Name: Vaccination intranasale et collecte de lait dans les études sur l’immunisation maternelle chez le lapin blanc de Nouvelle-Zélande (Oryctolagus cuniculus) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-31T13:30:00.000+00:00
Duration: 13 min
Description: Découvrez la vaccination intranasale et la collecte de lait chez Oryctolagus cuniculus pour étudier le transfert d'anticorps maternels. Ces protocoles permettent d'évaluer l'immunité passive néonatale.

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5 minutes

Les auteurs tiennent à remercier la Division des ressources animales de laboratoire de l’Université Duke et son équipe d’élevage pour leur aide et les grands soins prodigués aux animaux. De plus, les auteurs aimeraient remercier l’équipe de PhotoPath du Département de pathologie pour son aide dans les parties audio et vidéo du manuscrit. Ces travaux ont été soutenus par des fonds de recherche discrétionnaires du laboratoire Staats.

Toutes les procédures ont été approuvées et exécutées conformément aux politiques de l’IACUC de l’Université Duke.
REMARQUE : Les matériaux nécessaires sont fournis dans la table des matériaux.
1. Sédation et anesthésie du lapin
<ol><li>Calmer le lapin femelle (sexuellement mature; environ 5-30 mois) en administrant l’acepromazine par voie intramusculaire (IM) à une dose de 1 mg/kg. Selon la taille de l’animal, utilisez une seringue de 1 ou 3 mL avec une aiguille de 25 G. Les muscles epaxiaux sont le site préféré de l’injection intramusculaire. REMARQUE: L’acepromazine peut également être administrée par voie sous-cutanée, mais la MI est préférée par le laboratoire, car elle agit plus rapidement et réduit l’incidence des lésions cutanées.</li>
	<li>Attendez 10-15 minutes pour permettre à l’acepromazine de prendre effet.</li>
	<li>Anesthésiez le lapin avec de l’isoflurane en plaçant le cône de nez connecté sur le nez de l’animal. Réglez le vaporisateur jusqu’à 4% d’isoflurane combiné avec jusqu’à 4 litres / minute d’oxygène. Les lapins ont une forte aversion pour l’isoflurane, il est donc nécessaire de les restreindre suffisamment lors du masquage de l’animal.</li>
	<li>Une fois complètement anesthésié, comme évalué par le pinna, la pédale, et/ou le réflexe palpébral, appliquez le lubrifiant ophtalmique à chaque oeil pour empêcher le dessèchement des yeux et l’ulcération cornéenne suivante.</li>
	<li>Surveillez continuellement les réflexes et la respiration pendant l’anesthésie, et réduisez le taux d’isoflurane à 1-2% une fois qu’un plan adéquat d’anesthésie a été atteint.</li>
</ol>2. Immunisation intranasale
<ol><li>Préparer une solution d’immunisation avant la manipulation de l’animal.</li>
	<li>Calmez le lapin comme décrit ci-dessus.</li>
	<li>Une fois que le membre du laboratoire est prêt à administrer le vaccin et que le lapin est dans un plan d’anesthésie adéquat, éteignez l’isoflurane et l’oxygène et retirez le cône de nez.</li>
	<li>Placez le lapin en réamence dorsale et soutenez le cou et la tête à un angle d’environ 45 ° qui permet un accès et une visualisation faciles des deux narines par le membre du laboratoire qui administre le vaccin.</li>
	<li>Chargez la pipette avec pas plus de 100 μL de la solution vaccinale et administrez rapidement la solution dans chaque narine. La pipette doit être maintenue à un angle d’environ 45°, incliné vers l’aspect médial du passage nasal. NOTA : L’objectif de l’immunisation est que la solution entre en contact avec la membrane muqueuse des narines, de sorte que la pointe ne doit pas être placée dans les narines, car cela pourrait entraîner une abrasion ou une irritation des tissus muqueux et potentiellement influencer l’immunogénicité du vaccin administré par voie nasale. Le vaccin doit être administré rapidement et fait de la même manière dans l’autre nare.</li>
	<li>Après l’administration dans les deux voies nasales, maintenir le lapin en réamence dorsale pendant 30 secondes afin de minimiser les fuites de la solution vaccinale. REMARQUE : Le laboratoire n’administre généralement pas plus de 100 μL par narine à la fois. Si un volume plus important doit être administré, avec un total maximal de 500 μL, le vaccin peut être administré en aliquotes de 100 μL avec une période de repos de 30 secondes entre les vaccinations, et des administrations supplémentaires de vaccin répétées, avec 30 secondes de repos entre chaque administration, jusqu’à ce que le volume total de vaccin soit livré.</li>
	<li>Après l’immunisation, placez le lapin sur le ventrum pour le rétablissement et surveillez de près l’animal jusqu’à ce qu’il puisse maintenir la réamence sternale.</li>
</ol>3. Collecte du lait
<ol><li>Calmez le lapin en allaitant comme décrit ci-dessus.</li>
	<li>Nettoyez la peau sur la veine marginale de l’oreille avec l’écouvillon/lingette d’alcool.</li>
	<li>À l’aide d’une seringue de 1 mL et d’une aiguille de 25 g, administrer environ 1 à 2 UI d’ocytocine par voie intraveineuse par l’intermédiaire de la veine marginale de l’oreille pour induire la déception du lait. REMARQUE: En raison de la relaxation des muscles lisses, il est courant pour le lapin d’uriner ou de déféquer après l’administration d’ocytocine.</li>
	<li>Après l’administration d’ocytocine, appliquez une pression sur le site d’injection avec le morceau de gaze.</li>
	<li>Tout en maintenant le masque d’anesthésie sur le nez du lapin, soutenez le lapin sur son quartier arrière. REMARQUE: La collecte du lait peut également être effectuée avec l’animal en recumbency latérale, mais le laboratoire constate que la collecte est plus facile lorsque le lapin est appuyé sur sa croupe avec un assistant tenant le lapin debout avec le masque d’anesthésie.</li>
	<li>Ouvrez le tube stérile pour vous préparer à la collecte du lait et localisez le tissu mammaire et les trayons associés. Les trayons sont généralement entourés de fourrure humide provenant d’allaitements récents, et le tissu mammaire est facilement palpable lorsqu’il est plein de lait.</li>
	<li>Saisissez le tissu mammaire associé à une trayon entre le pouce et l’index et appliquez une pression douce et massante sur le tissu glandulaire dans la direction du trayon. Placez le tube de collecte sur le trayon pour recueillir le lait exprimé. REMARQUE: Il peut parfois prendre plusieurs minutes pour que l’ocytocine soit efficace, et la production de lait semble varier entre les glandes mammaires. Si l’expression du lait n’est pas réussie, attendez quelques minutes ou tournez autour des glandes mammaires supplémentaires. Le lait de toutes les tétines peut être collecté dans le même flacon. Typiquement, plusieurs millilitres de lait peuvent être facilement collectés à partir d’une bèce en lait.</li>
	<li>Après la collecte du lait, éteignez l’isoflurane et l’oxygène et laissez le lapin se rétablir tout en étant surveillé de près jusqu’à ce que l’animal soit en mesure de maintenir la recumbence sternale.</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Bien que cela ne soit pas décrit dans le protocole ci-dessus, un élevage réussi des lapins est nécessaire pour ce modèle maternel et pour permettre la collecte du lait. Les lapins sont facilement élevés par couverture vivante dans un cadre de recherche. Il est recommandé de le transférer dans la cage du mâle pour la reproduction, car il peut être territorial et agressif s’il est gardé dans sa propre cage avec le mâle. Si les femelles ne sont pas réceptives après 15 minutes (comme indiqué en s’envolant en mordant ou en vo...

