Name: Test rapide de résistance du bois à la biodégradation par les crustacés marins xylophages (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 6 s
Description: Découvrez une méthode rapide pour évaluer la résistance du bois à la biodégradation par le crustacé xylophage Limnoria. Ce protocole mesure la production de pellets fécaux pour quantifier les taux d'alimentation.

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Merci au Conseil norvégien de la recherche (Oslo Regional Fund, Alcofur rffofjor 269707) et à l’Université de Portsmouth (bourse de recherche doctorale de la Faculté des sciences) d’avoir financé les études de Lucy Martin. Aussi, à Gervais S. Sawyer qui a fourni le bois utilisé pour générer les résultats représentatifs. La térébenthine a été fournie par le professeur Philip Evans de l’Université de la Colombie-Britannique.

1. Préparation des bâtonnets d’essai
<ol><li>Une fois les processus de traitement terminés, coupez le bois sec en bâtonnets d’essai d’une taille de 2 mm x 4 mm x 20 mm (Figure 1). Le séchage à l’air colle à un poids constant, dans des conditions de laboratoire. Utilisez au moins 5 répliques de chaque bois testé.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig01.jpg"> Figure 1 : Bâtonnets d’essai utilisés dans les essais de laboratoire à court terme pour évaluer les taux d’alimentation des gribbles.  Bâtonnets de bois d’essai de 2 mm x 4 mm x 20 mm. De gauche à droite : ekki, térébenthine, châtaignier doux et bois de hêtre et aubier de pin sylvestre. Barre d’échelle 4 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62776/62776fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour agrandir cette figure.</a>
<ol start="2"><li>Imprégnation sous vide<ol>
<li>Après la préparation du bois (c.-à-d. la coupe et le traitement, s’il y a lieu), placez les bâtonnets sous une maille dans un contenant en plastique saluant les aliments, à l’intérieur du dessiccateur sous vide et remplacez le couvercle en veillant à ce qu’il y ait un joint étanche, facilité par un revêtement de graisse sous vide (figure 2).</li>
		<li>Fixez une vanne à trois voies entre le tuyau reliant le dessiccateur et la pompe, avec un troisième tube menant à l’air libre (Figure 2). Assurez-vous que la vanne à trois voies est fermée à l’air et faites fonctionner la pompe pour obtenir un vide compris entre -0,75 et -1,0 bar dans le dessiccateur à vide et maintenez ce vide pendant 45 minutes - 1 heure.</li>
		<li>Immergez l’extrémité ouverte du troisième tube dans un récipient d’eau de mer. Éteignez la pompe et fermez la vanne menant à la pompe, puis ouvrez lentement la vanne jusqu’à ce que l’eau de mer soit aspirée par le vide dans le dessiccateur. Laissez l’eau s’écouler jusqu’à ce qu’elle remplisse le récipient en plastique, au-dessus du niveau de la maille.</li>
		<li>Retirez ensuite le tube de l’eau de mer dans le récipient, en laissant entrer l’air, jusqu’à ce que le dessiccateur revienne à la pression atmosphérique. Gardez les bâtons immergés sous le maillage jusqu’à ce qu’ils coulent au fond du récipient en plastique.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig02.jpg"> Figure 2 : Équipement utilisé pour imprégner sous vide les bâtonnets de bois avec de l’eau de mer, en préparation de l’alimentation des gribbles lors d’un essai d’alimentation en laboratoire.  A) Dessiccateur sous vide; B) Pompe; C) Manomètre pour le dessiccateur à vide; D) La vanne à trois voies menant au dessiccateur à vide, à la pompe et à l’air libre ou à l’eau de mer (tube orange). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62776/62776fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<ol start="3"><li>Bois de lixiviation<ol>
