Acquisition de données d’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle à l’état de repos chez le rat

L’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle à l’état de repos, ou IRMf à l’état de repos, est devenue une méthode de plus en plus populaire pour étudier le fonctionnement du cerveau dans un état de repos sans tâche. Les progrès technologiques ont permis d’adapter l’IRMf à l’état de repos pour une utilisation dans des modèles de rongeurs et peuvent être utilisées pour découvrir les mécanismes sous-jacents aux états pathologiques. Le protocole décrit ici combine de l’isoflurane à faible dose avec de la dexmététomidine à faible dose, ce qui permet l’acquisition de données de haute qualité et la préservation de la fonction du réseau cérébral.

Cette méthode permet également une respiration spontanée et une physiologie presque normale jusqu’à cinq heures. Dans cette vidéo, nous couvrons la surveillance de la physiologie du rat au cours de quatre phases distinctes de l’anesthésie, de l’induction et de la préparation des animaux, de la configuration animale, de l’acquisition de la scintigraphie anatomique et de l’acquisition de la scintigraphie à l’état de repos, suivie d’une évaluation de la qualité des données. L’utilisation d’un système pour délivrer l’anesthésique inhalé ainsi que pour récupérer les gaz résiduaires de toutes les zones nécessaires, induire une anesthésie avec 2,5% d’isoflurane dans un air enrichi en oxygène à 30%.

Une fois l’animal anesthésié, retirez-le de la chambre, pesez-le et placez-le dans le cône de nez sur le coussin chauffant dans l’espace de préparation, en restant à 2,5% d’isoflurane. Appliquez une pommade lubrifiante ophtalmique sur chaque œil pour éviter le dessèchement. Confirmez la profondeur de l’anesthésie par un manque de réponse au pincement des orteils, Utilisez des tondeuses pour raser une zone carrée de deux pouces par deux pouces sur la région lombaire inférieure du dos de l’animal directement au-dessus de la queue.

Administrer 0,015 milligramme par kilogramme de solution de dexmédétomidine avec une injection intrapéritonéale dans le quadrant inférieur droit de l’abdomen à l’aide d’une aiguille de calibre 25. Basculez le flux d’isoflurane de l’espace de préparation vers le berceau de l’animal. Déplacez l’animal dans le berceau de l’animal.

Placez les dents de devant du rat en toute sécurité sur et dans la barre de morsure. Poussez le cône de nez sur le nez pour assurer un ajustement serré. Si le cône de nez ne recouvre pas la mâchoire inférieure, Parafilm peut être utilisé pour maintenir doucement la mâchoire fermée tout en scellant autour du cône de nez.

Placez le coussin respiratoire sous l’abdomen de l’animal sous la cage thoracique et repositionnez-le jusqu’à ce que la forme d’onde respiratoire montre un creux profond centré sur chaque respiration. Passez à la phase suivante de l’anesthésie lorsque la respiration est inférieure à 40 respirations par minute. Insérez ces barres d’oreille dans le conduit auditif pour stabiliser la tête du rat dans le berceau de l’animal.

Une fois positionné, tirez vers l’avant sur la barre de morsure et confirmez que la tête ne bouge pas. Réajustez le cône de nez et parafilm au besoin. Insérez la sonde de température dans un couvercle de sonde jetable prélubrifié.

Insérez doucement la sonde de température d’environ 1/2 pouce dans le rectum et collez-la à la base de la queue avec du ruban adhésif médical. Placez le clip de l’oxymètre de pouls sur la zone métatarsienne du pied postérieur, en vous assurant que la source de lumière se trouve au bas du pied. La rotation du clip peut affecter le signal, ainsi, la création d’un support pour garder la patte et le clip droit conduira à une plus grande stabilité.

Calculer le débit de perfusion pour 0,015 milligrammes par kilogramme et par heure de dexmététomidine. Réglez la pompe à médicament sur le débit de perfusion calculé et remplissez la ligne de perfusion. À l’aide d’une lingette alcoolisée, nettoyez la zone rasée pour éliminer les poils errants.

Pincez la peau à environ deux largeurs de doigts au-dessus de la base de la queue. Insérez 1/3 de l’aiguille de la ligne de perfusion dans la peau de la tente. Fixez l’aiguille à la peau avec un morceau de ruban médical large de trois pouces.

Placez un deuxième morceau de ruban médical large sur le premier à travers le rat et attaché aux deux côtés du berceau de l’animal. Il est extrêmement important que l’aiguille ferromagnétique soit bien fixée pour empêcher tout mouvement pendant l’analyse. Commencer la perfusion de dexmététomidine sous-cutanée.

