Name: Création de chimères du cerveau antérieur aviaire pour évaluer le développement facial (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 10 s
Description: Découvrez une technique de transplantation tissulaire pour évaluer les interactions entre le prosencéphale basal et le visage chez l'embryon d'oiseau. Cette méthode isole le tissu sans contamination par les cellules de la crête neurale.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

La recherche rapportée dans cette publication a été soutenue par le National Institute of Dental and Craniofacial Research des National Institutes of Health sous les numéros d’attribution R01DE019648, R01DE018234 et R01DE019638.

Le canard blanc de Pékin (Anas platyrhynchos), le poulet Livourne blanc (Gallus gallus) et la caille japonaise (Cortunix coturnix japonica) sont incubés à 37 °C dans une chambre humidifiée jusqu’à ce qu’ils atteignent le stade correspondant à HH7/817.
1. Préparation du tissu donneur
NOTE: La préparation des réactifs et des outils et la façon d’ouvrir les œufs pour la manipulation expérimentale ont été décrites6.
<ol><li>Préparez les supports DMEM avec du rouge neutre, une pipette de transfert en verre et des aiguilles en tungstène affûtées.</li>
	<li>Exposer les embryons (comme indiqué aupoint 6).</li>
	<li>Prélever des greffes de tissus du côté gauche du cerveau antérieur basal des embryons de stade 7/8. Utilisez des aiguilles de tungstène aiguiséesincurvées 6 pour inciser doucement un morceau du cerveau antérieur mesurant ~0,3 mm de longueur sur 0,2 mm de largeur, en veillant à ne pas inclure l’endoderme sous-jacent en glissant l’aiguille sous le cerveau antérieur de sorte que l’aiguille soit parallèle à l’axe du tube neural.</li>
	<li>À l’aide de la pipette de transfert en verre, prélever le greffon sur l’embryon du donneur.</li>
	<li>Transférer le greffon dans du DMEM contenant du rouge neutre (0,01% dans PBS, 23 ° C) pendant 2 minutes pour le colorer, puis placer le greffon coloré dans le DMEM qui ne contient pas de rouge neutre jusqu’à ce qu’il soit prêt pour la greffe.</li>
</ol>2. Préparation de l’hôte
<ol><li>Incuber les œufs fécondés du poulet blanc Livourne (Gallus gallus) à 37 °C dans une chambre humidifiée jusqu’à HH7/8 17.</li>
	<li>Exposer les embryons (comme indiqué aupoint 6).</li>
	<li>À l’aide d’aiguilles de tungstène aiguisées, préparer le site du greffon en coupant doucement, puis en retirant un morceau de cerveau antérieur basal de 0,3 mm sur 0,2 mm du côté gauche pour accueillir le greffon comme cela a été fait pour isoler le tissu du donneur.</li>
	<li>Prenez soin d’éviter une perturbation excessive de l’endoderme sous-jacent, qui sera évidente lorsque les granules vitellins commenceront à couler à travers toute déchirure qui est faite. Cela demande de la pratique et toutes les tentatives ne seront pas couronnées de succès.</li>
	<li>Après le transfert à l’hôte6, positionner le greffon pour remplacer le cerveau antérieur basal extirpé de l’hôte.</li>
	<li>Placer le ruban adhésif hermétiquement sur le trou et remettre l’embryon dans l’incubateur à 37 °C pendant la durée appropriée pour l’analyse.</li>
</ol>