<li>Immerger des bâtonnets d’essai saturés d’eau de mer dans de l’eau de mer contenue dans des tubes de 50 mL (figure 3). Remplacez l’eau régulièrement pendant une période de 20 jours. REMARQUE : Le processus de lixiviation s’applique à tout bois expérimental à l’essai, y compris les bois traités ou naturels.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig03.jpg"> Figure 3 : Lixiviat des bâtonnets de bois pour la préparation à l’alimentation des gribbles lors d’un essai d’alimentation en laboratoire.  Le bois qui a été complètement immergé dans l’eau de mer contenue dans un tube Falcon de 50 ml, avec un changement d’eau régulier (1-3 jours), a produit un lixiviat de couleur distincte. De gauche à droite lixiviat du bois de cœur de; châtaignier doux, térébenthine, ekki, hêtre et aubier de pin sylvestre. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62776/62776fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
2. Extraction de Gribble
<ol><li>Extraire des spécimens individuels de gribble d’un bloc de bois infesté. Utilisez une paire de pinces fines et un pinceau fin (taille 000/0,4 mm ou moins). Pelez soigneusement tout bois qui recouvre le terrier de gribble avec les pinces REMARQUE : Les terriers se trouvent à la surface du bois et peuvent être identifiés par de petits trous (figure 4).</li>
	<li>Une fois que les gribbles ont été exposés, utilisez un pinceau pour ramasser doucement les individus par en dessous et déposez-les dans une boîte de Pétri remplie d’eau de mer. Vérifiez le gribble au microscope pour identifier les espèces et vous assurer qu’aucun dommage n’a été causé lors de l’extraction. NOTE: Battre les pléopodes est un signe de vitalité.<ol>
<li>Jetez toutes les femelles qui couvent des œufs car les femelles gravides ont une capacité d’alimentation réduite.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig04.jpg"> Figure 4 : Image d’un terrier de gribble avec deux trous de ventilation typiques. L. terrier quadripunctata sur un bâton de pin Radiata, dimensionné 2 mm x 4 mm x 20 mm. Deux trous de ventilation plus petits peuvent être vus à côté de l’entrée du terrier. Barre d’échelle 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62776/62776fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>  
<ol start="3"><li>Identification de Limnoria quadripunctata
	<ol>
<li>Identifier Limnoria quadripunctata sous un stéréomicroscope par les quatre tubercules distincts, disposés en motif carré, sur les pléotelson de l’animal en plus d’une carène en forme de X sur la cinquième pléonite19 (Figure 5).</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig05.jpg"> Figure 5 : Caractéristiques d’identification de Limnoria quadripunctata.  Image de la surface dorsale Limnoria quadripunctata, prise sur un stéréomicroscope à grossissement x20. Les caractéristiques d’identification indiquées par la flèche rouge - indique la carène en forme de X et la flèche bleue - indiquent quatre tubercules sur pléotelson. Barre d’échelle 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62776/62776fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour agrandir cette figure.</a>
3. Préparer les plaques de puits
<ol><li>Dans les plaques multipuits avec des puits de diamètre 20 mm, placer un bâton d’essai et 5 mL d’eau de mer non filtrée, entre 32 et 35 PSU, par puits (figure 6).</li>
	<li>Placez systématiquement les traitements/essences de bois dans toute la plaque du puits afin que chaque type de bois soit représenté au moins une fois par plaque. Ajouter un gribble par puits. REMARQUE: La température doit être maintenue stable dans un incubateur à 20 °C ± 2 °C pour l’espèce L. quadripunctata, d’autres espèces de Limnoria peuvent être utilisées avec des ajustements de la température en fonction de l’espèce spécifique.</li>
	<li>Gardez les plaques dans des conditions d’obscurité constante car la photopériode n’a pas d’effet sur le taux d’alimentation des gribble15.</li>
</ol><img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig06.jpg"> Figure 6 : Installation expérimentale pour le test d’alimentation des gribbles.  Un exemple d’une plaque multi-puits de 12 utilisée dans les tests en laboratoire de la vitesse d’alimentation des gribbles. Chaque puits contient 5 ml d’eau de mer et un bâtonnet d’essai (20 mm x 4 mm x 2 mm) de différentes essences de bois; Aubier et ekki du pin sylvestre, hêtre, châtaignier doux et bois de cœur de térébenthine. Barre d’échelle 20 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62776/62776fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