Placez un morceau de gaze sur l’arête du nez du rat pour créer une surface plane pour la bobine. Utilisez du ruban adhésif en papier, qui n’interfère pas avec le signal IRM, pour fixer la bobine à la tête du rat, en la centrant sur le cerveau. Placez des serviettes en papier sur l’animal, en les fixant au berceau de l’animal avec du ruban adhésif de laboratoire.

Si vous utilisez un système de chauffage de l’air, enroulez une feuille de plastique autour de tout le berceau pour contenir l’air chaud. Déplacez l’animal dans l’alésage et accordez l’aimant. Réduire l’isoflurane à 1,5%, ce qui entraîne une augmentation constante de la respiration à environ 45 à 50 respirations par minute.

Rester à ce niveau pendant toute la durée du balayage anatomique. Utilisez le scan localisateur FLASH pour vous assurer que le cerveau est aligné avec l’isocentre de l’aimant. Repositionnez l’animal et répétez si nécessaire.

Exécutez l’analyse de localisation RARE de plus haute résolution et utilisez cette sortie de numérisation pour aligner 15 tranches sagnitales centrées sur le cerveau. À l’aide de la tranche sagittale moyenne, alignez la tranche axiale centrale sur la décussation de la commissure antérieure, qui apparaît comme une tache sombre. Notez le décalage de tranche à utiliser ultérieurement dans les analyses à l’état de repos.

Acquérir 23 tranches en utilisant les protocoles axiaux FLASH et RARE pour faciliter l’enregistrement dans un espace commun lors de l’analyse post-scan. Parcourez tout le cerveau à l’aide de la séquence PRESS. Après avoir effectué des examens anatomiques, réduisez l’isoflurane à 0,5 à 0,75% en ajustant de sorte que la respiration de l’animal soit de 60 à 65 respirations par minute.

Restez à ce niveau pendant au moins 10 minutes avant de commencer l’analyse à l’état de repos pour assurer la stabilité. Lorsque la physiologie est stable, acquérir un EPI à 15 tranches en utilisant le même décalage de tranche que la série axiale anatomique. Une fois chaque analyse à l’état de repos terminée, vérifiez la qualité à l’aide d’une analyse de composants indépendante pour décomposer les données en composants spatiaux et temporels.

Obtenez au moins trois analyses de l’état de repos de haute qualité. Lorsque le balayage est terminé, augmentez l’isoflurane à 2% et arrêtez la perfusion sous-cutanée de dexmététomidine. Retirez le berceau de l’aimant et ramenez l’animal dans l’espace de préparation.

Injecter 0,015 milligramme par kilogramme de la solution diluée d’atipamezole dans le muscle de la patte arrière du rat à l’aide d’une aiguille de calibre 25. Replacez le rat dans la cage de la maison sur un coussin chauffant et surveillez jusqu’à ce que l’animal soit ambulatoire. À l’aide d’une analyse indépendante des composants, évaluez la stabilité après chaque analyse de l’état de repos.

Voici un exemple de très grande stabilité. Notez que, spatialement, les composants ont une grande régionalité. Dans le cours du temps montré dans le panneau du milieu, le signal est stable et non prévisible, ce qui indique une véritable activité cérébrale.

Le spectre de puissance en bas montre principalement des basses fréquences. Un composant de bruit de la même analyse est montré ici. Notez la non-régionalité, le parcours temporel à haute fréquence et le pic à haute fréquence unique dans le spectre de puissance.

Les composants de bruit doivent être débruités lors de l’analyse post-balayage. Enfin, ce composant est issé d’un scan où l’anesthésie n’était pas stable. Le cours temporel affiché est variable et irrégulier.

Lorsque cela se produit, des améliorations sont nécessaires au protocole anesthésique, généralement au plafond du cône de nez et à l’élimination des gaz résiduaires. La stabilité de l’animal, à la fois physiquement et physiologiquement, est essentielle pour obtenir des données de haute qualité sur l’état de repos. Il est impératif que l’animal respecte les seuils physiologiques établis avant de passer à la phase suivante de l’anesthésie.

En suivant cette technique de survie, l’IRMf à l’état de repos peut être utilisée dans des études longitudinales, en conjonction avec des manipulations expérimentales, et pour explorer des modèles de maladie. La combinaison d’isoflurane à faible dose avec dexmététomidine utilisée dans ce protocole permet une grande variété d’études précliniques pour les chercheurs intéressés par l’imagerie du cerveau du rongeur dans son état de repos.