<ol><li>Waddington, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+Mechanics+of+Chicken+and+Duck+Embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Developmental Mechanics of Chicken and Duck Embryos.</a> Nature. 125, 924-925 (1930).</li>
<li>Noden, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+the+neural+crest+in+patterning+of+avian+cranial+skeletal%2C+connective%2C+and+muscle+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The role of the neural crest in patterning of avian cranial skeletal, connective, and muscle tissues.</a> Developmental Biology. 96 (1), 144-165 (1983).</li>
<li>Borue, X., Noden, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normal+and+aberrant+craniofacial+myogenesis+by+grafted+trunk+somitic+and+segmental+plate+mesoderm%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm.</a> Development. 131 (16), 3967-3980 (2004).</li>
<li>Teillet, M. A., Ziller, C., Le Douarin, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quail-chick+chimeras%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Quail-chick chimeras.</a> Methods in Molecular Biology. 461, 337-350 (2008).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+zone+of+frontonasal+ectoderm+regulates+patterning+and+growth+in+the+face%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A zone of frontonasal ectoderm regulates patterning and growth in the face.</a> Development. 130 (9), 1749-1758 (2003).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+signaling+properties+of+ectodermal+epithelia+during+craniofacial+development%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Assessing signaling properties of ectodermal epithelia during craniofacial development.</a> Journal of Visualized Experiments. (49), (2011).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unique+organization+of+the+frontonasal+ectodermal+zone+in+birds+and+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Unique organization of the frontonasal ectodermal zone in birds and mammals.</a> Developmental Biology. 325 (1), 200-210 (2009).</li>
<li>Griffin, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fgf8+dosage+determines+midfacial+integration+and+polarity+within+the+nasal+and+optic+capsules%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Fgf8 dosage determines midfacial integration and polarity within the nasal and optic capsules.</a> Developmental Biology. 374 (1), 185-197 (2013).</li>
<li>Schneider, R. A., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cellular+and+molecular+origins+of+beak+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The cellular and molecular origins of beak morphology.</a> Science. 299 (5606), 565-568 (2003).</li>
<li>Tucker, A. S., Lumsden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+crest+cells+provide+species-specific+patterning+information+in+the+developing+branchial+skeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Evolution+%26+Development%22%5BJournal%5D)">Neural crest cells provide species-specific patterning information in the developing branchial skeleton.</a> Evolution & Development. 6 (1), 32-40 (2004).</li>
<li>Fish, J. L., Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+species-specific+contributions+to+craniofacial+development+using+quail-duck+chimeras%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Assessing species-specific contributions to craniofacial development using quail-duck chimeras.</a> Journal of Visualized Experiments. (87), (2014).</li>
<li>Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+crest+and+the+origin+of+species-specific+pattern%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Neural crest and the origin of species-specific pattern.</a> Genesis. 56 (6-7), 23219(2018).</li>
<li>Sohal, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+reciprocal+forebrain+transplantation+on+motility+and+hatching+in+chick+and+duck+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos.</a> Brain Research. 113 (1), 35-43 (1976).</li>
<li>Chen, C. C., Balaban, E., Jarvis, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interspecies+avian+brain+chimeras+reveal+that+large+brain+size+differences+are+influenced+by+cell-interdependent+processes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Interspecies avian brain chimeras reveal that large brain size differences are influenced by cell-interdependent processes.</a> PLoS One. 7 (7), 42477(2012).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+crest+cells+pattern+the+surface+cephalic+ectoderm+during+FEZ+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Neural crest cells pattern the surface cephalic ectoderm during FEZ formation.</a> Developmental Dynamics. 241 (4), 732-740 (2012).</li>
<li>Hu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signals+from+the+brain+induce+variation+in+avian+facial+shape%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Signals from the brain induce variation in avian facial shape.</a> Developmental Dynamics. 244 (9), 1133-1143 (2015).</li>
<li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Morphology%22%5BJournal%5D)">A series of normal stages in the development of the chick embryo.</a> Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).</li>
<li>Xu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlations+Between+the+Morphology+of+Sonic+Hedgehog+Expression+Domains+and+Embryonic+Craniofacial+Shape%5BTitle%5D)+AND+%22Evolutionary+Biology%22%5BJournal%5D)">Correlations Between the Morphology of Sonic Hedgehog Expression Domains and Embryonic Craniofacial Shape.</a> Evolutionary Biology. 42 (3), 379-386 (2015).</li>
<li>Eames, B. F., Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genesis+of+cartilage+size+and+shape+during+development+and+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The genesis of cartilage size and shape during development and evolution.</a> Development. 135 (23), 3947-3958 (2008).</li>
<li>Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchyme-dependent+BMP+signaling+directs+the+timing+of+mandibular+osteogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis.</a> Development. 135 (7), 1223-1234 (2008).</li>
</ol>

Tous les auteurs n’ont rien à divulguer.

La méthode décrite permet d’examiner les interactions tissulaires entre le cerveau antérieur basal et l’ectoderme adjacent. Cette approche diffère des méthodes précédentes de transplantation du cerveau antérieur, car le tissu du donneur était limité au cerveau antérieur ventral. Cela élimine la transplantation des cellules de la crête neurale, qui ont été montrées pour participer à la structuration de la morphologie faciale 9,10. Par conséquent, la restriction de...

