Une méthode pour préserver les racines et les rhizosphères des zones humides pour l’imagerie élémentaire

Cette méthode offre aux chercheurs une nouvelle façon de préparer les racines des plantes aquatiques, la rhizosphère environnante et le sol en vrac pour les techniques d’imagerie élémentaire. Le principal avantage de cette méthode est qu’elle est relativement rapide et abordable tout en préservant avec précision la distribution et la spéciation des éléments d’intérêt. Cette technique peut être utilisée pour répondre à des questions concernant de nombreux éléments et systèmes végétaux, des nutriments dans les systèmes agricoles au devenir et au transport des contaminants dans les systèmes de entraves.

Assurez-vous de travailler rapidement tout en étant conscient de la ou des zones souhaitées du système racinaire pour l’échantillonnage. Et prélever plusieurs échantillons par système racinaire. Pour préparer l’équipement de congélation slam pour une expérience, placez deux, cinq par cinq par 15 centimètres de blocs de cuivre horizontalement dans un refroidisseur propre capable de contenir de l’azote liquide.

Et en portant l’EPI approprié, versez suffisamment d’azote liquide dans la glacière pour immerger les blocs. Une fois que le bouillonnement s’estompe, placez une entretoise à chaque extrémité d’un bloc de cuivre. Ensuite, à l’aide de pinces et de gants cryogéniques, tenez l’autre blog en cuivre à son extrémité pour faciliter la récupération lorsque l’échantillon est en place.

Pour prélever l’échantillon, utilisez une plante en pot ou utilisez une pelle pour commencer à extraire la plante et la rhizosphère souhaitées du sol humide, en faisant en sorte que le trou creusé soit beaucoup plus grand que le volume racinaire souhaité. Utilisez une lame en acier pour couper tout excès de sol, en prenant soin de ne pas déranger le sol dans la zone souhaitée. Lorsque les zones souhaitées atteignent, coupez un cube de racine d’environ trois par trois par deux centimètres et placez immédiatement le cube entre les deux entretoises sur le bloc de cuivre horizontal.

Pour une congélation slam de l’échantillon, utilisez les gants cryogéniques pour placer le bloc de cuivre vertical sur les entretoises pendant environ cinq minutes. Lorsque le bouillonnement s’estompe, transférez l’échantillon de cube de rhizosphère congelé dans un morceau de carré de feuille d’aluminium pré-étiqueté. Pour lyophilisation des cubes de sol, lorsque le lyophilisateur a atteint la pression et la température de vide appropriées, placez un échantillon de cube de rhizosphère congelé pour un tube de 50 millilitres propre et lavé à l’acide ou directement dans le lyophilisateur et utilisez une lingette jetable propre pour empêcher la poussière de pénétrer dans la pompe à vide.

Placer les échantillons dans le lyophilisateur pendant au moins quelques jours jusqu’à ce qu’ils mettent à sec. Lorsque les tissus ont été lyophilisés, utilisez une lame en acier pour sécher les cubes de sol à une taille appropriée pour l’analyse avant de placer les cubes sous forme étiquetée à l’intérieur d’un dessiccateur sous vide. Après avoir préparé l’époxy conformément aux instructions du fabricant, utilisez un compte-gouttes pour ajouter lentement de l’époxy à la forme d’un côté du sol, jusqu’à ce que l’époxy recouvre entièrement l’échantillon.

Le sol s’assombrit en couleur à mesure que l’époxy mouille le sol. Une fois les formulaires remplis d’époxy, fermez le dessiccateur et allumez le vide. Vérifiez le niveau d’un époxy toutes les 30 à 90 minutes pendant les quatre premières heures, en ajoutant de l’époxy supplémentaire si nécessaire.

Une fois que l’époxy a durci, retirez l’échantillon. Après l’encastrement, utilisez une scie humide de précision à lame diamantée pour couper l’échantillon. Coupez l’échantillon dans une direction différente si aucune racine n’est obtenue lors de la coupe précédente.

Après la coupe, poncez manuellement le côté coupé de chaque échantillon avec du papier de verre de plus en plus fin pendant 30 secondes par taille de grain. Dans cette figure, plusieurs diamètres de racines peuvent être observés dans la matrice du sol sous forme de sections transversales. Les racines peuvent démontrer différents niveaux de qualité.

Par exemple, dans cette image, on peut observer une racine bien conservée, une racine déformée par le processus de lyophilisation et une racine qui a été retirée pendant le processus de coupe mince. L’analyse de cette section transversale de la racine avec une racine latérale en section longitudinale par imagerie synchrotron par fluorescence X telle que démontrée permet la détection du fer, du manganèse et de l’arsenic. La présence de fer dans le sol et entourant la racine dans la plaque de fer est également visible dans les images de micrographie lumineuse.

Le manganèse est présent de manière unique dans le cortex de la racine latérale, mais co-localise également avec le fer dans certaines zones de la plaque de fer sous forme de teinte vert-bleu. L’arsenic se trouve principalement dans le système vasculaire de la racine latérale qui fusionne avec le système vasculaire de la racine primaire. L’imagerie par spéciation chimique révèle une variabilité dans la localisation des espèces d’arsenic.

Comme observé dans ce diagramme tricolore, l’arsénite et l’arsénite glutathion sont étroitement associés dans le système vasculaire, tandis que l’arséniate se localise principalement à l’extérieur de la racine, associée à la plaque de fer. Avant le prélèvement de l’échantillon, déterminez la partie souhaitée du système racinaire pour l’imagerie élémentaire. Cela dictera l’orientation de l’emplacement de la clé racine supprimée.

En suivant ce protocole, les échantillons peuvent être imagés à l’échelle du micron ou plus grossier à l’aide d’une variété de techniques, en fonction des questions de recherche spécifiques, des éléments d’intérêt ou de l’instrumentation disponible.