Name: Modélisation de l’AVC chez la souris: occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne via l’artère carotide externe (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 26 s
Description: Apprenez le modèle d'AVC chez la souris par occlusion transitoire de l'artère cérébrale moyenne via la technique du filament. Cette méthode reproduit fidèlement la reperfusion cérébrale observée après thrombectomie mécanique chez l'humain.

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Nous remercions tous nos partenaires de collaboration des consortiums ImmunoStroke (FOR 2879, From immune cells to stroke recovery) pour leurs suggestions et discussions. Ce travail a été financé par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fondation allemande pour la recherche) dans le cadre de la stratégie d’excellence de l’Allemagne dans le cadre du Cluster de Munich pour la neurologie des systèmes (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) et dans le cadre des subventions LI-2534/6-1, LI-2534/7-1 et LL-112/1-1.

Les expériences rapportées dans cette vidéo ont été menées conformément aux directives nationales pour l’utilisation d’animaux de laboratoire, et les protocoles ont été approuvés par les comités gouvernementaux allemands (Regierung von Oberbayern, Munich, Allemagne). Des souris mâles C57Bl/6J âgées de dix semaines ont été utilisées et logées sous température contrôlée (22 ± 2 °C), avec une période de cycle lumière-obscurité de 12 h et un accès ad libitum aux aliments et à l’eau en granulés.
1. Préparation du matériel et des instruments
<ol><li>Connectez la couverture chauffante pour maintenir la température de la zone d’opération et la température corporelle de la souris pendant l’anesthésie à 37 ° C.</li>
	<li>Ciseaux et pinces autoclaves, préparez une solution d’éthanol à 70% et gardez à disposition une pommade pour les yeux au dexpanthénol, plusieurs morceaux de coton et une suture en polyester tressé enduit 5-0 prêt à l’emploi. Préparez une seringue de 1 mL avec une solution saline à 0,9 % (sans aiguille) pour garder le site d’incision de l’animal hydraté. Préparer le gaz d’anesthésie (100% O2 + isoflurane).</li>
	<li>Préparez un support pour la sonde laser Doppler en coupant l’extrémité d’une pointe de pipette de 10 μL (longueur de 3 à 5 mm). REMARQUE: Tous les instruments sont stérilisés à l’aide d’un stérilisateur à billes chaudes. Les surfaces sont également désinfectées avant et après la chirurgie avec un spray désinfectant microbien. Avant la chirurgie, les zones entourant la tête et la poitrine des souris sont désinfectées avec un spray de désinfection des plaies.</li>
</ol>2. Préparation du laser Doppler
<ol><li>Injecter l’analgésie à la souris 30 minutes avant la chirurgie (4 mg/kg de carprofène et 0,1 mg/kg de buprénorphine, par voie intrapéritonéale).</li>
	<li>Anesthésiez la souris en la plaçant dans la chambre d’induction avec un débit d’isoflurane de 4% jusqu’à l’arrêt des mouvements spontanés du corps et des vibrisses.</li>
	<li>Placez la souris en position couchée dans la zone d’opération avec son nez dans le masque d’anesthésie. Maintenez la concentration d’isoflurane à 4% pendant une autre minute, puis réduisez-la et maintenez-la à 2%.</li>
	<li>Réglez le coussin chauffant à rétroaction contrôlée associé pour maintenir la température corporelle de la souris à 37 ° C et insérez doucement la sonde rectale pour surveiller la température tout au long des interventions chirurgicales.</li>
	<li>Appliquez la pommade pour les yeux au dexpanthénol sur les deux yeux.</li>
	<li>Désinfectez la peau et les cheveux entourant l’œil et l’oreille gauches avec de l’éthanol à 70%.</li>
	<li>Coupez le cuir chevelu entre l’oreille gauche et l’œil (1 cm de long) pour exposer l’os du crâne.</li>
	<li>Coupez et retirez le muscle temporal pour visualiser le MCA sous le crâne.</li>
	<li>Fixez avec de la colle la partie extérieure de la pointe en tenant la sonde / fibre Doppler laser sur le dessus du MCA gauche avec de la colle. Ensuite, collez la peau pour fermer la plaie autour du porte-pointe. Appliquez 2-3 gouttes de colle durcisseuse pour accélérer le processus. Assurez-vous que la fibre laser Doppler n’est pas collée et peut être facilement retirée du porte-embout à tout moment.</li>
</ol>3. Modèle MCAo transitoire (occlusion)