Une grande partie de la recherche contemporaine en biologie du développement se concentre sur le rôle des gènes dans la formation des embryons. Il existe de bons outils pour examiner les mécanismes de développement d’un point de vue génétique. Cependant, les embryons sont assemblés et subissent une morphogenèse en réponse aux interactions tissulaires. Le système aviaire est un outil classique utilisé pour évaluer la variété des interactions tissulaires qui régulent le développement pour les raisons suivantes: l’embryologie est bien comprise, les embryons sont facilement accessibles, les outils d’analyse des systèmes aviaires sont bien développés et les embryons sont peu coûteux.
Le système de transplantation aviaire a été largement utilisé pour le traçage de la lignée et pour évaluer les interactions tissulaires au cours du développement depuis près d’un siècle 1,2,3,4. Ce système a été utilisé pour étudier un centre de signalisation, la zone ectodermique frontonasale (FEZ), qui régule la morphogenèse de la mâchoire supérieure5, et une vidéo a été publiée décrivant cette technique précédemment6. En plus de la caille-poussin, d’autres espèces ont également été utilisées pour produire des chimères pour l’analyse des interactions tissulaires. Par exemple, la souris FEZ a été transplantée à partir de souris sauvages de type7 et mutantes8, et d’autres ont utilisé un système de canard, de caille et de poussin pour évaluer le rôle de la crête neurale dans la structuration du squelette facial 9,10,11,12.
Dans ce travail, le rôle du cerveau antérieur dans la régulation du modèle d’expression génique dans la ZFE en transplantant réciproquement le cerveau antérieur ventral parmi les embryons de caille, de canard et de poussin a été évalué, car un signal du cerveau antérieur est nécessaire pour induire l’expression du hérisson Sonic dans la ZFE. Les greffes de cerveau antérieur ne sont pas uniques dans le domaine. Ces greffes ont été utilisées pour évaluer le développement de la motilité chez les embryons de cailles et de canards13, bien que dans ces expériences, des tissus contribuant à des dérivés non neuronaux aient également été transplantés. Dans d’autres travaux, les circuits auditifs chez les oiseaux ont été évalués par transplantation du cerveau antérieur14, mais ces greffes contenaient des cellules de crête neurale présumées, qui contribuent à la forme du visage 9,10 et participent à la régulation de l’expression de la SHH dans la FEZ 15. Par conséquent, un système permettant de transplanter uniquement le cerveau antérieur ventral d’une espèce d’oiseau à une autre avant la fermeture du tube neural a été conçu pour évaluer le rôle du cerveau dans la forme faciale16 (Figure 1A, B). Cette méthode était dépourvue de contamination de la crête neurale du greffon. Dans cet article, la méthode est illustrée et les résultats attendus sont décrits, et les défis rencontrés sont discutés.

<table><tbody><tr><td>1x PBS</td><td>TEK</td><td>TEKZR114</td><td></td></tr><tr><td>35x10 mm Boîte de Pétri</td><td>Falcon</td><td>1008</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Thermofisher</td><td>11965084</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>Fine Science Tools</td><td>26016-12</td><td></td></tr><tr><td>Neutral Red</td><td>Sigma</td><td>553-24-2</td><td></td></tr><tr><td>No. 5 Dumont</td><td>Forceps Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur Pipets</td><td>Thermofisher</td><td>13-678-6B</td><td></td></tr><tr><td>QCPN</td><td>anticorps Études de développement Banque d’hybridomes, Université de l’Iowa, Iowa, États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille en tungstène</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>26000</td><td></td></tr></tbody></table>

création de chimères du cerveau antérieur aviaire pour évaluer le développement facial

Creating Avian Forebrain Chimeras to Assess Facial Development

L’embryon aviaire a été utilisé comme système modèle pendant plus d’un siècle et a conduit à une compréhension fondamentale du développement des vertébrés. L’une des forces de ce système modèle est que l’effet et l’interaction entre les tissus peuvent être directement évalués dans les embryons chimériques. Nous avons déjà montré que les signaux du cerveau antérieur contribuent à la morphogenèse faciale en régulant la forme du domaine d’expression du hérisson sonique (SHH) dans la zone ectodermique frontonasale (FEZ). Dans cet article, la méthode de génération des chimères du cerveau antérieur et de fournir des illustrations des résultats de ces expériences est décrite.

Évaluation du chimérisme et de la contamination par les transplantations Afin d’évaluer les chimères, l’étendue du chimérisme et la contamination du greffon par d’autres types de cellules doivent être abordées. La création de chimères par transplantation de tissus de caille dans des embryons de poussins permet ce type d’analyse. En utilisant l’anticorps QCPN, les cellules de caille peuvent être visualisées et distinguées des tissus hôtes (Figure 1 C,D). D...