Les études sur l’immunisation maternelle et le transfert d’anticorps sont inestimables pour de nombreuses raisons, car il s’agit de la voie initiale du transfert de l’immunité et de la protection subséquente contre les agents pathogènes et les maladies chez les nouveau-nés et les nourrissons. La vaccination maternelle a le potentiel d’avoir un impact positif sur la santé maternelle et infantile/infantile au niveau mondial en réduisant la morbidité et la mortalité associées à certains agents pathogènes au cours de cette période vulnérable1. L’objectif principal de cette stratégie est d’augmenter les niveaux d’anticorps maternels spécifiques tout au long de la grossesse. Ces anticorps peuvent ensuite être transférés au nouveau-né et au nourrisson à des niveaux suffisants pour protéger contre les infections jusqu’à ce que leur système immunitaire soit suffisamment mature pour répondre adéquatement aux défis1,2,3. Des travaux antérieurs ont démontré que des titres d’anticorps plus élevés à la naissance sont associés soit à une protection complète, soit à une apparition retardée et à une gravité réduite de nombreuses maladies infectieuses différentes chez le nouveau-né, y compris le tétanos, la coqueluche, le virus respiratoire syncytial (VRS), la grippe et les infections streptococciques du groupe B1,2,3.
Chez l’homme, les anticorps maternels sont transférés passivement à travers le placenta et sont également transférés à travers le lait maternel via l’allaitement. Des travaux antérieurs ont démontré que les taux d’IgA spécifiques au VIH dans le lait maternel humain chez les mères infectées par le virus étaient associés à une réduction de la transmission postnatale du virus, ce qui suggère un rôle protecteur pour les IgA4anti-VIH dans le lait maternel. Des études chez des primates non humains ont démontré que l’immunisation contre le VIH peut induire une réponse anticorps significative dans le lait maternel, et bien que des réponses sériques similaires aux IgG aient été induites à la suite d’une immunisation systémique par rapport à l’immunisation muqueuse, l’immunisation muqueuse a induit une réponse significativement plus élevée aux IgA dans le lait5,6.
L’identification d’un modèle animal approprié sur le plan translationnelle pour ces études devrait tenir compte du type de placentation et des mécanismes de transfert d’anticorps passifs, ainsi que du transfert d’anticorps par le lait maternel. Il existe trois principaux types de placentation chez les mammifères en fonction des types de tissus et des couches à l’interface materno-fœtale, y compris l’hémochorial (primates, rongeurs et lapins), l’endothéliochorial (carnivores) et l’épithéliochorial (chevaux, porcs et ruminants). Le placenta hémochorial est le type le plus invasif, permettant une communication directe entre l’apport sanguin maternel et le chorion, ou la membrane fœtale la plus externe. Sur la base du nombre de couches de trophoblastes, il existe plusieurs variations de placentation hémochoriale, y compris le placenta hémomonochorial trouvé chez les primates, le placenta hémochichorial chez le lapin et le placenta hémotrichorial observé chez le rat et la souris7. Ce contact direct entre l’apport sanguin maternel et le chorion permet le transfert passif d’anticorps à travers le placenta pendant la gestation. Les IgG sont la seule classe d’anticorps qui traverse de manière significative le placenta humain8,tandis que les IgA sont la classe prédominante d’Ig présente dans le lait maternel humain9. Parmi les modèles scientifiquement pertinents, seuls les primates (y compris les humains), les lapins et les cobayes transfèrent des IgG in utero et des IgA dans le lait10,11. Par conséquent, le modèle du lapin intègre des facteurs comparables à ceux chez l’homme qui contrôlent le transfert transplacentaire d’IgG et le transfert lactationnel d’IgA.
En plus de servir de modèle exceptionnel pour l’immunité maternelle et le développement de vaccins, les similitudes entre les cavités nasales du lapin et de l’homme en font un modèle approprié pour l’immunisation intranasale. Le volume de la cavité nasale du lapin est plus similaire à celui des humains que les modèles de rongeurs basés sur la masse corporelle relative12. De plus, Casteleyn et coll. 12 ont démontré que le tissu lymphoïde associé nasal (NALT) est plus volumineux chez le lapin que chez les rongeurs. Le NALT est situé principalement à l’aspect ventral et ventromedial du méat nasal ventral et à l’aspect latéral et dorsolatéral du méat nasopharyngé chez le lapin, tandis que chez les rongeurs, le tissu lymphoïde n’est présent que le long de l’aspect ventral du méat nasopharyngé12. Chez le lapin, la structure et l’emplacement des lymphocytes intraépithéliales et lamina propria, ainsi que les follicules lymphoïdes isolés, sont similaires à ceux des humains12.
Les avantages supplémentaires de l’utilisation du lapin comme modèle d’immunité maternelle et muqueuse comprennent sa fécondité élevée et sa période de gestation relativement courte. Les gros vaisseaux sanguins auriculaires permettent un accès relativement facile à de grands volumes de sang pour les collectes en série. Une variété d’échantillons muqueux peuvent être prélevés pour les tests de réponse anticorps spécifiques à l’antigène, y compris le lait maternel13 (lors de l’allaitement), les sécrétions muqueuses ou les lavages (par exemple, orale14,15,16,lavage bronchoalvéolaire13,17,18,19,vaginal20,21,22)et matières fécales20,23,24,25. Des échantillons de lait peuvent être facilement prélevés pendant l’allaitement pour évaluer la présence de réponses anticorps spécifiques à l’antigène. Bien qu’ils ne soient pas aussi abondants que pour les humains et les souris, une grande variété de réactifs expérimentaux sont disponibles pour les études et les essais spécifiques aux lapins. Dans cet article, nous décrirons et démontrerons l’immunisation intranasale et la collecte de lait chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande (Oryctolagus cuniculus).