<ol><li>Tournez la souris en position couchée. Mettez le museau dans le cône d’anesthésie et fixez les pattes avec du ruban adhésif.</li>
	<li>Désinfectez la peau et les cheveux entourant la poitrine et faites une incision médiane de 2 cm de long dans le cou.</li>
	<li>Utilisez une pince pour séparer la peau et les glandes sous-maxillaires. Utilisez des rétracteurs pour maintenir le muscle sternomastoïde, exposer le champ chirurgical et trouver l’artère carotide commune gauche (ACC). Disséquez le CCA libre du tissu conjonctif et des nerfs environnants (sans endommager le nerf vagal) et effectuez une ligature transitoire avant la bifurcation.</li>
	<li>Disséquez l’artère carotide externe (ECA) et nouez un nœud permanent à la partie visible la plus distale. Placez une autre suture sous l’ECA, près de la bifurcation, et préparez un nœud lâche à utiliser plus tard.</li>
	<li>Disséquez l’artère carotide interne (ICA) et placez-y un clip microvasculaire, à 5 mm au-dessus de la bifurcation. Assurez-vous de ne pas endommager le nerf vagal.</li>
	<li>Couper un petit trou dans l’ECA entre les ligatures serrées et lâches; veillez à ne pas couper toute la COUR.</li>
	<li>Introduisez le filament et avancez-le vers le CCA. Resserrez la ligature lâche dans l’ECA autour de la lumière pour fixer rapidement le filament dans cette position et éviter les saignements lors du retrait du clip microvasculaire.</li>
	<li>Retirez le clip microvasculaire et insérez le filament à travers l’ICA jusqu’à ce que l’origine du MCA soit atteinte en détectant une forte réduction (>80%) du flux sanguin cérébral mesurée par le laser Doppler. Fixez le filament dans cette position en resserrant davantage le nœud autour de l’ECA. REMARQUE: Lorsque le filament va dans la direction appropriée, il avance en douceur et aucune résistance ne doit être observée.</li>
	<li>Enregistrez les valeurs Doppler laser avant et après l’insertion du filament.</li>
	<li>Retirez l’enrouleur et déplacez le muscle sternomastoïde et les glandes sous-maxillaires avant de suturer la plaie. Retirez la sonde laser Doppler et placez l’animal dans une chambre de récupération à 37 °C pendant 1 h (jusqu’à l’élimination du filament).</li>
</ol>4. Modèle MCAo transitoire (Reperfusion)
<ol><li>Anesthésiez la souris en la plaçant dans la chambre d’induction avec un débit d’isoflurane de 4% jusqu’à l’arrêt des mouvements spontanés du corps et des vibrisses.</li>
	<li>Appliquez la pommade pour les yeux au dexpanthénol sur les deux yeux.</li>
	<li>Placez la souris en position couchée dans la zone d’opération avec son museau dans le masque d’anesthésie. Maintenez la concentration d’isoflurane à 4% pendant une autre minute, puis réduisez-la et maintenez-la à 2%. Fixez les pattes de l’animal avec du ruban adhésif.</li>
	<li>Insérez la sonde laser Doppler dans le support de la sonde.</li>
	<li>Retirez la suture de la plaie, utilisez une pince pour séparer la peau et les glandes sous-maxillaires. Utilisez des rétracteurs pour tirer doucement le muscle sternomastoïde et exposer le champ chirurgical.</li>
	<li>Desserrez la suture ECA qui resserre le filament et tirez doucement le filament. Évitez d’endommager le revêtement silicone-caoutchouc du filament pendant le retrait.</li>
	<li>Attachez fermement la suture ECA.</li>
	<li>Confirmer l’augmentation du flux sanguin cérébral dans le dispositif laser Doppler (>80% de la valeur initiale avant reperfusion).</li>
	<li>Enregistrez les valeurs Doppler laser avant et après le retrait du filament.</li>
	<li>Ouvrez la ligature transitoire avant la bifurcation du CCA.</li>
	<li>Retirez l’enrouleur et déplacez le muscle sternomastoïde et les glandes sous-maxillaires avant de suturer la plaie. Placer l’animal dans une chambre de récupération à 37 °C pendant 1 h pour récupérer de l’anesthésie.</li>
	<li>Après la récupération, retournez les souris dans leurs cages dans une pièce à température contrôlée.</li>
	<li>Prenez soin des animaux en ajoutant des granulés de nourriture humide et de l’hydrogel dans de petites boîtes de Pétri sur le sol de la cage jusqu’au jour 3 après la chirurgie.</li>
	<li>Injecter une analgésie toutes les 12 h pendant 3 jours après la chirurgie (4 mg/kg de carprofène et 0,1 mg/kg de buprénorphine).</li>
</ol>5. Opération simulée
