Name: Un modèle murin in vivo d’anesthésie intraveineuse totale pendant une chirurgie de résection du cancer (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-08T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 40 s
Description: Découvrez un protocole d'anesthésie intraveineuse totale au propofol chez la souris pour étudier son impact sur la récidive tumorale après chirurgie du cancer. Cette méthode permet d'évaluer les effets de l'anesthésie sur les résultats oncologiques.

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Les auteurs souhaitent remercier les membres du Cancer Neural-Immune Laboratory et le Dr Cameron Nowell de l’Institut Monash des sciences pharmaceutiques de l’Université Monash, Parkville. Ce travail a été soutenu par des subventions du National Health and Medical Research Council 1147498, de la National Breast Cancer Foundation IIRS-20-025, de l’Australian and New Zealand College of Anesthetists (ANZCA), de Perpetual et CTC for Cancer Therapeutics.

Toutes les études sur les animaux ont été entreprises sous l’approbation du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université Monash. Dans cette étude, des souris Balb/c femelles âgées de 6 à 8 semaines ont été utilisées.
1. Préparer les cellules cancéreuses
<ol><li>Culture de cellules tumorales en milieu. Culture de cellules cancéreuses mammaires murines 66cl4 dans l’alpha-MEM contenant 10% de FBS et 200 mM de glutamine. Les cellules doivent envoyer un texte négatif pour les mycoplasmes. FACULTATIF : Utilisez des cellules qui sont transduites de manière stable pour exprimer la luciférase luciole pour l’imagerie par bioluminescence afin de permettre la surveillance de la récidive du cancer après une chirurgie de résection11 (voir étape 4). NOTE: La lignée cellulaire et le milieu mentionnés ci-dessus ont été utilisés dans cette étude.</li>
	<li>Cultiver des cellules à 37 °C avec 5% de CO2. Cellules de passage aseptique dans une hotte à <80% de confluence. Utilisez des cellules à faible passage dans la phase de croissance logarithmique pour des résultats in vivo optimaux.</li>
	<li>Soulever les cellules adhérentes avec 0,5 mg/mL de trypsine dans du PBS avec 10 mM d’EDTA; 2 mL pour une fiole T75. Une fois soulevé, ajoutez du milieu pour inactiver la trypsine et lavez les cellules dans du PBS.</li>
	<li>Comptez les cellules à l’aide d’un hémocytomètre. Diluer les cellules dans PBS pour injection. Pour 66cl4 cellules cancéreuses mammaires, injecter 1 x 105 cellules dans 20 μL de PBS par souris.</li>
	<li>Placez les cellules sur de la glace avant l’injection.</li>
</ol>2. Générer un modèle murin de cancer du sein
<ol><li>Utilisez de l’isoflurane à 4% pour anesthésier la souris dans une chambre à induction. Ensuite, maintenez l’anesthésie avec 2% -3% d’isoflurane à l’aide d’un cône nasal. Confirmer une anesthésie adéquate par l’absence de réponse au pincement de l’orteil.</li>
	<li>Préparez le site d’injection en essuyant la quatrième zone de fatpad mammaire gauche à l’aide d’un tampon imbibé d’alcool à usage unique.</li>
	<li>Prélever les cellules tumorales (voir étape 1.4) dans une seringue Hamilton de 25 μL fixée à une aiguille hypodermique stérile de 27 G.</li>
	<li>Injectez les cellules dans le quatrième fatpad mammaire gauche. Utilisez des pinces pour fixer et soulever la peau. Injecter à environ 1 mm du mamelon.</li>
	<li>FACULTATIF: Si les cellules sont marquées avec de la luciférase, confirmer l’injection réussie de cellules tumorales par imagerie par bioluminescence. Injecter 100 μL de 150 mg/kg de D-luciférine dans la veine latérale de la queue des souris anesthésiées à l’aide d’une seringue à insuline de 0,5 mL avec une aiguille hypodermique de 30 G.</li>
	<li>FACULTATIF: Placez la souris dans un système d’imagerie par bioluminescence avec le fatpad mammaire vers le haut. Attendez 2 minutes à partir de l’injection de luciférine pour une absorption tissulaire optimale de la luciférine, puis imagez pendant 10 s.</li>
	<li>Placez la souris dans une cage propre et laissez-la récupérer de l’anesthésie.</li>
	<li>Continuer de surveiller le bien-être des animaux conformément aux lignes directrices institutionnelles en matière d’éthique animale.</li>
</ol>3. Induire une anesthésie stable avec l’administration intraveineuse de propofol
<ol><li>Surveillez la croissance de la tumeur primaire à l’aide de la mesure de l’étrier et calculez le volume tumoral à l’aide de l’équation: Volume (mm3) = (longueur x (largeur)2 ÷ 2 ).</li>
	<li>Effectuer une chirurgie de résection tumorale sur des souris lorsque la tumeur primaire atteint le volume requis (ici, 80-90 mm3).</li>