Cet article décrit une technique de transplantation de tissus conçue pour tester les propriétés de signalisation et de structuration du cerveau antérieur basal au cours du développement craniofacial.

Création de chimères du cerveau antérieur aviaire pour évaluer le développement facial

The avian embryo has been used as a model system for more than a century and has led to fundamental understanding of vertebrate development. One of the ...

Cette méthode permet aux chercheurs d’évaluer les interactions tissulaires entre le cerveau antérieur basal et le visage. Le principal avantage de cette technique est qu’elle isole le cerveau antérieur basal pour l’évaluation et empêche la contamination par les cellules de la crête neurale, ce qui confondrait l’analyse. La partie difficile de cette technique est l’ablation du cerveau antérieur de l’hôte et son remplacement par le tissu donneur.Diane Hu, chercheuse scientifique du laboratoire du Dr Ralph Marcucio, fera la démonstration de la procédure. Pour commencer, préparez des supports DMEM avec du rouge neutre, une pipette de transfert en verre et du tungstène affûté. À l’aide d’une seringue de 10 millilitres et d’une aiguille de calibre 18, retirez 0,5 millilitre d’albumine de l’extrémité pointue de la coquille d’œuf.Faites un petit trou sur le dessus de la coquille à l’aide de la pointe des ciseaux. Ensuite, placez un morceau de ruban adhésif sur le trou et coupez une ouverture circulaire pour exposer l’embryon. Colorer l’embryon avec du rouge neutre.Prélever des greffes de tissus du côté gauche du cerveau antérieur basal des embryons de stade sept ou huit. Utilisez des aiguilles de tungstène aiguisées incurvées pour inciser doucement un morceau du cerveau antérieur. Afin de ne pas inclure l’endoderme sous-jacent, glissez l’aiguille sous le cerveau antérieur et parallèlement à l’axe du tube neural.Prélevez le greffon de l’embryon donneur à l’aide de la pipette de transfert en verre et transférez-le dans du DMEM contenant du rouge neutre pendant deux minutes pour le colorer. Ensuite, placez le greffon coloré dans le DMEM qui ne contient pas de rouge neutre jusqu’à ce qu’il soit prêt pour la greffe. Incuber les œufs fécondés du poulet blanc Livourne à 37 degrés Celsius dans une chambre humidifiée jusqu’aux stades sept à huit de Hamburger-Hamilton.Exposer les embryons comme démontré précédemment. À l’aide d’aiguilles de tungstène aiguisées, préparer le site du greffon en coupant puis en retirant un morceau de cerveau antérieur basal de 0,3 par 0,2 millimètre pour accueillir le greffon. Évitez une perturbation excessive de l’endoderme sous-jacent, qui sera évidente lorsque les granules vitellins commenceront à couler à travers toute déchirure qui est faite.Après avoir transféré le greffon à l’hôte, positionner le greffon pour remplacer le cerveau antérieur basal extirpé de l’hôte. Placez du ruban adhésif hermétiquement sur le trou et remettez les embryons dans l’incubateur à 37 degrés Celsius jusqu’à ce qu’ils soient prêts pour l’analyse. Initialement, les chimères ont été créées en transplantant des tissus de caille dans des embryons de poussins.À l’aide de l’anticorps QCPN, les cellules de caille ont été visualisées et distinguées des tissus hôtes. Le système caille-poussin a confirmé que toute la greffe était composée uniquement de tissu neural et n’était pas contaminée par d’autres types de cellules. La transplantation de tissus de caille en embryons de canard a conduit à des chimères gravement déformées en raison d’un cerveau de caille en développement plus rapide.Par conséquent, la transplantation de tissus de canard dans des embryons de poulet a été effectuée. Les chimères canard-poussin qui en résultent suggèrent que le cerveau participe à la régulation de la morphologie. L’hybridation C2 de montagne entière a été utilisée pour évaluer l’expression du hérisson Sonic dans les chimères.Semblable à la morphologie, l’expression du hérisson sonique du côté canard de la chimère ressemblait davantage à celle d’un canard. La préparation du site hôte demande de la pratique. Un grand nombre d’embryons ne survivent pas, de sorte que la création d’un grand nombre de chimères peut aider à garantir des échantillons appropriés pour l’analyse.Cette méthode a permis d’évaluer comment les signaux du cerveau façonnent le domaine d’expression du hérisson Sonic dans la zone ectodermique frontonasale.

creating-avian-forebrain-chimeras-to-assess-facial-development

Research

Recherche

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologie du développement

Cet article décrit une technique de transplantation de tissus qui a été conçu pour tester les propriétés de signalisation et de structuration de la surface ectoderme céphalique au cours du développement cranio-facial.