<ol><li>Effectuer toutes les procédures décrites ci-dessus, y compris la ligature des artères et l’introduction du filament (étapes 1-3.7).</li>
	<li>Retirez le filament immédiatement après son insertion. Ensuite, placez l’animal dans la chambre de récupération pendant 1 h.</li>
	<li>Placez à nouveau l’animal dans la zone d’opération et retirez la ligature transitoire du CCA pour assurer une restauration complète du flux sanguin cérébral.</li>
	<li>Suturez la plaie et placez l’animal dans une chambre de récupération à 37 °C pendant 1 h pour récupérer de l’anesthésie. Après la récupération, retournez les souris dans leurs cages dans une pièce à température contrôlée.</li>
	<li>Prenez soin des animaux en ajoutant des granulés de nourriture humide et de l’hydrogel dans de petites boîtes de Pétri sur le sol de la cage jusqu’au jour 3 après la chirurgie.</li>
	<li>Injecter une analgésie toutes les 12 h pendant 3 jours après la chirurgie (4 mg/kg de carprofène et 0,1 mg/kg de buprénorphine).</li>
</ol>6. Neuroscore
<ol><li>Effectuez le Neuroscore toujours à la même heure de la journée et utilisez des vêtements chirurgicaux pour maintenir une « odeur neutre » entre les chirurgiens individuels.</li>
	<li>Laissez les souris reposer pendant 30 minutes dans la pièce avec une cage « ouverte » avant le test.</li>
	<li>Observez chaque élément du tableau 1 et du tableau 2 pendant 30 s.</li>
</ol>7. Perfusion intracardiaque
<ol><li>Préparer une seringue de 20 mL contenant une solution saline tamponnée au phosphate (PBS)-héparine (2 U/mL) et la placer à 1 m au-dessus du banc pour faciliter la perfusion par gravité. (FACULTATIF: Effectuer une perfusion intracardiaque avec 4% de paraformaldéhyde (PFA) à l’aide d’une seringue de 20 mL contenant 4% de PFA dans pbS, pH 7,4).</li>
	<li>Injecter par voie intrapéritonéale 100 μL de kétamine et de xylazine (120 et 16 mg/kg de poids corporel, respectivement). Attendez 5 min et confirmez l’arrêt des mouvements spontanés du corps et des vibrisses.</li>
	<li>Fixez l’animal en position couchée et désinfectez la surface abdominale du corps avec de l’éthanol à 70%.</li>
	<li>Faites une incision de 3 cm de long dans l’abdomen; couper le diaphragme, les côtes et le sternum pour visualiser complètement le cœur.</li>
	<li>Faites une petite incision dans l’oreillette droite et insérez la canule de perfusion dans le ventricule gauche.</li>
	<li>Perfuser avec 20 mL de PBS-héparine.</li>
	<li>Après perfusion, décapiter l’animal et retirer le cerveau.</li>
	<li>Congeler le cerveau sur de la glace sèche en poudre et conserver à -80 °C jusqu’à une utilisation ultérieure.</li>
</ol>8. Volumétrie de l’infarctus
<ol><li>Pour la cryosection, utilisez un cryostat pour couper les cerveaux en sections de 20 μm d’épaisseur tous les 400 μm. Placez les sections sur les diapositives et rangez-les à −80 °C jusqu’à ce qu’elles soient utilisées.</li>
	<li>Coloration au violet crésyl (CV)<ol>
<li>Préparer la solution colorante en remuant et en chauffant (60 °C) 0,5 g d’acétate CV dans 500 mL deH2Ojusqu’à dissolution des cristaux. Une fois la solution refroidie, conservez-la dans une bouteille sombre. Réchauffer à 60 °C et filtrer avant chaque utilisation.</li>
		<li>Laissez sécher les lames à température ambiante pendant 30 min. Immergez-les dans de l’éthanol à 95 % pendant 15 min, dans de l’éthanol à 70 % pendant 1 min, puis dans de l’éthanol à 50 % pendant 1 min.</li>
		<li>Immerger les toboggans dans de l’eau distillée pendant 2 min; rafraîchir l’eau distillée et placer les toboggans dans l’eau pendant 1 min. Ensuite, immergez les lames dans la solution de coloration préchauffée pendant 10 min à 60 °C. Laver les lames deux fois à l’eau distillée pendant 1 min.</li>
		<li>Immerger les lames dans de l’éthanol à 95% pendant 2 min. Placez-les dans de l’éthanol à 100% pendant 5 min; rafraîchir l’éthanol à 100% et replacer les lames dans l’éthanol pendant 2 min. Ensuite, couvrez les diapositives avec un support de montage.</li>
		<li>Analyse (Figure 4C)<ol>
<li>Scannez les lames et analysez le volume de l’infarctus indirect par la méthode Swanson12 pour corriger l’œdème à l’aide de l’équation suivante : (Aire ischémique) = (région ischémique)-((hémisphère ipsilatéral)-(hémisphère controlatéral))</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont pas d’intérêts concurrents à divulguer.