	<li>Mettre en place une pompe à seringue automatisée avec une seringue à insuline de 30 G 1 mL contenant une formulation de propofol (2 % de Lipuro propofol) (Figure 1A).</li>
	<li>Induire l’anesthésie de la souris dans une chambre d’induction avec 3% de sévoflurane ou d’isoflurane. REMARQUE: Ici, le sévoflurane a été utilisé car c’est le volatil prédominant utilisé cliniquement.</li>
	<li>Transférez la souris dans un coussin chauffant à 37 °C pendant toute la durée de la chirurgie. Maintenir brièvement l’anesthésie avec 2% -3% de sévoflurane à l’aide d’un cône nasal.</li>
	<li>Appliquez un lubrifiant aqueux sur les yeux pour éviter le dessèchement.</li>
	<li>Injecter 0,05 mg/kg de buprénorphine par voie sous-cutanée pour l’analgésie.</li>
	<li>Pour vous préparer à la chirurgie, rasez l’abdomen et préparez la peau à la chirurgie avec une solution d’iode-povidone. Essuyez la peau à l’aide d’un alcool ou d’une lingette stérile.</li>
	<li>Pour administrer le TIVA à base de propofol, canuler la veine latérale de la queue à l’aide d’une aiguille hypodermique stérile de 30 G fixée à un cathéter stérile en polyuréthane. Confirmer le placement correct par flashback sanguin dans le cathéter (Figure 1B). Ajuster l’administration de sévoflurane au besoin pendant la canulation intraveineuse pour maintenir une profondeur d’anesthésie stable démontrée par une perte du réflexe cornéen et pédal, et une fréquence respiratoire < 100 respirations par minute.</li>
	<li>Commencer le propofol-TIVA en administrant du propofol à 2 % sous forme de bolus initial de 27 mg/kg pendant plus de 1 min. Cesser l’administration de sévoflurane.</li>
	<li>Poursuivre la perfusion de propofol à un taux d’entretien de 2,2 à 4,0 mg/kg/min pour maintenir une profondeur d’anesthésie stable pendant toute la durée de la chirurgie (Figure 1C).</li>
</ol>4. Réséquer la tumeur primaire
<ol><li>Faites une incision droite de 1 cm inférieure à la tumeur dans la région du quatrième coussinet mammaire gauche. Réséquer soigneusement la tumeur et le ganglion lymphatique inguinal gauche en utilisant un curage avec une pince contondante.</li>
	<li>FACULTATIF: Si vous utilisez des cellules tumorales marquées à la luciférase, utilisez l’imagerie par bioluminescence pour confirmer des marges chirurgicales claires. Injecter 150 mg/kg de D-luciférine dans la veine latérale de la queue, attendre 2 minutes, puis imager pendant 60 s à l’aide d’un système d’imagerie par bioluminescence. Si une tumeur résiduelle est identifiée, réséquez le tissu supplémentaire du coussinet adipeux mammaire et ré-imagez pour obtenir des marges claires.</li>
	<li>Assurez-vous de l’hémostase au site chirurgical et fermez la peau à l’aide de sutures en nylon 5-0. Assurez-vous que la fourrure ne pénètre pas dans le site chirurgical.</li>
	<li>À la fin de la chirurgie de résection, cesser l’anesthésie. Placez la souris dans une cage propre sur un coussin chauffant à 37 °C et laissez-la récupérer de l’anesthésie.</li>
	<li>Surveiller toutes les 15 minutes après l’anesthésie jusqu’à ce que la souris soit revenue à une vigilance normale. Ensuite, surveillez la souris toutes les 12 heures pendant 48 heures après la chirurgie.</li>
	<li>Administrer 0,05 mg/kg de buprénorphine par voie sous-cutanée toutes les 12 heures pendant 48 h après la chirurgie.</li>
	<li>Après 7 à 10 jours, retirez les sutures à l’aide de couteaux incurvés stériles sous une brève anesthésie au sévoflurane ou à l’isoflurane.</li>
</ol>5. Suivre la récidive du cancer grâce à l’imagerie in vivo
<ol><li>Utilisez l’imagerie par bioluminescence pour suivre la récidive du cancer après une chirurgie de résection de manière non invasive. Utilisez un système d’imagerie par bioluminescence pour surveiller les souris une fois par semaine à la recherche de signes de récidive tumorale primaire ou de récidive à distance, à partir de la semaine suivant la chirurgie.</li>
	<li>Induire une anesthésie de la souris dans une chambre d’induction avec 4% d’isoflurane. Ensuite, transférez la souris dans un coussin chauffant à 37 °C pendant toute la durée de l’anesthésie et maintenez l’anesthésie avec de l’isoflurane à 2% à 4% à l’aide d’un cône nasal.</li>
	<li>Appliquez un lubrifiant aqueux sur les yeux pour éviter le dessèchement.</li>
	<li>Injecter 150 mg/kg de D-luciférine dans la veine latérale de la queue. Attendre 2 min, puis mesurer la bioluminescence sur une exposition de 60 s pour détecter une récidive de la tumeur primaire ou des métastases à distance.</li>
	<li>Si la tumeur primaire réapparaît et devient palpable, commencez à surveiller la croissance tumorale à l’aide de mesures d’étriers.</li>
	<li>À la fin de l’expérience, tuez humainement les souris selon le protocole approuvé. Ici, le CO2 a été utilisé, suivi d’une luxation cervicale.</li>
</ol>