<table><tbody><tr><td>Vaccination intranasale</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anesthésie/Vaporisateur</td><td>Vet Equip</td><td>901807</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille hypodermique (25 g)</td><td>Terumo</td><td>07-806-7584</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (bouteille de 250 ml)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1389</td><td>2-4 %</td></tr><tr><td>Seringue Luer Lock (1 mL)</td><td>Air-Tite</td><td>07-892-7410</td><td></td></tr><tr><td>Vaccin muqueux</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Vaccin expérimental</td></tr><tr><td>Cône de nez</td><td>McCulloch Medical</td><td>07891-1097</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette</td><td>VWR</td><td>53503-290</td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td>VWR</td><td>89079-962</td><td></td></tr><tr><td>PromAce (Maléate d’acépromazine)</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>07-893-5734</td><td>1mg/kg</td></tr><tr><td>IM Puralube Stérile Pommade ophtalmique</td><td>Dechra</td><td>07-888-2572</td><td></td></tr><tr><td>Milk Collection</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcohol Prep 2-ply</td><td>Covidien</td><td>07-839-8871</td><td></td></tr><tr><td>Appareil d’anesthésie/vaporisateur</td><td>Vet Equip</td><td>901807</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles hypodermiques (25 g)</td><td>Terumo</td><td>07-806-7584</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (bouteille de 250 ml)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1389</td><td>2-4</td></tr><tr><td> %Luer Lock Seringue (1 mL)</td><td>Air-Tite</td><td>07-892-7410</td><td></td></tr><tr><td>Éponge non tissée (4x4)</td><td>Covidien</td><td>07-891-5815</td><td></td></tr><tr><td>Cône de nez</td><td>McCulloch Medical</td><td>07891-1097</td><td></td></tr><tr><td>PromAce (Maléate d’acépromazine)</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>07-893-5734</td><td>1mg/kg</td></tr><tr><td>IM Puralube Stérile Pommade ophtalmique</td><td>Dechra</td><td>07-888-2572</td><td></td></tr><tr><td>Flacon conique stérile (15 mL)</td><td>Falcon</td><td>14-959-49B</td><td></td></tr></tbody></table>

