Système de perfusion pulmonaire isolé dans le modèle de lapin

Cette technique est utile dans la caractérisation de la physiologie et de la pathologie pulmonaires en mesurant les activités métaboliques et la fonction respiratoire. Le système de perfusion pulmonaire isolé permet de travailler avec un organe fonctionnel complet rendant possible l’étude d’une fonction physiologique continue tout en recréant la ventilation et la perfusion. Cette méthode pourrait fournir un aperçu de la caractérisation des capacités non respiratoires des tissus pulmonaires, telles que l’activité métabolique et les activités de divers composants tels que les macrophages alvéolaires et le tissu endothélial.

Pour commencer, assemblez l’appareil de travail en vous assurant qu’il contient la colonne principale en acier montée sur une plaque de base tenant le thorax artificiel avec le pneumotachymètre et le transducteur de poids situés au-dessus de la colonne et derrière la bobine de préchauffage avec un piège à bulles. Connectez tous les transducteurs à l’unité électronique centrale et préparez le système de ventilation en plus de l’appareil. Après avoir rasé le site chirurgical du lapin anesthésié, faites une incision de la ligne médiane ventrale de trois à cinq centimètres du sternum manubrium jusqu’au cou.

Utilisez les ciseaux opératoires pour couper les 2/3 antérieurs de la trachée entre les anneaux cartilagineux. Insérez une canule trachéale de cinq millimètres à travers la membrane fibreuse trachéale et fixez soigneusement la canule avec une suture de soie 4-0. Placez la pince ou la pince à épiler sous la trachée pour vous assurer que la canule ne se plie pas contre la trachée.

Connectez la pompe respiratoire à la canule trachéale, réglez le volume courant à 10 millilitres par kilogramme et initiez la ventilation rapidement après la trachéotomie et avant que le thorax ne soit ouvert pour maintenir une pression positive dans les poumons afin de prévenir l’effondrement pulmonaire pendant la chirurgie. Pour accéder à la cavité thoracique, utilisez un scalpel ou des ciseaux pour ouvrir la paroi du thorax et effectuez une sternotomie médiale jusqu’au tiers supérieur du thorax. Maintenez les moitiés du thorax ouvertes à l’aide de deux rétracteurs.

Localisez la veine cave supérieure et inférieure et étiquetez-les avec des fils. Avant l’exsanguination de l’animal, identifiez le ventricule droit et injectez 1 000 unités internationales par kilogramme d’héparine. Immédiatement après l’injection, ligaturez la veine cave supérieure et inférieure avec le fil pré-bouclé.

Couper à travers le manubrium sterni pour étendre la sternotomie médiale vers la canule trachéale, libérant la trachée des deux côtés du tissu de connexion. Maintenant, réséquez la trachée au-dessus de la canule trachéale et tirez doucement la canule vers le haut dans un axe crânien / caudal. Après l’exsanguination pour la récolte du bloc cardiopulmonaire, utilisez une dissection numérique directe ou des ciseaux à ressort pour séparer le tissu conjonctif et retirer les poumons du thorax.

Ensuite, disséquez le système vasculaire et l’œsophage. Soulevez les poumons isolés du thorax et placez soigneusement les poumons sur une gaze stérile sur une boîte de Pétri. Pour prévenir l’atélectasie, aérez les poumons à l’aide d’une ventilation par pression positive avec une pression expiratoire finale positive fixée à deux centimètres de colonne d’eau.

Coupez les ventricules du cœur au niveau de la rainure auriculo-ventriculaire. Après avoir ouvert les deux ventricules, introduisez la canule de l’artère pulmonaire à travers l’artère pulmonaire droite et la canule de l’oreillette gauche à travers la valve mitrale dans l’oreillette gauche. Fixez les canules avec une suture de soie 4-0, y compris les tissus environnants dans les ligatures de l’artère pulmonaire et de l’oreillette gauche pour éviter une distension structurelle.

