Name: Régulation mésenchymateuse des cellules souches de la phagocytose des macrophages; Quantification et imagerie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 10 s
Description: Découvrez une méthode de co-culture pour quantifier la régulation de la phagocytose des macrophages par les cellules souches mésenchymateuses. Cette technique utilise des particules fluorescentes sensibles au pH pour visualiser les interactions cellulaires.

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Ce travail a été soutenu par le mécanisme de l’instrument de recherche majeur de la NSF sous les numéros de subvention 1626093 et 1919583.

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<li>Maggini, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Bone+Marrow-Derived+Mesenchymal+Stromal+Cells+Turn+Activated+Macrophages+into+a+Regulatory-Like+Profile%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Mouse Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stromal Cells Turn Activated Macrophages into a Regulatory-Like Profile.</a> PLoS One. 5 (2), 9252(2010).</li>
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<li>Lindner, B., Burkard, T., Schuler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagocytosis+assays+with+different+PH-sensitive+fluorescent+particles+and+various+readouts%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Phagocytosis assays with different PH-sensitive fluorescent particles and various readouts.</a> Biotechniques. 68, 245-250 (2020).</li>
<li>Kapellos, T. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+real+time+imaging+platform+to+quantify+macrophage+pahgocytosis%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">A novel real time imaging platform to quantify macrophage pahgocytosis.</a> Biochemical Pharmacology. 116, 107-119 (2016).</li>
<li>Takahashi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometric+quantitation+of+platelet+phagocytosis+by+monocytes+using+a+pH-sensitive+dye%2C+pHrodo-SE%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunological+Methods%22%5BJournal%5D)">Flow cytometric quantitation of platelet phagocytosis by monocytes using a pH-sensitive dye, pHrodo-SE.</a> Journal of Immunological Methods. 447, 57-64 (2017).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

L’analyse de la phagocytose à l’aide de bioparticules conjuguées à un colorant sensible au pH est un outil relativement nouveau qui s’est avéré avantageux par rapport aux particules traditionnelles étiquetées par fluorescence12,19,20. Avec les particules traditionnelles étiquetées par fluorescence, seule l’analyse du point final est réalisable. La détection est effectuée par microscopie fluorescente et/ou spectrofluorométrie apr...

Les cellules souches mésenchymateuses (CSM) sont des cellules progénitives qui donnent naissance à des cellules du tissu conjonctif. Les CSM sont présents dans les tissus des mammifères adultes et peuvent être isolés de la moelle osseuse1. En raison de leurs propriétés immunomodulatrices, ces cellules sont largement étudiées2. Les premières études se sont concentrées sur la régulation MSC des lymphocytes T3,4,5,6 mais plus récemment, leur régulation des cellules macrophages (MΦ), un composant cellulaire majeur de l’immunité innée, a reçu une attention accrue7,8,9,10,11,12,13,14 . L’importance de l’interaction MSC-MΦ dans le traitement des maladies inflammatoires est soulignée par le fait que l’épuisement des monocytes/macrophages abroge les effets thérapeutiques du MSC dans les modèles animaux8. Ici, l’accent est mis sur l’interaction de contact cellulaire du MSC avec MΦ. Les CSM ont la capacité de réguler le phénotype de MΦ en favorisant le passage des réponses inflammatoires aux réponses anti-inflammatoires, conduisant à des activités de réparation tissulaire8,9,10,11, et beaucoup a été fait pour démontrer ces mécanismes de régulation. Dans d’autres circonstances, le MSC peut soutenir ou exacerber une réponse inflammatoire induite par MΦ12,13 et améliorer l’activité phagocytaire MΦ14,15. Cependant, il existe un manque critique de données existantes permettant d’identifier les mécanismes et les conditions dans lesquels les CSM régulent l’activité phagocytaire MΦ.
MΦ ont des familles de récepteurs qui reconnaissent les agents pathogènes opsonisés (anticorps ou enrobés de complément) ou non opsonisés conduisant à la phagocytose16. L’activation et l’activité de ce dernier sont moins bien étudiées17. Dans un environnement in vitro non inflammatoire, les CSM améliorent la phagocytose MΦ des agents pathogènes non opsonisés13. Cependant, la reconnaissance des agents pathogènes non opsonisés par MΦ peut être réduite après une exposition à un environnement inflammatoire produit par les lymphocytes au cours d’une réponse immunitaire adaptative. L’IFN-γ, libéré par les cellules tueuses naturelles et les lymphocytes effecteurs, a un effet inhibiteur sur la phagocytose MΦ des particules non opsonisées18. Un modèle de co-culture a été développé pour étudier les mécanismes de régulation par contact direct msc de la phagocytose MΦ. L’objectif de l’expérience présentée ici est de déterminer si les CSM régulent la phagocytose MΦ des agents pathogènes non opsonisés après que MΦ a été exposé à l’IFN-γ(Figure 1).