Le présent protocole décrit un modèle expérimental d’AVC basé sur l’accord consensuel d’un consortium de recherche multicentrique allemand (« ImmunoStroke ») pour établir un modèle MCAo transitoire standardisé. Le modèle transitoire MCAo établi en introduisant un filament recouvert de silicium à travers l’ECA à l’origine du MCA est l’un des modèles de course les plus largement utilisés pour obtenir une reperfusion artérielle après une période d’occlusion délimitée. Par conséquent, cette procédure peut être considérée com...

L’AVC est l’une des causes les plus fréquentes de décès et d’invalidité dans le monde. Bien qu’il existe principalement deux formes distinctes d’AVC, ischémique et hémorragique, 80 à 85% de tous les cas d’AVC sont ischémiques1. Actuellement, seuls deux traitements sont disponibles pour les patients victimes d’AVC ischémique : le traitement pharmacologique avec un activateur tissulaire recombinant du plasminogène (rtPA) ou une thrombectomie mécanique. Cependant, en raison de la fenêtre de temps thérapeutique étroite et des multiples critères d’exclusion, seul un nombre restreint de patients peut bénéficier de ces options de traitement spécifiques. Au cours des deux dernières décennies, la recherche préclinique et translationnelle sur les AVC s’est concentrée sur l’étude des approches neuroprotectrices. Cependant, tous les composés qui ont atteint les essais cliniques n’ont jusqu’à présent montré aucune amélioration pour le patient2.
Étant donné que les modèles in vitro ne peuvent pas reproduire avec précision toutes les interactions cérébrales et les mécanismes physiopathologiques de l’AVC, les modèles animaux sont cruciaux pour la recherche préclinique sur l’AVC. Cependant, il n’est pas possible d’imiter tous les aspects de l’AVC ischémique humain dans un seul modèle animal, car l’AVC ischémique est une maladie très complexe et hétérogène. Pour cette raison, différents modèles d’AVC ischémiques ont été développés au fil du temps chez différentes espèces. La photothrommbose des artérioles cérébrales ou l’occlusion distale permanente de l’artère cérébrale moyenne (ACM) sont des modèles couramment utilisés qui induisent de petites lésions définies localement dans le néocortex3,4. En plus de ceux-ci, le modèle de course le plus couramment utilisé est probablement le soi-disant « modèle de filament », dans lequel une occlusion transitoire de MCA est obtenue. Ce modèle consiste en une introduction transitoire d’un filament de suture à l’origine du MCA, conduisant à une réduction brutale du flux sanguin cérébral et à un infarctus important subséquent des régions cérébrales sous-corticales et corticales5. Bien que la plupart des modèles d’AVC imitent les occlusions MCA 6,le « modèle de filament » permet une délimitation précise du temps ischémique. La reperfusion par élimination de filament imite le scénario clinique humain de restauration du flux sanguin cérébral après une lyse spontanée ou thérapeutique (rtPA ou thrombectomie mécanique). À ce jour, différentes modifications de ce « modèle de filament » ont été décrites. Dans l’approche la plus courante, décrite pour la première fois par Longa et al. en 19895, un filament revêtu de silicium est introduit via l’artère carotide commune (CCA) à l’origine du MCA7. Bien qu’il s’agisse d’une approche largement utilisée, ce modèle ne permet pas une restauration complète du flux sanguin pendant la reperfusion, car le CCA est ligaturé de manière permanente après l’élimination du filament.
Au cours de la dernière décennie, un nombre croissant de groupes de recherche se sont intéressés à la modélisation de l’AVC chez la souris à l’aide de ce « modèle de filament ». Cependant, la variabilité considérable de ce modèle et le manque de normalisation des procédures sont quelques-unes des raisons de la grande variabilité et de la faible reproductibilité des résultats expérimentaux et des découvertes scientifiques rapportés jusqu’à présent2,8. Une cause potentielle de la « crise de réplication » actuelle, en référence à la faible reproductibilité entre les laboratoires de recherche, est les volumes d’infarctus d’AVC non comparables entre les groupes de recherche utilisant la même méthodologie expérimentale9. En fait, après avoir mené la première étude préclinique randomisée contrôlée multicentrique10, nous avons pu confirmer que le manque de normalisation suffisante de ce modèle expérimental d’AVC et des paramètres de résultat ultérieurs étaient les principales raisons de l’échec de la reproductibilité dans les études précliniques entre laboratoires indépendants11 . Ces différences drastiques dans les tailles d’infarctus qui en résultent, malgré l’utilisation du même modèle d’AVC, constituent à juste titre une menace non seulement pour la recherche de confirmation, mais aussi pour les collaborations scientifiques en raison du manque de modèles robustes et reproductibles.
À la lumière de ces défis, nous avons cherché à développer et à décrire en détail la procédure d’un modèle MCAo transitoire standardisé tel qu’utilisé pour les efforts de recherche collaboratifs au sein du consortium de recherche « ImmunoStroke » (https://immunostroke.de/). Ce consortium vise à comprendre les interactions cerveau-immunité qui sous-tendent les principes mécanistes de la récupération après un AVC. En outre, des méthodes histologiques et fonctionnelles connexes pour l’analyse des résultats de l’AVC sont présentées. Toutes les méthodes sont basées sur des procédures opérationnelles normalisées établies utilisées dans tous les laboratoires de recherche du consortium ImmunoStroke.