Injecter 250 millilitres de solution isotonique saline à travers la canule artérielle pour éliminer le sang restant du lit vasculaire. Pour la configuration de perfusion, placez soigneusement les poumons isolés dans la chambre pulmonaire. Fixez la trachée au transducteur sur le couvercle de la chambre et connectez les vaisseaux cannulés au système de perfusion, puis fermez et fixez la chambre avec le verrou rotatif.

Ensuite, fixez le couvercle de la chambre et basculez sur le robinet d’arrêt pour passer de la ventilation à pression positive à la ventilation à pression négative. Perfuser les poumons avec 200 millilitres de perfusat artificiel sans sang en commençant par le débit à trois millilitres par minute et par kilogramme, puis augmentez lentement le débit sur cinq minutes à cinq millilitres par minute et par kilogramme. Et pendant les cinq minutes suivantes, laissez le débit atteindre huit millilitres par minute et par kilogramme, suivi d’un flux maximal de 10 millilitres par minute et par kilogramme pendant cinq minutes.

Ventilez les poumons avec de l’air humidifié à une fréquence de 30 battements par minute, un volume courant de 10 millilitres par kilogramme et une pression expiratoire finale de deux centimètres de colonne d’eau. Pour atteindre les conditions de la zone trois, attendez 10 à 15 minutes pour obtenir un équilibre caractérisé par un état gravimétrique ISO, en veillant à ce que la pression veineuse soit stable dans tout le registre. Assurez-vous que le poids du poumon reste constant et que les pressions artérielles et auriculaires gauches sont stables pour atteindre les conditions de la zone trois afin d’ouvrir un nombre maximal de vaisseaux pulmonaires et de maintenir le contenu du lit microvasculaire pendant l’expérience.

Pour le contrôle électronique et le traitement du signal, assurez-vous que le débit respiratoire, les changements de poids, la pression microvasculaire, le volume courant, la résistance vasculaire, entre autres, sont enregistrés sur une unité électronique centrale multiple qui intègre les signaux provenant des transducteurs et les affiche sur le système d’évaluation. La concentration de 5-HT et de monoamine oxydase impliquée dans le métabolisme pulmonaire et la perméabilité vasculaire a été évaluée. La concentration de 5-HT et de monoamine oxydase a culminé après 15 minutes de conservation, puis a diminué au cours des six heures suivantes.

Par la suite, les niveaux de perfusion ont montré une augmentation non statistiquement significative jusqu’à 24 heures. Les taux de libération de 5-HT et de monoamine oxydase ont indiqué qu’au cours de la première heure de conservation, les niveaux de 5-HT ont augmenté plus que la monoamine oxydase et ont diminué dans les six heures suivant leur recapturation par les cellules endothéliales et les plaquettes, ainsi que le catabolisme médié par la monoamine oxydase. L’activité de l’endopeptidase neutre a augmenté à neuf heures, puis a diminué et est restée stable pendant 12 à 24 heures.

L’activité enzymatique de conversion de l’angiotensine a diminué après quatre heures, puis a augmenté et est restée stable au fil du temps jusqu’à 24 heures. L’effet de la préservation pulmonaire sur la perméabilité capillaire a été évalué pendant 24 heures, indiquant que le poumon perfusé souffrait d’une augmentation progressive du coefficient de filtration capillaire. L’effet de différents additifs sur la perméabilité capillaire du système de perfusion pulmonaire isolé dans diverses conditions a été vérifié et une augmentation maximale de la perméabilité a été observée avec l’atropine.

La manœuvre la plus importante consiste à placer correctement les poumons dans une chambre pulmonaire et à connecter les vaisseaux cannulés au système de perfusion. Les implications de cette technique s’étendent aux interactions entre les substances circulatoires et les effets des substances inhalées ou perfusées comme dans les tests de dépistage de drogues et diverses pathologies pulmonaires.