<ol><li>Sullivan, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+cancer+surgery%3A+delivering+safe%2C+affordable%2C+and+timely+cancer+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Oncology%22%5BJournal%5D)">Global cancer surgery: delivering safe, affordable, and timely cancer surgery.</a> Lancet Oncology. 16 (11), 1193-1224 (2015).</li>
<li>Lim, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+propofol+and+sevoflurane+on+cancer+cell%2C+natural+killer+cell%2C+and+cytotoxic+T+lymphocyte+function+in+patients+undergoing+breast+cancer+surgery%3A+an+in+vitro+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cancer%22%5BJournal%5D)">The effect of propofol and sevoflurane on cancer cell, natural killer cell, and cytotoxic T lymphocyte function in patients undergoing breast cancer surgery: an in vitro analysis.</a> BMC Cancer. 18 (1), 159(2018).</li>
<li>Pandit, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((5th+National+Audit+Project+%28NAP5%29+on+accidental+awareness+during+general+anesthesia%3A+protocol%2C+methods%2C+and+analysis+of+data%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">5th National Audit Project (NAP5) on accidental awareness during general anesthesia: protocol, methods, and analysis of data.</a> British Journal of Anaesthesia. 113 (4), 540-548 (2014).</li>
<li>Yap, A., Lopez-Olivo, M. A., Dubowitz, J., Hiller, J., Riedel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthetic+technique+and+cancer+outcomes%3A+a+meta-analysis+of+total+intravenous+versus+volatile+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">Anesthetic technique and cancer outcomes: a meta-analysis of total intravenous versus volatile anesthesia.</a> Canadian Journal of Anesthesia. 66 (5), 546-561 (2019).</li>
<li>Makito, K., Matsui, H., Fushimi, K., Yasunaga, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volatile+versus+total+intravenous+anesthesia+for+cancer+prognosis+in+patients+having+digestive+cancer+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Volatile versus total intravenous anesthesia for cancer prognosis in patients having digestive cancer surgery.</a> Anesthesiology. 133 (4), 764-773 (2020).</li>
<li>Oh, T. K., Kim, H. H., Jeon, Y. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retrospective+analysis+of+1-year+mortality+after+gastric+cancer+surgery%3A+Total+intravenous+anesthesia+versus+volatile+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Anaesthesiologica+Scandinavica%22%5BJournal%5D)">Retrospective analysis of 1-year mortality after gastric cancer surgery: Total intravenous anesthesia versus volatile anesthesia.</a> Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 63 (9), 1169-1177 (2019).</li>
<li>Lai, H. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propofol-based+total+intravenous+anesthesia+is+associated+with+better+survival+than+desflurane+anesthesia+in+hepatectomy+for+hepatocellular+carcinoma%3A+a+retrospective+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Propofol-based total intravenous anesthesia is associated with better survival than desflurane anesthesia in hepatectomy for hepatocellular carcinoma: a retrospective cohort study.</a> British Journal of Anaesthesia. 123 (2), 151-160 (2019).</li>
<li>Hong, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthetics+and+long-term+survival+after+cancer+surgery-total+intravenous+versus+volatile+anesthesia%3A+a+retrospective+study%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Anesthetics and long-term survival after cancer surgery-total intravenous versus volatile anesthesia: a retrospective study.</a> BMC Anesthesiology. 19 (1), 233(2019).</li>
<li>Flecknell, P. Special Techniques. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia.+Fourth+edition%22">Laboratory Animal Anaesthesia. Fourth edition</a>. , Elsevier. Chapter 3 (2015).</li>
<li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomedica%22%5BJournal%5D)">Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).</li>
<li>Sloan, E. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+sympathetic+nervous+system+induces+a+metastatic+switch+in+primary+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">The sympathetic nervous system induces a metastatic switch in primary breast cancer.</a> Cancer Research. 70 (18), 7042-7052 (2010).</li>
<li>Al-Hashimi, M., Scott, S. W. M., Thompson, J. P., Lambert, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Opioids+and+immune+modulation%3A+more+questions+than+answers%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Opioids and immune modulation: more questions than answers.</a> British Journal of Anaesthesia. 111 (1), 80-88 (2013).</li>
<li>DeMarco, G. J., Nunamaker, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Review+of+the+effects+of+pain+and+analgesia+on+immune+system+function+and+inflammation%3A+relevance+for+preclinical+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">A Review of the effects of pain and analgesia on immune system function and inflammation: relevance for preclinical studies.</a> Comparative Medicine. 69 (6), 520-534 (2019).</li>
<li>Hiller, J. G., Perry, N. J., Poulogiannis, G., Riedel, B., Sloan, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perioperative+events+influence+cancer+recurrence+risk+after+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Perioperative events influence cancer recurrence risk after surgery.</a> Nature Reviews Clinical Oncology. 15 (4), 205-218 (2018).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