vaccination intranasale et collecte de lait dans les études sur l’immunisation maternelle chez le lapin blanc de nouvelle-zélande (oryctolagus cuniculus)

Intranasal Immunization and Milk Collection in Studies of Maternal Immunization in New Zealand White Rabbits (Oryctolagus cuniculus)

En raison des similitudes dans la placentation et le transfert d’anticorps avec les humains, les lapins sont un excellent modèle d’immunisation maternelle. D’autres avantages de ce modèle de recherche sont la facilité de reproduction et de prélèvement d’échantillons, une période de gestation relativement courte et une portée de grande taille. Les voies d’immunisation couramment évaluées comprennent les voies d’immunisation sous-cutanées, intramusculaires, intranasales et intradermiques. Le prélèvement d’échantillons non terminaux pour la détection chronologique des réponses immunologiques à ces immunisations comprend le prélèvement de sang, à la fois des mères et des trousses, et le lait provenant de l’allée. Dans cet article, nous démontrerons les techniques que notre laboratoire a utilisées dans les études de vaccination maternelle chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande(Oryctolagus cuniculus),y compris l’immunisation intranasale et la collecte de lait.

La figure 1donne un aperçu d’un plan d’étude typique de l’immunisation intranasale de la mère, qui comprend les immunisations, la reproduction, l’allaitement, la lactation et le transfert d’anticorps. Bien qu’il ne soit pas illustré, le sang devrait être prélevé avant l’immunisation initiale pour les mesures de base et tout au long du reste de l’étude à intervalles réguliers. Le sang est facilement obtenu par l’intermédiaire de l’artère centrale d’oreille avec la sédation douce et un agent a...