<table><tbody><tr><td>45&deg ; rampe</td><td>H& S Kunststofftechnik</td><td></td><td>hauteur : 18 cm</td></tr><tr><td>5/0 menace</td><td>Pearsalls</td><td>10C103000</td><td></td></tr><tr><td>5 mL Seringue</td><td>Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acide acétique</td><td>Sigma Life Science</td><td>695092</td><td></td></tr><tr><td>Système d’anesthésie pour isoflurane</td><td>Dräger</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen pommade</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57Bl/6J souris</td><td>Charles Pince</td><td>000664</td><td></td>rivière</tr><tr><td></td><td>FST</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Clip</td><td>FST</td><td>18055-04</td><td></td></tr><tr><td>Porte-clip</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Cotons</td><td>NOBA Verbondmitel Danz</td><td>974116</td><td></td></tr><tr><td>Cresyl violet</td><td>Sigma Life Science</td><td>C5042-10G</td><td></td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Thermo Scientific CryoStarNX70</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Éthanol 70 %</td><td>CLN Chemikalien Laborbedorf</td><td>521005</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol 96 %</td><td>CLN Chemikalien Laborbedorf</td><td>522078</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol 99 %</td><td>CLN Chemikalien Laborbedorf</td><td>ETO-5000-99-1</td><td></td></tr><tr><td>Filaments</td><td>Doccol</td><td>602112PK5Re</td><td></td></tr><tr><td>Fine 45 pince coudée</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Pince fine</td><td>FST</td><td>11252-23</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins</td><td>FST</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Colle</td><td>Orechseln</td><td>BSI-112</td><td></td></tr><tr><td>Durcisseur Colle</td><td>Drechseln & Mehr</td><td>BSI-151</td><td></td></tr><tr><td>Couverture chauffante</td><td>FHC DC Régulateur</td><td></td><td></td>de température</tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbot</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Isopentane</td><td>Fluka</td><td>59070</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Inresa Arzneimittel GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laser Doppler</td><td>Perimed</td><td>PF 5010 LDPM, Periflux System 5000</td><td></td></tr><tr><td>Sonde laser Doppler</td><td>Perimed</td><td>91-00123</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Tamponné Saline pH : 7.4</td><td>Apotheke Innestadt Uni München</td><td>P32799</td><td></td></tr><tr><td>Chambre de récupération</td><td>Mediheat</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roti-Histokit Milieu de montage Roth</td><td></td><td>6638.1</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline</td><td>Braun</td><td>131321</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Feather</td><td>02.001.30.011</td><td></td></tr><tr><td>Filaments recouverts de silicone</td><td>Doccol</td><td>602112PK5Re</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicropscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Superfrost Plus Lames</td><td>Thermo Scientific</td><td>J1800AMNZ</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Ciseaux à ressort</td><td>FST</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Xylacine</td><td>Albrecht</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modélisation de l’avc chez la souris: occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne via l’artère carotide externe

Modeling Stroke in Mice: Transient Middle Cerebral Artery Occlusion via the External Carotid Artery