Cette étude rend compte d’un protocole d’administration d’anesthésie intraveineuse totale (TIVA) avec du propofol dans un modèle murin de cancer du sein qui reproduit des aspects clés de la pratique clinique du TIVA chez les patientes nécessitant une chirurgie du cancer. Le protocole permet d’étudier les résultats cliniquement pertinents à court et à long terme après une chirurgie du cancer dans un modèle murin de progression du cancer, y compris la mesure des taux de cytokines et de la récidive du cancer (Figure <strong...

Plus de 60% des patients atteints de cancer reçoivent une anesthésie pour une résection chirurgicale1. Actuellement, il n’existe pas de lignes directrices cliniques spécifiques qui déterminent le choix de l’anesthésie utilisée chez les patients atteints de cancer. Les enquêtes menées auprès des anesthésiologistes indiquent une préférence pour l’anesthésie à base volatile, y compris lors d’une chirurgie du cancer 2,3. Cependant, il existe de plus en plus de preuves que l’utilisation de l’anesthésie intraveineuse totale à base de propofol (TIVA) pendant la chirurgie du cancer peut être associée à une amélioration des résultats postopératoires (survie sans progression, survie globale) par rapport à l’anesthésie volatile4. Des études cliniques ultérieures continuent de rapporter des résultats contradictoires 5,6,7,8. Ces résultats appuient la nécessité de mener des études précliniques pour mieux comprendre les effets mécanistes de différents agents anesthésiques sur les résultats liés au cancer.
Cependant, dans les études in vivo qui modélisent la chirurgie du cancer, l’anesthésie est souvent une partie accessoire de la procédure. La justification du choix de l’anesthésie n’est souvent pas au centre de la conception expérimentale, et son impact sur les paramètres liés au cancer peut ne pas être évalué. Par exemple, les études in vivo qui nécessitent le maintien de l’anesthésie pour la chirurgie du cancer utilisent le plus souvent une anesthésie volatile inhalée9. Lorsque le propofol a été utilisé dans des études in vivo , il a été administré par bolus unique avec administration intrapéritonéale, ce qui ne reproduit pas les protocoles onco-anesthésiques cliniques10. Cette approche de l’administration de propofol induit une anesthésie légère adaptée aux procédures rapides. Cependant, il ne permet pas le maintien de l’anesthésie nécessaire pour la chirurgie de résection du cancer qui peut être prolongée. De plus, la cinétique d’absorption de l’administration intrapéritonéale est distincte des méthodes cliniques d’administration.
Un modèle de TIVA à base de propofol pour la chirurgie de résection du cancer a été développé pour répondre à ce besoin. Un protocole pour le maintien soutenu de l’anesthésie avec titrage de l’agent anesthésique pour permettre la réponse au stimulus chirurgical a été développé pour reproduire les aspects clés de l’administration de l’anesthésique aux patients subissant une chirurgie du cancer. Le protocole résultant est utilisé avec un modèle murin de cancer pour fournir TIVA pendant la chirurgie de résection du cancer. L’effet sur les résultats à court et à long terme liés au cancer est évalué.