<table><tbody><tr><td>Microplaque en polystyrène noir 96 puits</td><td>MilliporeSigma</td><td>CLS3603-48EA</td><td></td></tr><tr><td>0,4 % de bleu trypan solution</td><td>MilliporeSigma</td><td>T8154-20ML</td><td></td></tr><tr><td>Tubes à centrifuger coniques stériles en polypropylène de 15 mL et 50 mL</td><td>ThermoFisher</td><td>339653</td><td></td></tr><tr><td>Coverglass à 4 puits avec puits non amovibles</td><td>ThermoFisher</td><td>155382PK</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotique-Antimycosique (100X)&nbsp ; Gibco</td><td>ThermoFisher</td><td>15240096</td><td></td></tr><tr><td>Axiobserver 7 Système d’imagerie</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine (BSA)</td><td>MilliporeSigma</td><td>A8806-1G</td><td></td></tr><tr><td>Élévateur de cellules</td><td>MilliporeSigma</td><td>CLS3008-100EA</td><td></td></tr><tr><td>Fioles de culture, culture tissulaire traitée, surface 75&nbsp ; cm2, col incliné, avec bouchon, filtré</td><td>MilliporeSigma</td><td>C7231-120EA</td><td></td></tr><tr><td>D1 ORL UVA [D1]</td><td>ATCC</td><td>CRL-12424</td><td>Souris MSC Cell Line</td></tr><tr><td>DMEM, haute teneur en glucose</td><td>ThermoFisher</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>sérum de veau fœtal, qualifié, inactivé thermiquement</td><td>ThermoFisher</td><td></td> 16140071 <td></td></tr><tr><td>hémocytomètre</td><td>FisherScientific</td><td>02-671-51B</td><td></td></tr><tr><td>I-11.15</td><td>ATCC</td><td>CRL-2470</td><td>Souris M&Phi ; Lignée cellulaire</td></tr><tr><td>LADMAC Lignée cellulaire</td><td>ATCC</td><td>CRL-2420</td> Les <td>cellules LADMAC sécrètent le facteur de croissance 1 (LCR-1).</td></tr><tr><td>Solution d’imagerie de cellules vivantes</td><td>ThermoFisher</td><td>A14291DJ</td><td></td></tr><tr><td>PBS, pH 7,4</td><td>ThermoFisher</td><td>10010031</td><td></td></tr><tr><td>pHrodo Green Zymosan Bioparticles Conjugue</td><td>ThermoFisher</td><td>P35365</td><td></td></tr><tr><td>Recombinant Murin IFN-&gamma ;</td><td>Preprotech</td><td>315-05</td><td></td></tr><tr><td>Spectramax i3X</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Unités de filtration sous vide stériles à usage unique, 250 mL, 0,2 & micro ; m</td><td>ThermoFisher</td><td>568-0020</td><td></td></tr><tr><td>Filtres stériles pour seringues, 0,2 micromètre</td><td>ThermoFisher</td><td>723-2520</td><td></td></tr><tr><td>Boîtes de culture traitées pour culture tissulaire, 100 mm x 20 mm</td><td>MilliporeSigma</td><td>CLS430167-100EA</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA (0,05 %), rouge de phénol</td><td>ThermoFisher</td><td>25300054</td><td></td></tr></tbody></table>

régulation mésenchymateuse des cellules souches de la phagocytose des macrophages; quantification et imagerie

Mesenchymal Stem Cell Regulation of Macrophage Phagocytosis; Quantitation and Imaging