L’AVC est la troisième cause de mortalité la plus fréquente et la principale cause d’invalidité acquise chez les adultes dans les pays développés. À ce jour, les options thérapeutiques sont limitées à une petite proportion de patients victimes d’un AVC dans les premières heures suivant l’AVC. De nouvelles stratégies thérapeutiques sont largement étudiées, en particulier pour prolonger la fenêtre de temps thérapeutique. Ces recherches actuelles comprennent l’étude d’importantes voies physiopathologiques après un AVC, telles que l’inflammation post-AVC, l’angiogenèse, la plasticité neuronale et la régénération. Au cours de la dernière décennie, les groupes de recherche indépendants se sont de plus en plus préoccupés par la faible reproductibilité des résultats expérimentaux et des résultats scientifiques. Pour surmonter la soi-disant « crise de la réplication », des modèles standardisés détaillés pour toutes les procédures sont nécessaires de toute urgence. Dans le cadre d’un effort au sein du consortium de recherche « ImmunoStroke » (https://immunostroke.de/), un modèle murin standardisé d’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne (MCAo) est proposé. Ce modèle permet la restauration complète du flux sanguin lors de l’élimination du filament, simulant la lyse thérapeutique ou spontanée des caillots qui se produit dans une grande proportion des accidents vasculaires cérébraux humains. La procédure chirurgicale de ce modèle d’AVC « filament » et les outils pour son analyse fonctionnelle sont présentés dans la vidéo d’accompagnement.

Le modèle décrit ici est une modification du modèle de course « filament » couramment utilisé, qui consiste à introduire un filament recouvert de silicium à travers l’ECA pour bloquer transitoirement l’origine du MCA(Figure 1). Après avoir retiré le filament, seul le flux sanguin dans l’ECA est définitivement arrêté, ce qui permet une recanalisation complète du CCA et de l’ICA. Cela permet une reperfusion adéquate du cerveau(Figure 2),similaire à la situation ob...

Différents modèles d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAo) sont utilisés dans la recherche expérimentale sur les accidents vasculaires cérébraux. Ici, un modèle expérimental d’AVC de MCAo transitoire via l’artère carotide externe (ECA) est décrit, qui vise à imiter l’AVC humain, dans lequel le thrombus cérébrovasculaire est enlevé en raison d’une lyse spontanée du caillot ou d’un traitement.

Modélisation de l’AVC chez la souris: occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne via l’artère carotide externe

Stroke is the third most common cause of mortality and the leading cause of acquired adult disability in developed countries. To date, therapeutic options ...