Évaluation des propriétés de signalisation ectodermique épithéliums au cours du développement cranio-facial

Une approche pour l'analyse des migrations et le destin éventuel de cellules aviaires de la crête neurale chez la caille-poulet embryons chimériques est décrite. Cette méthode est une technique simple et directe pour le traçage des cellules de la crête neurale au cours de la migration et la différenciation qui seraient autrement difficiles à distinguer au sein d'un embryon de poulet non manipulée.

Analyse de la migration des crêtes neurales et la différenciation par la Croix-espèces transplantation

Un protocole pour la séparation de l'ectoderme embryonnaire visage et le mésenchyme est décrite. Nous utilisons dispase II pour traiter les embryons entiers d'abord, disséquer l'ensemble du visage protubérances sur, puis séparer l'ectoderme facial et le mésenchyme.

Séparation de souris embryonnaires ectoderme visage et Mesenchyme

Une technique de transplantation de "Extreme antérieur domaine" mouchoirs entre les embryons de Xenopus laevis a été développé. Tissu peut être déplacé d'un gène expression fond dans un autre, ce qui permet l'étude des besoins locaux pour le développement cranio-facial et d'interactions entre les régions du visage de signalisation.

Transplantations faciales<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embryons

Time-lapse imagerie confocale est une technique puissante utiles pour caractériser le développement embryonnaire. Ici, nous décrivons la méthodologie et de caractériser la morphogenèse craniofaciale dans le type sauvage, ainsi que PDGFRA, Smad5, et SMO embryons mutants.

Analyser craniofaciale morphogenèse chez le poisson zèbre Utilisation de 4D microscopie confocale

Cet article décrit une méthode pour générer des embryons chimériques qui sont conçus pour tester les contributions spécifiques à l'espèce de crête neurale et / ou d'autres tissus de développement cranio-facial.

Évaluation des contributions spécifiques aux espèces Vers développement cranio-facial Utilisation chimères caille-canard

Ici nous rapportons le double étiquetage des cellules neurales de crête et des vaisseaux sanguins utilisant la greffe intraspecies de tube neuralde poussin GFP combinée avec l’injection intra-vasculaire de DiI. Cette technique expérimentale nous permet de visualiser et d’étudier simultanément le développement du système nerveux (entérique) dérivé de la CCN et du système vasculaire, au cours de l’organogenèse.

Double étiquetage des cellules de la crête neurale et des vaisseaux sanguins dans des embryons de poulet à l’aide de la greffe de tube neuralChick GFP et de l’injection de diI de colorant de carbocyanine

L'organisation des cellules des os cranio-faciales a longtemps été supposé, mais jamais directement visualisées. Marquage des cellules multi-spectrale et en Live in vivo   imagerie permet de visualiser le comportement des cellules dynamique dans la mâchoire inférieure du poisson zèbre. Ici, nous détaillons le protocole de manipuler Zebrabow poissons transgéniques et observons directement intercalation de cellules et les changements morphologiques des chondrocytes dans le cartilage de Meckel.

Visualisation des chondrocytes intercalation et directionnel prolifération clonale via Zebrabow analyse cellulaire dans le cartilage de l&#39;embryonnaire Meckel

Cet article fournit une méthode pour isoler les tissus embryonnaires pures de caille et poulet des embryons qui peuvent être combinés pour former ex vivo organes chimérique.

Isolement des tissus embryonnaires et la Formation des organes chimériques caille-poulet à l’aide de l’exemple du Thymus

Nous décrivons ici des protocoles pour trois types de cultures d’explants de peau embryonnaire aviaire qui peuvent être utilisés pour examiner les interactions tissulaires, le film timelapse d’imagerie 4D (3D plus temps), la perturbation globale ou locale de la fonction moléculaire et la caractérisation de la biologie des systèmes.

Utilisation d’explants de peau aviaire pour étudier la structuration et l’organogenèse des tissus

Découvrez une technique de transplantation tissulaire pour évaluer les interactions entre le prosencéphale basal et le visage chez l'embryon d'oiseau. Cette méthode isole le tissu sans contamination par les cellules de la crête neurale.

Création de chimères du cerveau antérieur aviaire pour évaluer le développement facial

Explorer plus de vidéos