Les cellules souches mésenchymateuses (CSM) ont traditionnellement été étudiées pour leurs propriétés régénératrices, mais plus récemment, leurs caractéristiques immunorégulatrices ont été à l’avant-garde. Ils interagissent avec et régulent l’activité des cellules immunitaires. L’objectif de cette étude est la régulation MSC de l’activité phagocytaire des macrophages. La phagocytose des macrophages (MΦ) est une partie importante de la réponse du système immunitaire inné à l’infection, et les mécanismes par lesquels les CSM modulent cette réponse sont à l’étude active. Présenté ici est une méthode pour étudier la phagocytose MΦ de particules de zymosan non opsonisées conjuguées à une molécule fluorescente sensible au pH en co-culture avec MSC. À mesure que l’activité phagocytaire augmente et que les particules de zymosan marquées sont enfermées dans l’environnement acide du phagolysosome, l’intensité de fluorescence de la molécule sensible au pH augmente. Avec les longueurs d’onde d’excitation et d’émission appropriées, l’activité phagocytaire est mesurée à l’aide d’un spectrophotomètre fluorescent et les données cinétiques sont présentées sous forme de changements dans les unités fluorescentes relatives sur une période de 70 minutes. Pour étayer ces données quantitatives, le changement de l’activité phagocytaire est visualisé à l’aide de l’imagerie dynamique. Les résultats utilisant cette méthode démontrent que lorsqu’ils sont en co-culture, les CSM améliorent la phagocytose MΦ du zymosan non opsonisé de MΦ naïf et γ traité par IFN. Ces données s’ajoutent aux connaissances actuelles sur la régulation MSC du système immunitaire inné. Cette méthode peut être appliquée dans de futures recherches pour délimiter complètement les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents.

Après avoir calculé la moyenne ± SEM pour chaque groupe à tous les points temporels, les données sont présentées sous forme de graphique linéaire avec l’axe Y comme intensité fluorescente relative et l’axe X comme temps. Le fichier supplémentaire 1 fournit un exemple de données brutes provenant d’une lecture cinétique de la plaque de 96 puits dans un format de feuille de calcul.
Dans cette étude, les résultats optimaux présentés à la figure 3Aet a...

Présenté ici est un protocole pour quantifier et produire des images dynamiques de la régulation médiée par les cellules souches mésenchymateuses (CSM) de la phagocytose des macrophages (MΦ) des particules de levure non opsonisées (zymosan) qui sont conjuguées à une molécule fluorescente sensible au pH.

Régulation mésenchymateuse des cellules souches de la phagocytose des macrophages; Quantification et imagerie

Mesenchymal stem cells (MSC) have traditionally been studied for their regenerative properties, but more recently, their immunoregulatory characteristics ...