Cet article décrit et démontre l’administration de vaccins intranasaux et la collecte de lait de lapins en conctation (Oryctolagus cuniculus) comme moyen d’évaluer l’immunité muqueuse dans un modèle translationnelle approprié de vaccination maternelle.

Vaccination intranasale et collecte de lait dans les études sur l’immunisation maternelle chez le lapin blanc de Nouvelle-Zélande (Oryctolagus cuniculus)

Due to similarities in placentation and antibody transfer with humans, rabbits are an excellent model of maternal immunization. Additional advantages of ...

Les études sur l’immunisation maternelle et le transfert d’anticorps sont inestimables pour de nombreuses raisons, car il s’agit de la voie initiale du transfert de l’immunité et de la protection subséquente contre les agents pathogènes et les maladies chez les nouveau-nés et les nourrissons. En raison des similitudes dans la placentation et le transfert d’anticorps avec les humains, les lapins sont un excellent modèle d’immunisation maternelle. Dans cet article vidéo, nous démontrons les techniques que notre laboratoire a utilisées dans les études de vaccination maternelle chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande, y compris la vaccination intranasale et la collecte de lait.Nous allons d’abord décrire un exemple de chronologie et de série d’événements pour une étude d’immunisation maternelle muqueuse chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande. Les lapines sont immunisées par voie intranasale, comme le démontre cette vidéo. Selon l’étude, le vaccin peut nécessiter un coup de pouce ou peut devoir être administré par une voie supplémentaire, comme l’immunisation intramusculaire.Bien qu’il ne soit pas représenté, le sang devrait être prélevé avant l’immunisation initiale pour les mesures de base et tout au long du reste de l’étude à intervalles réguliers. Le sang est facilement obtenu par l’artère centrale de l’oreille avec une sédation légère et un agent analgésique topique. La présence de taux d’IgG spécifiques à l’antigène peut être mesurée dans ces échantillons.Les lapins sont ensuite élevés. Nous préférons acheter des éleveurs éprouvés auprès de fournisseurs à utiliser pour assurer un taux de grossesse plus élevé pour ces études. Selon le calendrier d’immunisation, les lapines peuvent recevoir des vaccins supplémentaires tout au long de la grossesse.Les IgG spécifiques à l’antigène sont transférées transplacentairement aux trousses. À environ 30 à 32 jours après la reproduction, les femmes enceintes s’en vont. Nous vous recommandons de limiter la manipulation des kits pendant les premiers jours afin de minimiser le rejet des faits.Des échantillons de sang peuvent être prélevés dans les trousses pour évaluer les taux d’IgG spécifiques à l’antigène qui ont été transférés transplacentairement. Le sang peut être prélevé à partir d’un petit nombre de trousses au moment de la naissance ou près de celle-ci afin d’évaluer les niveaux précoces d’anticorps spécifiques à l’antigène. En plus d’une grande variété de nutriments, les kits reçoivent des IgA spécifiques à l’antigène de la bèvrante allaitante pendant l’allaitement.Les trousses sont généralement sevrées à l’âge de quatre à huit semaines. Avant le sevrage, le lait peut facilement être collecté à partir de la lait maternel, comme le montre cette vidéo. Les échantillons de lait prélevés sont ensuite traités pour la détection d’IgA spécifiques à l’antigène.Selon l’étude, des vaccins et un coup de pouce peuvent être administrés aux trousses et des échantillons de sang en série peuvent être prélevés sur les trousses à un très jeune âge en utilisant la veine saphène latérale. Nous allons maintenant démontrer l’immunisation intranasale et la collecte de lait dans le protocole de lapins blancs de Nouvelle-Zélande. Toutes les procédures ont été approuvées et exécutées conformément aux politiques du Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université Duke.Immunisation intranasale. Matériaux nécessaires:Acepromazine, seringue et aiguille, lubrifiant ophtalmique, Isoflurane, cône de nez, pipette, et pipettes, vaccin muqueux. Préparer la solution d’immunisation avant la manipulation de l’animal.Les lapins