<table><tbody><tr><td>0,9 % sérum physiologique</td><td>Fresnius Kabi</td><td>AUST R 197198</td><td></td></tr><tr><td>Pince à artère</td><td>Proscitech</td><td>TS1322-140</td><td></td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Temgesic</td><td>TEMG I</td><td></td></tr><tr><td>Tapis chirurgical chauffant</td><td></td> <td>Aiguille hypodermique personnalisée</td><td></td></tr> <tr><td>(30 G, seringue à insuline de 1 ml)</td><td>Terumo</td><td>NN3013R</td><td></td></tr><tr><td>IVIS Lumina</td><td>PerkinElmer</td><td></td><td></td>126274</tr><tr><td>Luciferin</td><td>Promega</td><td>P1041/2/3</td><td></td></tr><tr><td>Cathéter en polyuréthane</td><td>Intramedic</td><td>427401</td><td></td></tr><tr><td>Povidone Iode</td><td>Bétadine</td><td>AUST R 29562</td><td></td></tr><tr><td>Propofol Lipuro, 2 %</td><td>Braun</td><td>3521490</td><td></td></tr><tr><td>Sevoflurane</td><td>Baxter</td><td>ANZ2L9117</td><td></td></tr><tr><td>Vaporisateur de Sevoflurane</td><td>Vetquip</td><td>VQ1334</td><td></td></tr><tr><td>Gaze stérile</td><td>Multigate Medical Products</td><td>11-600A</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux</td><td>Proscitech</td><td>TS1044</td><td></td></tr><tr><td>Sutures, 5-0 nylon</td><td>Dynek</td><td>V504</td><td></td></tr><tr><td>Pousse-seringue</td><td>Harvard Apparatus</td><td>70-4500</td><td></td></tr><tr><td>Seringues (1 mL)</td><td>Terumo</td><td>SS+01T</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle murin in vivo d’anesthésie intraveineuse totale pendant une chirurgie de résection du cancer

An In Vivo Mouse Model of Total Intravenous Anesthesia During Cancer Resection Surgery

L’anesthésie est une composante courante des soins contre le cancer qui est utilisée pour les procédures diagnostiques et thérapeutiques. La technique anesthésique a récemment été impliquée dans l’impact sur les résultats du cancer à long terme, peut-être par la modulation des réponses adrénergiques-inflammatoires qui ont un impact sur le comportement des cellules cancéreuses et la fonction des cellules immunitaires. De nouvelles preuves suggèrent que l’anesthésie intraveineuse totale à base de propofol (TIVA) pourrait être bénéfique pour les résultats du cancer à long terme par rapport à l’anesthésie volatile inhalée. Cependant, les résultats cliniques disponibles sont contradictoires. Les études précliniques qui identifient les mécanismes sous-jacents impliqués sont absolument nécessaires pour guider la conception d’études cliniques qui accéléreront la compréhension. La plupart des modèles précliniques d’anesthésie ont été extrapolés à partir de l’utilisation de l’anesthésie dans la recherche in vivo et ne sont pas conçus de manière optimale pour étudier l’impact de l’anesthésie elle-même en tant que critère d’évaluation principal. Cet article décrit une méthode d’administration de l’anesthésie au propofol-TIVA dans un modèle murin de résection du cancer du sein qui reproduit des aspects clés de l’administration clinique chez les patientes atteintes de cancer. Le modèle peut être utilisé pour étudier les mécanismes d’action de l’anesthésie sur les résultats du cancer dans divers types de cancer et peut être extrapolé à d’autres domaines non cancéreux de la recherche préclinique en anesthésie.