Cette méthode de co-culture aidera à répondre aux questions clés entourant les mécanismes de contact cellulaire à l’origine de la régulation mésenchymateuse des cellules souches de la phagocytose des macrophages, et donc à éclairer le rôle du CSM dans la régulation de l’immunité innée. Cette technique peut être appliquée dans les analyses à haut débit. Les bioparticules conjuguées à des colorants sensibles au pH ne fluorescent que dans les environnements phagolysosomes acides.Par conséquent, le lavage et la trempe sont nécessaires. Cette méthode peut également être appliquée à une variété de modèles de co-culture qui incluent des neutrophiles et d’autres phagocytes. La démonstration de la procédure sera Faite par Ethan Chetkof, un étudiant de premier cycle actuellement dans mon laboratoire.Pour commencer, observez la confluence des cellules souches mésenchymateuses cultivées. Lorsque 70 à 80% de confluence est atteinte, aspirez le milieu de croissance des cellules cultivées dans un plat de 100 millimètres et ajoutez cinq millilitres de PBS. Après avoir aspiré le PBS, ajouter deux millilitres de solution d’EDTA à 0,05% de trypsine et incuber les cellules pendant trois minutes.Après trois minutes, vérifiez le détachement de la cellule à l’aide d’un microscope inversé. Et si les cellules ne sont pas détachées, incuber à nouveau pendant une à deux minutes. Une fois que toutes les cellules sont détachées, ajoutez cinq millilitres de milieu de croissance frais à l’assiette.Après avoir rincé la plaque à l’aide du mélange de milieu de trypsine, utilisez une pipette sérologique stérile pour recueillir les cellules dans un tube conique propre et stérile de 50 millilitres. Ensuite, adzé les cellules par centrifugation. Après avoir aspiré le surnageant, remettez ensemence la pastille cellulaire dans 10 millilitres de milieu de croissance frais en pipetant doucement de haut en bas.Pour le comptage cellulaire, ajouter 10 microlitres de suspension cellulaire dans un tube de microcentrifugation de 1,5 millilitre contenant 30 microlitres de solution de trypan blue à 0,4%, puis ajouter 10 microlitres du mélange sous le couvercle d’une chambre de comptage hémocytomètre. Sous le microscope inversé ou Brightfield, comptez les cellules viables non colorées à l’aide d’une lentille d’objectif 10X et de quatre chambres d’un millimètre carré et calculez le nombre de cellules comme décrit dans le manuscrit textuel. Utilisez l’équation C1V1 égale à C2V2 pour déterminer le volume souhaité du milieu frais et de la suspension cellulaire nécessaire pour préparer la suspension cellulaire à une concentration finale d’une fois 10 à la cinquième cellule par millilitre.Utilisez un micropipetter multicanal pour ajouter 100 microlitres de la suspension cellulaire dans les puits d’une plaque de 96 puits selon la conception de la plaque. Utilisez une micropipette pour ajouter 530 microlitres de la suspension de la cellule à chacune des lames de la chambre selon la conception de la plaque et incuber pendant la nuit. Préparer 10 millilitres de milieu d’activation contenant de l’interféron gamma à une concentration de 250 nanogrammes par millilitre pour activer les cellules macrophages dans une boîte de 100 millimètres.Aspirer le milieu de croissance des cultures cellulaires de macrophages et rincer les cellules avec cinq millilitres du milieu d’activation dépourvu d’interféron gamma. Après avoir aspiré le milieu de rinçage dans la boîte expérimentale, ajouter 10 millilitres de milieu d’activation complété par de l’interféron gamma. Et dans la parabole témoin, ajoutez 10 millilitres de milieu d’activation sans interféron gamma, puis incubez les cellules pendant 16 à 24 heures.À la fin de l’incubation, pour préparer les co-cultures, retirez le milieu d’activation des cellules macrophages et ajoutez cinq millilitres de milieu de croissance frais. Utilisez un élévateur de cellules pour gratter doucement les cellules et recueillir les cellules dans un tube conique de 50 millilitres. Ensuite, comptez les cellules à l’aide de l’exclusion de Trypan Blue et de l’hémocytométrie, suivie de la préparation de suspensions de cellules macrophages témoins et traitées à la concentration de deux fois 10 à la cinquième cellule par millilitre, comme démontré précédemment pour les cellules souches mésenchymateuses.Aspirer doucement le milieu des puits expérimentaux contenant des cellules souches mésenchymateuses. Utilisez une micropipette multicanal pour ajouter 100 microlitres des suspensions de cellules de macrophages