tester. De telle sorte que le papier remplit cet espace sans former une masse dense, à environ trois millilitres d’eau pure à chaque flacon pour saturer complètement les tissus sans eau stagnante.En prenant soin qu’il n’y a pas de grandes gouttelettes d’excès d’eau sur les parois des flacons. Alternativement, cinq millilitres de 1% Agros sans saccharose peuvent être remplacés par le papier trempé, 24 heures avant l’expérience de dioxyde de carbone anesthésié deux à quatre jours de mouches et trier les mouches en groupes d’environ 70. Ajoutez ensuite chaque groupe de mouches à une vile famine et étiquetez chaque flacon avec le génotype et le temps d’initiation à la famine.Avant d’effectuer une expérience, préparez une gamme de dilutions pour chaque colorant en utilisant le même aliment avec chaque couleur de colorant différente. Combiné 0,5 grammes d’Agros avec 50 millilitres d’eau pure dans un récipient allant au micro-ondes et chauffer la solution Agro jusqu’à ce qu’elle se soit dissoute en remuant au besoin. Dissoudre chaque composant alimentaire, y compris le saccharose et tous les composés expérimentaux dans l’eau à une concentration 100 fois ou plus élevée de la concentration finale testée.Et mélanger le colorant Agro et le composé expérimental désiré dans des tubes coniques de centrifugeuse en polypropylène. Après avoir mélangé placer les tubes dans le bain d’eau de 60 degrés Celsius jusqu’à la distribution et ajouter un millilitre d’une couleur de la nourriture expérimentale et des solutions de teinture d’un côté du premier plat d’essai. Laisser refroidir les Agros jusqu’à consistance ferme avant d’ajouter un millilitre de la solution alimentaire de contrôle, étiquetée avec la deuxième couleur de colorant de l’autre côté du plat.Répétez ensuite la préparation du plat d’essai, avec le contrôle opposé et la paire expérimentale de solution de colorant. Utilisez les résultats pour identifier deux concentrations de colorants qui donnent un indice de préférence de zéro. Lorsqu’aucun composé expérimental n’est ajouté.Pour effectuer un test d’alimentation bi-sens. D’abord temporairement paralysé une mouche expérimentale vile pendant trois à cinq minutes sur la glace jusqu’à ce qu’aucune activité motrice évidente comme le vol et l’escalade sont observées. Une fois que les mouches ont été immobilisées, inversez doucement le flacon et appuyez sur pour transférer les mouches dans la chambre d’essai, puis placez rapidement le couvercle sur la chambre.Lorsque tous les groupes ont été transférés déplacer toutes les chambres d’essai à un espace sombre et fermé pendant 90 minutes. À la fin de l’essai inverser les chambres à un congélateur moins 20 degrés Celsius, pendant environ une heure. Avant de placer chaque chambre sous un microscope stéréo pour examiner la couleur abdominale des mouches dans chaque groupe expérimental.Comptez une mouche, si l’abdomen est de plus de 50% coloré indiquant une alimentation robuste, jetez toutes les mouches dans lesquelles l’abdomen ne contient qu’une petite tache alimentaire, ce qui est indicatif d’une mauvaise alimentation. Lorsque toutes les mouches ont été comptées, utilisez l’équation pour quantifier l’indice de préférence alimentaire pour chaque groupe. Dans cet essai, un plat de 35 millimètres a été divisé en deux semaines, nous allons nourrir dans des compartiments contenant la nourriture d’Agro, couplé avec colorant rouge ou bleu.Pour exclure le biais de teinture, les concentrations de colorant bleu et rouge ont été soigneusement affinées pour donner une préférence approximative zéro lorsque seulement ces deux colorants ont été ajoutés, 90 minutes après wet starved adulte fly chargement des couleurs abdominales bly est apparu comme bleu ou rouge. Si l’animal consommait principalement des aliments bleus ou rouges, respectivement, si une mouche consommait à la fois du bleu et du rouge, l’abdomen semblait violet. Seules les mouches qui ont ingéré une quantité considérable de nourriture ont été notées, tandis que les mouches ayant un apport alimentaire insuffisant n’ont pas été comptées.La comparaison de cet essai à base de boîtes de Pétri à l’analyse à base d’assiettes multi-puits a révélé que les deux méthodes d’alimentation donnaient essentiellement les mêmes résultats d’alimentation en réponse aux aliments sucrés, amers et salés chez les mouches sauvages. Toutefois, il est beaucoup plus rapide de préparer et de distribuer les aliments dans une boîte de Pétri que dans une assiette de 60 puits. Assurez-vous d’identifier la concentration de colorant à utiliser, surtout après avoir fait un nouveau lot de régime.Cette concentration peut être différente d’une ligne de vol à l’autre. Notre paire d’aujourd’hui est basée à deux choix test est très puissant aussi. Pour vous demander comment les mouches, sentir à la fois cadre interne-externe endommagé à l’état réel alimentation appropriée et le comportement.

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JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Cette vidéo décrit un test d’alimentation pour les mouches des fruits dans lequel des aliments colorés sont utilisés pour surveiller l’alimentation et l’effet que les composés ajoutés peuvent avoir sur l’activité alimentaire. L’exemple de protocole teste les effets de plusieurs perturbateurs endocriniens (PE).

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Un, test de comportement évolutives et économiques pour mesurer l&#39;éthanol sédation sensibilité et la tolérance rapide dans<em&gt; Drosophila</em

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High Throughput Assay pour examiner les préférences de ponte de l&#39;individu<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Le goût est un processus sensoriel important qui facilite l’attraction vers les substances bénéfiques et l’évitement des substances toxiques.  Ce protocole décrit un essai d’ingestion simple permettant de déterminer la préférence gustative de la drosophile pour un composé chimique donné.

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Le dosage CApillary FEeder (CAFE) est une méthode simple, économique et très fiable pour étudier les mécanismes sous-jacents à l’apport alimentaire. Utilisé avec l’organisme modèle génétique très polyvalent Drosophila melanogaster, il fournit un moyen puissant d’obtenir de nouvelles connaissances sur les mécanismes de régulation de l’apport alimentaire.

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Un test rapide de préférence alimentaire à Drosophila

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