sont sédents avec de l’acepromazine un milligramme par kilogramme par voie intramusculaire et anesthésiés avec de l’isoflurane à l’aide d’un cône de nez. Une fois entièrement anesthésié comme évalué par réflexe de paupière, un lubrifiant ophtalmique est ajouté à chaque oeil pour empêcher le dessèchement des yeux et l’ulcération cornéenne subséquente. Une fois que le membre du laboratoire est prêt à administrer le vaccin et que le lapin est dans un plan d’anesthésie adéquat, éteignez l’isoflurane et l’oxygène et retirez le cône de nez.Placez le lapin en réamence dorsale et soutenez le cou et la tête à un angle d’environ 45 degrés qui permet un accès et une visualisation faciles des deux alaires par le membre du laboratoire qui administre le vaccin. Chargez la pipette avec pas plus de 100 microlitres de la solution vaccinale et administrez rapidement la solution à une narine et répétez la procédure pour la deuxième narine. La pipette doit être maintenue dans un angle d’environ 45 degrés.Angle vers l’aspect médial du passage nasal. Le but de l’immunisation est que la solution entre en contact avec les membranes muqueuses des narines. La pointe ne doit donc pas être placée dans les narines, car cela pourrait entraîner une abrasion ou une irritation des tissus muqueux et potentiellement influencer l’immunogénicité du vaccin administré par voie nasale.Le vaccin doit être administré rapidement et fait de la même manière dans l’autre narine. Après administration dans les deux voies nasales, le lapin est maintenu en réorgence dorsale pendant 30 secondes afin de minimiser les fuites de la solution vaccinale. Le laboratoire n’administre généralement pas plus de 100 microlitres par narine à la fois.Si un volume plus important doit être administré avec un volume total maximal de 500 microlitres, le vaccin peut être administré en 100 aliquotes microlitres avec une période de repos de 30 secondes entre les vaccinations. Et des administrations supplémentaires de vaccins répétées avec 30 secondes de repos entre chaque administration jusqu’à ce que le volume total de vaccins soit livré. Après la vaccination, placez le lapin sur le ventrum pour la récupération et surveillez de près l’animal jusqu’à ce qu’il soit capable de maintenir la réamence sternale.Dans certains cas, la formulation vaccinale peut ne pas être complètement administrée dans les fosses nasales et une partie de la formulation vaccinale peut demeurer sur la partie extérieure des narines. Dans ce cas, comme il n’est pas clair du volume exact du vaccin qui a été correctement administré dans les fosses nasales, ne recommandez pas une nouvelle application de matériel vaccinal supplémentaire, car cela ajouterait une variable non définie à l’expérience. Il est important d’utiliser une technique d’administration du vaccin qui assure l’administration complète et uniforme de la formulation du vaccin aux narines.Collecte du lait. Matériel nécessaire: Acepromazine, seringues et aiguilles, tampon d’alcool, gaze, lubrifiant ophtalmique, Isoflurane, cône de nez, ocytocine et flacon de collecte. Les lapins sont sédents avec de l’acepromazine un milligramme par kilogramme par voie intramusculaire et anesthésiés avec de l’isoflurane à l’aide d’un cône de nez.Une fois entièrement anesthésié tel qu’évalué par réflexe de paupière, un lubrifiant ophtalmique est appliqué sur chaque œil pour empêcher le dessèchement des yeux et l’ulcération cornéenne subséquente. Nettoyez la peau sur la veine marginale de l’oreille avec l’écouvillon d’alcool. À l’aide d’une seringue d’un mil et d’une aiguille de calibre 25, administrer environ une à deux unités internationales d’ocytocine par voie intraveineuse par la veine marginale de l’oreille pour induire le lait laissé tomber.En raison de la relaxation des muscles lisses, il est courant que le lapin urine ou défèque après l’administration d’ocytocine. Après l’administration d’ocytocine, appliquez une pression sur le site d’injection avec un morceau de gaze pour fournir une hémostase. Tout en maintenant le masque d’anesthésie ou le cône de nez sur le nez du lapin, soutenez le lapin sur ses quartiers arrière.En passant, la collecte de lait peut également être effectuée avec l’animal