traitées et de contrôle dans les puits expérimentaux appropriés selon la conception de la plaque et incuber pendant la nuit comme démontré. Aspirer doucement le milieu de la lame de chambre à quatre parois contenant des cellules souches mésenchymateuses.Utilisez une micropipette pour ajouter 530 microlitres de la suspension de la cellule de macrophage aux puits appropriés selon la conception et incuber pendant la nuit. Ajouter un millilitre de milieu d’imagerie de cellules vivantes au flacon contenant un milligramme de particules de Zymosan et recueillir le mélange de particules moyennes dans un tube de culture en verre. Après avoir rincé le flacon avec un millilitre supplémentaire de solution d’imagerie, transférez le milieu d’imagerie rincé dans le tube en verre, puis ajoutez trois millilitres de solution d’imagerie supplémentaire pour obtenir 0,2 milligramme par millilitre de suspension de particules de Zymosan.Vortex la suspension Zymosan en utilisant des impulsions rapides pendant 30 à 60 secondes, puis utilisez un sonificateur à sonde pour soniquer la suspension avec 60 impulsions rapides. Après avoir aspiré le milieu, rincer les puits expérimentaux et les puits vierges de réactif avec 100 microlitres de solution d’imagerie de cellules vivantes. Ensuite, aspirez la solution d’imagerie de cellules vivantes des puits et ajoutez 100 microlitres de la suspension de Zymosan.Ouvrez le plateau du lecteur fluorescent à l’aide de l’interface du pavé tactile. Placez la plaque sans couvercle dans le plateau avec le puits A1 dans le coin supérieur gauche. Fermez le plateau à l’aide du pavé tactile et cliquez sur le bouton de lecture vert dans le menu supérieur.Pour effectuer le test de phagocytose, après avoir rincé le premier puits expérimental avec 750 microlitres du milieu imageur, ajoutez 400 microlitres de la suspension de Zymosan en laissant les puits restants dans le milieu de croissance. Ensuite, placez la diapositive sur la scène incubée du système d’imagerie. Utilisez le logiciel d’imagerie.Sélectionnez l’option Brightfield sous l’onglet Localiser, puis cliquez sur l’icône de l’oculaire. Avec l’objectif 10X en place, utilisez l’oculaire et le bouton de mise au point pour vous concentrer sur les cellules. Sélectionnez l’onglet Acquisition.Ouvrez le menu déroulant de l’expérience et sélectionnez un ensemble de longueurs d’onde comprenant un ensemble de filtres EGFP pour accueillir une excitation de 509 nanomètres et des longueurs d’onde d’émission de 533 nanomètres du colorant sensible au pH. Lorsqu’il reste environ deux minutes sur la minuterie, cliquez sur l’icône 20X dans le menu de l’objectif pour changer l’objectif en 20X, puis cliquez sur le menu des canaux, sélectionnez les filtres EGFP et, dans le menu d’exposition, réglez le temps d’exposition à 400 millisecondes pour détecter le fluorophore vert sensible au pH, puis cliquez sur en direct. Après avoir réglé la mise au point, cliquez sur arrêter pour éteindre la lumière et cochez la case à côté du réglage expérimental time-lapse supérieur.Dans le menu stratégie de mise au point, sélectionnez la mise au point automatique du logiciel et, dans le menu déroulant, sélectionnez les paramètres intelligents et principaux pour réduire le temps d’exposition à la lumière pendant l’exécution de la mise au point automatique. Dans le menu time-lapse, définissez le nombre d’acquisitions souhaité sur 30 à 60, le temps d’intervalle sur une minute, puis cliquez sur le bouton Démarrer l’expérience pour commencer l’acquisition. L’effet de l’interféron gamma sur la co-culture a été étudié.Les résultats représentatifs démontrent que la co-culture de macrophages avec des cellules souches mésenchymateuses améliore l’activité phagocytaire du macrophage. Le traitement à l’interféron gamma réduit l’activité du macrophage. Cependant, en présence de cellules souches mésenchymateuses, l’activité phagocytaire des macrophages a été partiellement sauvée.Les densités cellulaires optimales sont essentielles dans ces études. Et lorsque les cellules macrophages ont été plaquées à une densité trop faible, les changements d’intensité de fluorescence n’ont pas été détectés. Lorsque les cellules macrophages étaient plaquées à une densité élevée, l’intensité de fluorescence était élevée rapidement dans tous les groupes et les différences n’étaient pas discernées.L’une des choses les plus importantes au cours de cette procédure est de s’assurer que les densités cellulaires sont optimisées et maintenues cohérentes entre les expériences.