Dans le modèle de filament décrit ici, la restauration complète du flux sanguin et son enregistrement sont des exigences pour assurer un afflux productible chez les souris, en particulier dans les études translationnelles sur les accidents vasculaires cérébraux. Ce modèle présente deux avantages principaux par rapport aux autres modèles d’AVC décrits précédemment. Aucune craniotomie n’est nécessaire et une redépifuture complète du vaisseau sanguin est obtenue.Le modèle de filament est une intervention chirurgicale complexe impliquant la manipulation de différentes artères. La visualisation et l’explication de tout cela sont des étapes petites mais importantes, qui pourraient accélérer la période d’apprentissage des neurochirurgiens. Connectez la couverture chauffante pour maintenir la température de la zone d’opération et la température corporelle de la souris pendant l’anesthésie à 37 degrés Celsius.Préparez des ciseaux et des pinces autoclaves, une solution d’éthanol à 70% et une pommade pour les yeux au dexpanthénol, et conservez plusieurs morceaux de coton et de suture en polyester tressé enduit de Cinq O, prêts à l’emploi. Préparez une solution saline à 0,9% dans une seringue d’un millilitre sans aiguille pour garder le site d’incision hydraté. Préparez un support pour la sonde laser Doppler en coupant la pointe d’une pointe de pipette de 10 microlitres.Une fois la souris complètement anesthésiée, placez-la en position couchée dans la zone d’opération. Insérez doucement la sonde rectale pour surveiller la température tout au long des interventions chirurgicales. Après avoir désinfecté le site chirurgical, coupez ce cuir chevelu entre l’oreille gauche et l’œil pour exposer l’os du crâne.Ensuite, coupez et retirez le muscle temporal pour visualiser les multiples artères cérébrales ou MCA sous le crâne. Fixez la partie extérieure de la pointe en tenant la sonde laser Doppler ou la fibre sur le dessus du MCA gauche avec de la colle et fermez la peau de sorte que la peau soit également collée. Appliquez deux à trois gouttes de colle durcisseuse pour accélérer le processus.Assurez-vous que la fibre laser Doppler n’est pas collée et peut être facilement retirée du porte-embout à tout moment. Tournez la souris en position couchée, puis mettez le museau dans le cône d’anesthésie et fixez les pattes avec du ruban adhésif. Désinfectez la peau et les cheveux entourant la poitrine et faites une incision médiane de deux centimètres de long dans le cou.Utilisez une pince pour séparer la glande sous-maxillaire de la peau et le muscle sternomastoïde. Utilisez des rétracteurs pour exposer le champ chirurgical et trouver l’artère carotide commune gauche ou CCA. Disséquez le CCA libre du tissu conjonctif et des nerfs environnants sans endommager le nerf vagal et effectuez une ligature transitoire avant la bifurcation.Disséquez l’artère carotide externe ou ECA et nouez un nœud permanent à la partie visible la plus distale. Placez une autre suture sous l’ECA et près de la bifurcation, puis préparez un nœud lâche à utiliser plus tard. Disséquez l’artère carotide interne ou ICA et placez-y un clip microvasculaire d’environ cinq millimètres au-dessus de la bifurcation.Assurez-vous de ne pas endommager le nerf vagal. Ensuite, coupez un petit trou dans l’ECA entre les ligatures serrées et lâches, en veillant à ne pas couper toute la ECA. Introduisez le filament et avancez-le vers le CCA.Resserrez la ligature lâche dans l’ECA autour de la lumière pour fixer momentanément le filament dans cette position. Retirer le clip microvasculaire et prévenir les saignements. Après avoir retiré le clip microvasculaire, insérez le filament à travers l’ICA jusqu’à ce que l’origine du MCA soit atteinte.Fixez le filament dans cette position en resserrant davantage le nœud autour de l’ECA. Enregistrez les valeurs Doppler laser avant et après l’insertion du filament. Retirez l’enrouleur et déplacez le muscle sternomastoïde dans la glande sous-maxillaire avant de suturer la plaie.Retirez la sonde laser Doppler et placez l’animal dans une chambre de récupération à 37 degrés Celsius pendant une heure. Placez la souris en position couchée dans la zone d’opération avec son museau dans le masque d’anesthésie, puis fixez les pattes de l’animal avec du ruban adhésif. Insérez la sonde laser Doppler dans le support de la sonde.Retirez la suture de la plaie et utilisez une pince pour séparer la peau, la glande sous-maxillaire et le muscle sternomastoïde. Utilisez des rétracteurs pour exposer le champ chirurgical. Desserrez la suture ECA qui resserre le filament et tirez doucement le filament.Évitez d’endommager le revêtement en caoutchouc de silicone du filament pendant le retrait. Enregistrez les valeurs Doppler laser avant et après le retrait du filament. Attachez fermement la suture ECA et confirmez l’augmentation du flux sanguin cérébral dans le dispositif laser Doppler.Ouvrez la ligature transitoire avant la bifurcation du CCA pour rétablir le flux sanguin complet. Retirez l’enrouleur et déplacez le muscle sternomastoïde dans la glande sous-maxillaire avant de suturer la plaie. Ensuite, placez l’animal dans une chambre de récupération à 37 degrés Celsius pendant une heure pour récupérer de l’anesthésie.Après la récupération, retournez les souris dans leurs cages dans une pièce à température contrôlée et prenez soin des animaux en ajoutant des granulés de nourriture humide et de l’hydrogel dans de petites boîtes de Pétri sur le sol de la cage et en injectant une analgésie toutes les 12 heures jusqu’au troisième jour après la chirurgie. Une fois que le flux sanguin dans le CCA est rétabli après avoir retiré le filament, une redivruption complète du cerveau se produit, ce qui est similaire à la situation observée après une thrombectomie mécanique réussie chez les patients humains. Les animaux victimes d’AVC présentaient un changement significatif dans le score neurologique composite et focal, mais pas dans le score neurologique général par rapport aux animaux simulés.Le volume d’infarctus récupéré a également été effectué à l’aide d’une coloration violette crésol de coupes cérébrales coronales en série 24 heures après l’induction de l’AVC. La zone lésionnelle comprend le cortex somatosensoriel et moteur, ainsi que des structures sous-corticales, telles que le striatum. La moyenne du volume de l’infarctus était de 61 à 62 millimètres carrés, ce qui représente 48% de l’hémisphère cérébral affecté.Il est important d’effectuer une dissection adéquate du CCA, de l’ECA et du RCA sans endommager les tissus adjacents, en particulier le nerf vague, pour avoir une bonne visualisation de toutes les structures, et pour pouvoir insérer le filament et obstruer l’origine MCA.

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L'occlusion filamenteux de l'artère cérébrale moyenne est un modèle commun pour l'étude de l'AVC ischémique chez la souris.