en recumbency latérale, mais le laboratoire constate que la collecte est plus facile lorsque le lapin est appuyé sur sa croupe avec un assistant tenant le lapin debout avec le masque d’anesthésie. Ouvrez le tube stérile pour vous préparer à la collecte du lait et localisez le tissu mammaire et les trayons associés. Les lapins ont généralement quatre à cinq paires de glandes mammaires.Les trayons sont généralement entourés de fourrure humide provenant d’allaitements récents et le tissu mammaire est facilement palpable lorsqu’il est plein de lait. Saisissez le tissu mammaire associé au trayon entre le pouce et l’index et appliquez une douce pression massante sur le tissu glandulaire dans la direction du trayon. Placez le tube de collecte sur le trayon pour recueillir le lait exprimé.L’efficacité de l’ocytocine peut parfois prendre plusieurs minutes, et la production de lait semble varier d’une glande mammaire à l’autre. Si l’expression du lait n’est pas réussie, attendez plusieurs minutes ou tournez autour d’une glande mammaire supplémentaire. Le lait de toutes les tétines peut être collecté dans le même vile.Typiquement, plusieurs millilitres de lait peuvent être facilement collectés à partir d’une bèce en lait. Une fois que le volume de lait souhaité a été collecté, éteignez l’isoflurane et l’oxygène et retirez le cône nasal du lapin et laissez le lapin récupérer tout en étant surveillé de près jusqu’à ce que l’animal soit en mesure de maintenir le recumbency sternal. Résultats représentatifs.Figure un. Pour les études maternelles, il est utile de déterminer la grossesse le plus tôt possible pour confirmer que la bè quinz a pas besoin d’être reproduite. Les options pour la détection de grossesse incluent la palpation, l’ultrason, les radiographies, le gain de poids, et les techniques moléculaires telles que des mesures des facteurs de croissance d’insuline et de la progestérone.Des niveaux adéquats de progestérone sont nécessaires pour le maintien de la grossesse chez le lapin. Par conséquent, plusieurs études ont également évalué les niveaux de progestérone chez les lapines gestantées et démontré des niveaux élevés par rapport aux lapines non gestantines, en particulier pendant l’organogenèse vers le milieu de la gestation. Comme le montre la figure un, des niveaux élevés de progestérone peuvent être détectés chez les lapines gestantes par rapport aux lapines non gestantes, même après que les accouplements par un mâle ont été confirmés pour tous les cas.Des niveaux de progestérone de sérum ont été mesurés utilisant une analyse chemiluminescente automatisée. Figure deux. Les IgG spécifiques à l’antigène qui ont été transférés transplacentairement pendant la gestation peuvent être mesurées dans le sérum des kits par Elisa.Le sang peut être prélevé à partir d’un petit nombre de trousses au moment de la naissance ou près de celle-ci afin d’évaluer les niveaux précoces d’anticorps spécifiques à l’antigène. La collecte de sang en série est techniquement beaucoup plus facile à mesure que les kits vieillissent et augmentent en taille. Comme le montre la figure deux, les concentrations sériques d’IgG spécifiques à l’antigène dans les trousses peuvent être mesurées et comparées aux concentrations maternelles.Les taux d’IgG transférés par la mère sont plus élevés à la naissance et diminuent avec le temps. Figure trois. Le lait de lapin peut être collecté comme le montre cette vidéo et traité pour mesurer les niveaux d’anticorps totaux et spécifiques à l’antigène par Elisa.Comme le montre cette figure, les IgA constituent une partie importante des anticorps totaux dans le lait maternel qui sont disponibles pour le transfert passif vers les trousses. Les niveaux d’IgA et d’IgG sont considérablement plus élevés que ceux d’IgM.Summary. Cet article vidéo décrit et démontre l’administration de vaccins intranasaux et la collecte de lait de lapins allaitants comme moyen d’évaluer l’immunité muqueuse dans un modèle translationnellement approprié d’immunisation maternelle.On y voit une image sommaire d’une étude d’immunisation intranasale maternelle typique intégrant les immunisations, la reproduction, l’allaitement, la lactation et le transfert d’anticorps.