Cette méthode décrit un modèle d’anesthésie intraveineuse totale (TIVA) avec du propofol lors d’une chirurgie de résection du cancer chez la souris. Le propofol est administré dans ce modèle murin par un cathéter intraveineux à l’aide d’une pompe à seringue (Figure 1A,B) pour reproduire l’administration de TIVA dans le cadre clinique de l’anesthésie pour la chirurgie du cancer. L’utilisation de la pompe à seringue minimise l’exposition à l’anesthésie volatile en permettant u...

Cet article décrit une méthode de modélisation de l’anesthésie intraveineuse totale (TIVA) pendant la chirurgie de résection du cancer chez la souris. L’objectif est de reproduire les principales caractéristiques de l’administration de l’anesthésie aux patients atteints de cancer. La méthode permet d’étudier comment la technique anesthésique affecte la récidive du cancer après une chirurgie de résection.

Un modèle murin in vivo d’anesthésie intraveineuse totale pendant une chirurgie de résection du cancer

Anesthesia is a routine component of cancer care that is used for diagnostic and therapeutic procedures. The anesthetic technique has recently been ...

Ce nouveau protocole décrit l’anesthésie chirurgicale chez la souris utilisant l’anesthésie au propofol. La méthode permet la recherche sur l’anesthésie au propofol dans des modèles murins de la maladie. Le protocole permet l’évaluation de l’anesthésie intraveineuse totale et évite l’utilisation d’une anesthésie volatile.Le protocole peut être utilisé pour explorer l’impact de l’anesthésie au propofol sur les résultats liés à la maladie. Par exemple, ici, nous évaluons les résultats du cancer à court et à long terme après une chirurgie pour enlever la tumeur. Pour commencer, culture de 66 cellules cancéreuses mammaires CL4 Mirai qui sont transduites de manière stable pour exprimer la luciférase luciole dans un milieu MEM alpha contenant 10% FBS et 200 glutamine millimolaire.Incuber les cellules à 37 degrés Celsius mais à 5% de dioxyde de carbone. Sous-culture des cellules lorsque les cellules atteignent environ 80% de confluence. Lorsque les cellules sont dans une phase de croissance logarithmique avec deux millilitres de gouttes dans une solution d’EDTA, soulevez les cellules adhérentes et comptez les cellules à l’aide d’un hémocytomètre.Ensuite, diluez les cellules dans du PBS et

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Laminectomy et implantation de fenêtre de moelle épinière dans la souris

Nous décrivons en détail un modèle de tumeur de métastases de foie de cancer côlorectal médicalement pertinent (CRLM) et l'influence de la reperfusion d'ischémie de foie (I/R) dans la croissance de tumeur et la métastase. Ce modèle peut aider à mieux comprendre les mécanismes sous-jacents à la promotion induite par la chirurgie de la croissance métastatique du foie.

Modèle de Murine des tumeurs métastatiques de foie dans le cadre des dommages de reperfusion d'ischémie

Dans ce protocole, nous décrivons un modèle de souris de résection chirurgicale incomplète du sarcome de tissu mou pour tester (neo)thérapies adjuvantes.

Un modèle de souris de sarcome de tissus mous incomplètement réséqué pour l’essai (Neo)adjuvant thérapies

Nous présentons un protocole pour exposer le tronc cérébral de la souris adulte du côté ventral. En utilisant une lentille à indice de réfraction gradient avec un microscope miniature, l’imagerie au calcium peut être utilisée pour examiner l’activité de la somata neuronale olive inférieure in vivo.

In vivo Imagerie du calcium chez la souris Olive inférieure

Le présent protocole décrit une résection standardisée des tumeurs cérébrales chez les rongeurs grâce à une approche mini-invasive avec un système intégré de préservation des tissus. Cette technique a des implications pour refléter avec précision la norme de soins chez les rongeurs et d’autres modèles animaux.

Mise en œuvre d’une résection mini-invasive de tumeurs cérébrales chez les rongeurs pour une collecte de tissus à haute viabilité

Découvrez un protocole d'anesthésie intraveineuse totale au propofol chez la souris pour étudier son impact sur la récidive tumorale après chirurgie du cancer. Cette méthode permet d'évaluer les effets de l'anesthésie sur les résultats oncologiques.

Un modèle murin in vivo d’anesthésie intraveineuse totale pendant une chirurgie de résection du cancer

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