Course de modélisation chez la souris - Moyen-occlusion artérielle cérébrale avec le modèle filamentaire

Nous démontrons dans la vidéo un procédé pour produire une occlusion de l'artère cérébrale moyenne chez des souris adultes en utilisant un monofilament intraluminale. Nous montrons aussi comment évaluer l'étendue de l'infarctus cérébral par le chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC) coloration.

Modèle murin d&#39;occlusion artère cérébrale moyenne

Le intraluminale de l'artère cérébrale occlusion (MCAO) est le modèle le plus fréquemment utilisé chez les modèles expérimentaux ischémiques AVC. Ici, nous allons démontrer tout le modèle en détail avec le guide de Laser Doppler, et ses résultats représentatifs.

Intraluminale Occlusion Artère cérébrale moyenne (MCAO) Modèle pour l&#39;AVC ischémique avec guidage laser Doppler chez la souris

Le modèle de milieu intraluminal occlusion cérébrale chez la souris est présentée ici. L'étendue de l'infarctus cérébral est évaluée par un score neurologique et coloration au violet de crésyl, une alternative à la coloration TTC, offrant le grand avantage de tester en parallèle de nombreux marqueurs d'intérêt.

Modèle murin d&#39;MCAO intraluminale: Évaluation infarctus cérébral par coloration au violet de crésyl

Cette vidéo décrit la procédure de développement d’un AVC transitoire dans un modèle murin en utilisant l’occlusion à base de filaments recouverts de silicium de l’artère cérébrale moyenne. Le modèle développé imite l’AVC humain, aidant ainsi à étudier de nouvelles stratégies thérapeutiques pour traiter l’AVC.

Modèle d’AVC transitoire basé sur l’insertion de filaments : une intervention chirurgicale pour effectuer l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne dans le cerveau murin

Différents modèles murins de l'occlusion de l'artère cérébrale moyenne (MCAO) sont largement utilisés dans les recherches sur le cerveau expérimentale. Ici, nous démontrons le modèle de transcrânienne OAMC distale permanente qui produit infarctus cortical cohérente d'une taille correspondant à des dommages imposée par la majorité des accidents ischémiques cérébraux humains.

Modélisation des maladies chez les souris: Coagulation permanente de l&#39;artère cérébrale moyenne distale

Intraluminale filament une occlusion de l’artère cérébrale moyenne est le modèle le plus souvent utilisé en vivo d’accidents cérébrovasculaires chez les rongeurs. Une autre approche chirurgicale pour permettre la réparation de l’artère carotide commune est effectuée ici, qui permet à la reperfusion de l’artère carotide commune et une reperfusion intégrale sur le territoire de l’artère cérébrale moyenne.

Occlusion de l’artère cérébrale moyenne permettant une Reperfusion par l’intermédiaire de réparation de l’artère carotide commune chez les souris

Ce protocole démontre un modèle unique d’AVC chez la souris avec un infarctus de taille moyenne et un excellent taux de survie. Ce modèle permet aux chercheurs en AVC préclinique de prolonger la durée de l’ischémie, d’utiliser des souris âgées et d’évaluer les résultats fonctionnels à long terme.

Un modèle modifié d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne transcrânienne pour étudier les résultats de l’AVC chez des souris âgées

Ce protocole décrit le modèle d’ischémie cérébrale focale transitoire chez la souris par occlusion intraluminale de l’artère cérébrale moyenne. De plus, des exemples d’évaluation des résultats sont présentés à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique et de tests comportementaux.

Modèle d’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne de l’AVC

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle distal d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (dMCAO) par électrocoagulation transcrânienne chez les souris C57BL/6J et évaluons le comportement neurologique et les caractéristiques histopathologiques ultérieurs.

Induction de l’AVC ischémique aigu chez la souris à l’aide de la technique d’occlusion de l’artère moyenne distale

Le protocole actuel décrit un modèle de rat d’occlusion/reperfusion de l’artère cérébrale moyenne qui préserve la structure anatomique des vaisseaux cérébraux sans causer de dommages.

Un modèle chez le rat d’occlusion/reperfusion de l’artère cérébrale moyenne sans endommager la structure anatomique des vaisseaux cérébraux

Apprenez le modèle d'AVC chez la souris par occlusion transitoire de l'artère cérébrale moyenne via la technique du filament. Cette méthode reproduit fidèlement la reperfusion cérébrale observée après thrombectomie mécanique chez l'humain.

Modélisation de l’AVC chez la souris: occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne via l’artère carotide externe

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