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Immunology and Infection

Immunologie et infection

Dans cette vidéo, nous décrivons une technique d’administration d’une solution d’intérêt dans le canal mammaire d’un lapin et confirmons l’administration par imagerie échographique à haute résolution d’agents de contraste.

Injection intracanalaire chez le lapin : administration localisée de la solution d’intérêt dans la glande mammaire du lapin

Dans cette vidéo, nous montrons une procédure pour induire une sécheresse oculaire aqueuse-déficiente dans un modèle de lapin en injectant la partie palpébrale de la glande lacrymale supérieure avec Concanavalin A. Ce modèle est utile pour les tests de pharmacocinétique et de biodistribution des médicaments pour le traitement de la sécheresse oculaire.

Réalisation d’une injection dans la partie palpébrale de la glande lacrymale supérieure : une technique pour induire la sécheresse oculaire dans un modèle de lapin

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Injection de Concanavalin A guidée par échographie dans la glande lacrymale inférieure : une technique pour inoculer la glande lacrymale inférieure avec Concanavalin A pour induire une sécheresse oculaire dans un modèle de lapin

Le développement récent des outils de ciblage de gène rend la production des huitièmes de finale (KO) lapins possible. Dans le présent travail, nous avons généré cinq lapins apolipoprotéine (Apo) C-III KO à l'aide de nucléases à doigt de zinc (ZFN). Ce travail a démontré que ZFN est une méthode très efficace pour produire des lapins KO.

La production de lapins de Knockout apolipoprotéine C-III à l&#39;aide de zinc nucléases doigt

La collecte de lait sur des modèles animaux facilite diverses pistes de recherche : comprendre l’immunité passive, identifier les agents pathogènes responsables de la transmission verticale et, grâce à l’utilisation de souris transgéniques, voire la production commerciale de protéines présentes dans le lait maternel humain. Nous illustrons ici une méthode simple de collecte du lait chez les souris et le cerf muntjac de Reeves.

Méthodes de collecte de lait pour souris et Muntjac cerfs de Reeves

Il y a un manque général de connaissances sur le fonctionnement des vaccins. Ici, nous proposons l’utilisation combinée de la génétique inverse et de souris chimériques de la moelle osseuse pour mieux comprendre les réponses immunitaires précoces de l’hôte aux vaccins, en mettant l’accent sur les cellules dendritiques et l’immunité des lymphocytes T.

Administration intranasale de vaccins contre la grippe recombinant chimérique dans les modèles de souris pour étudier l&#39;immunité muqueuse

Ici, nous décrivons une technique d’administration localisée de réactifs à la glande mammaire du lapin via une injection intracanalaire. De plus, nous décrivons un protocole de visualisation et de confirmation de l’administration par imagerie échographique à haute résolution des agents de contraste.

Livraison Intracanalaire le lapin glande mammaire

Bien que les lapins européens sont une espèce sociale, logement social eux peut être difficile. Par conséquent, il doit y avoir une compréhension approfondie des comportements et des structures sociales des lapins de laboratoire logés en paire. Nous présentons ici un protocole pour identifier des appariements méthodes, des comportements de mise en place de hiérarchie des espèces typiques et des comportements qui justifient une intervention appropriée.

Méthodes d’appariement et l’entretien de la paire de New Zealand White Rabbits (Oryctolagus Cuniculus) Via Ethogramme comportementale, surveillance et les Interventions

Une méthode pour la production d’anticorps à domaine unique d’alpagas, vaccination, prélèvement sanguin, isolement de cellules B, et sélection est décrite.

Immunisation des alpaga (Lama pacos) avec les antigènes protéiques et de la Production d’anticorps spécifiques de l’antigène unique

Nous présentons ici un protocole élégant pour in vivo l’évaluation du vaccin hôte et l’efficacité des réponses immunitaires. Ce protocole peut être adapté pour des modèles de vaccin qui étudient les virus, bactéries ou parasites pathogènes.

Évaluation des réponses de l’hôte-pathogène et l’efficacité du vaccin chez la souris

Ce protocole décrit une technique de gestion de la gestation et de l’alimentation des lapins transférés d’embryons et génétiquement modifiés, visant à réduire la mortalité des lapins nouveau-nés et à améliorer l’efficacité de la préparation des lapins génétiquement modifiés.

Prise en charge de la gestation et de l’allaitement chez les lapines transférées d’embryons et génétiquement modifiées

Découvrez la vaccination intranasale et la collecte de lait chez Oryctolagus cuniculus pour étudier le transfert d'anticorps maternels. Ces protocoles permettent d'évaluer l'immunité passive néonatale.

Vaccination intranasale et collecte de lait dans les études sur l’immunisation maternelle chez le lapin blanc de Nouvelle-Zélande (Oryctolagus cuniculus) (Vidéo) | JoVE Journal

Vaccination intranasale et collecte de lait dans les études sur l’immunisation maternelle chez le lapin blanc de Nouvelle-Zélande (Oryctolagus cuniculus)

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