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Immunologie et infection

Une nouvelle méthode pour obtenir des macrophages de culture primaire de cellules de foie de rat est décrit. Cette méthode utilise la prolifération des macrophages dans la culture, suivie par la secousse de flacons de culture et de la purification par l'attachement sélectif plats en plastique. Cette technique fournit efficacement des macrophages du foie, sans équipement complexe et des compétences.

Une méthode simple et efficace pour isoler les macrophages de mixte cultures primaires de cellules hépatiques adultes

Cette vidéo présente un test pour étudier la régulation de la phagocytose des macrophages par cellules souches mésenchymateuses (CSM) dans une co-culture. Lors de la co-culture de CSM avec des macrophages, des particules zymosanes non opsonisées conjuguées à un fluorophore sensible au pH sont ajoutées pour être phagocytées par les macrophages. Avec l’augmentation de la phagocytose, l’intensité de la fluorescence augmente, ce qui permet de déterminer la régulation de l’activité phagocytaire par...

Un test pour étudier la régulation de la phagocytose des macrophages par les cellules souches mésenchymateuses

L'article décrit une adaptation facile...

Enquête de la polarisation des macrophages aide de moelle osseuse macrophages dérivés

Nous présentons des méthodes pour évaluer la capacité phagocytaire des primaires macrophages dérivés de la moelle osseuse murines utilisant des débris de la myéline fluorescent étiquetés et coloration de gouttelettes de lipides intracellulaires.

In Vitro Phagocytose des débris de la myéline par les Macrophages dérivés de la moelle osseuse

Ici nous présentons un protocole pour quantifier l'activité chimiotactique des monocytes sanguins dans les modèles de souris, pour évaluer les effets des interventions nutritionnelles, pharmacologiques et génétiques sur le monocyte sanguin et pour caractériser les macrophages dérivés des monocytes sanguins dans modèles de souris utilisant des bouchons de gel dérivés de la membrane de membrane de membrane de sous-sol monocyte-chemoattractant-1 (MCP-1).

Quantification de l'activité chimiotactique monocyte in Vivo et caractérisation des macrophages dérivés du monocyte sanguin

L'activité phagocytique de Macrophage contre des cellules cancéreuses, spécifiquement les cellules mammaires de carcinome de souris 4T1, a été imaged dans cette étude. Le modèle de coculture des cellules vivantes a été établi et observé à l'aide d'une combinaison de microscopie fluorescente et de contraste d'interférence différentielle. Cette évaluation a été imageà l'aide d'un logiciel d'imagerie pour développer une vidéo en accéléré multipoints.

Time-Lapse 2D Imaging of Phagocytic Activity in M1 Macrophage-4T1 Mouse Mammary Carcinoma Cells in Co-cultures

Ce protocole décrit la génération robuste de macrophages des cellules souches pluripotentes induites par l’homme, et les méthodes pour leur caractérisation ultérieure. L’expression de marqueur de surface de cellules, l’expression de gène, et les essais fonctionnels sont employés pour évaluer le phénotype et la fonction de ces macrophages iPSC-dérivés.

Production et caractérisation des macrophages humains à partir de cellules souches pluripotentes

Ce protocole fournit une méthode pour digérer des yeux entiers dans une suspension cellulaire simple aux fins de l’analyse cytométrique de flux multi-paramètres afin d’identifier des populations phagocytiques mononucléaires oculaires spécifiques, y compris les monocytes, les microglies, les macrophages et les cellules dendritiques.

Digestion des yeux de souris entières pour l’analyse cytométrique de flux multi-paramètres des phagocytes mononucléaires

Les maladies neurodégénératives sont associées à des fonctions microgliales dérégulées. Cet article décrit un test in vitro de phagocytose des cellules de neuroblastome par les macrophages iPSC. Les lectures de microscopie quantitative sont décrites à la fois pour l’imagerie time-lapse sur cellules vivantes et l’imagerie à haut contenu à cellules fixes.

Essai d’imagerie quantitative in vitro pour la phagocytose des cellules mortes du neuroblastome par iPSC-Macrophages

Ici, nous décrivons en détail les méthodes d’extraction des macrophages de la moelle osseuse, de la rate et du cœur infarctus, puis d’évaluation du flux métabolique dans les cellules vivantes.

Analyse du flux métabolique ex vivo dans les macrophages spléniques et cardiaques et les monocytes de la moelle osseuse

Découvrez une méthode de co-culture pour quantifier la régulation de la phagocytose des macrophages par les cellules souches mésenchymateuses. Cette technique utilise des particules fluorescentes sensibles au pH pour visualiser les interactions cellulaires.

Régulation mésenchymateuse des cellules souches de la phagocytose des macrophages; Quantification et imagerie

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