4. Collecte et comptage des granulés fécaux et évaluation de la vitalité.
<ol><li>Deux fois par semaine, retirer le bâtonnet d’essai et chaque gribble (un par puits) de la plaque de puits et placer dans une plaque de puits fraîchement préparée (contenant 5 mL d’eau de mer par puits [32-35 PSU, 18-22 °C]).</li>
	<li>Utilisez un pinceau pour brosser doucement les granulés fécaux du bâton avant de transférer et conservez les granulés fécaux dans le puits d’origine. REMARQUE: Avant de transférer le gribble dans une assiette de puits frais, la vitalité peut être évaluée sur une échelle de 1 à 5; 1 = mort, 2 = passif, pas sur le bois, 3 = nageant activement ou battant des pléopodes, pas sur le bois, 4 = rampant à la surface du bois, 5 = enfoui dans le bois.</li>
	<li>Traitement d'images<ol>
<li>Utilisez un pinceau fin pour séparer les touffes afin que les granulés individuels soient visibles et brossez les granulés loin des bords mêmes du puits. Prenez une photo détaillée au stéréomicroscope, à l’agrandissement x4 et téléchargez-la sur un ordinateur (Figure 7). REMARQUE: Assurez-vous que les granulés sont au point et que l’arrière-plan est uniforme, sans ombres ni reflets de lumière à la surface de l’eau.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig07.jpg"> Figure 7 : Image de granulés fécaux gribble. L. granulés fécaux quadripunctata (petits granulés cylindriques bruns) provenant de l’alimentation en bois de pin Radiata dans un puits d’une plaque multipuit. Pris à un grossissement x4. Images avant manipulation pour l’analyse d’images (voir Figure 7). A) Exemple d’une image appropriée à utiliser pour le comptage automatisé dans ImageJ. Les granulés sont suffisamment étalés et éloignés des bords du puits. Le puits est centré et il n’y a pas d’obstructions ou de reflets. B) Un exemple d’image qui ne convient pas à l’analyse d’images. Le puits est excentré, coupant la moitié inférieure. Le cercle bleu (pointillé) montre la réflexion de la lumière sur la surface de l’eau. Le cercle orange (solide) montre les granulés qui sont agglutinés trop près les uns des autres et trop près du bord du puits. Le cercle rouge (en pointillés) montre une copeau de bois qui n’a pas été enlevée. Barre d’échelle 10 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62776/62776fig07large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>  
<ol start="2" style="margin-left: 40px;"><li>Processus de génération du nombre de granulés fécaux à l’aide d’ImageJ.<ol>
<li>Téléchargez ImageJ (dernière version du 21/03/08, 1.8.0_172) à partir de https://imagej.nih.gov/ij/download.html ou exécutez-le à partir du navigateur de l’ordinateur.</li>
		<li>Téléchargez une pile d’images par glisser-déposer ou en sélectionnant Fichier | Importer | Séquence d’images | Parcourir. Ne modifiez aucun paramètre, puis sélectionnez OK.</li>
		<li>Ensuite, utilisez l’outil cercle pour sélectionner la section inférieure du puits contenant les granulés fécaux. Supprimez les bords du puits, sélectionnez Modifier | Clair à l’extérieur. Rendez l’image binaire, sélectionnez Traiter | Rendre binaire.</li>
		<li>Calibrer en sélectionnant Analyser | Définissez l’échelle et choisissez le nombre de pixels par millimètre pour l’image (par exemple 10 pixels = 1 mm). Comptez les granulés, sélectionnez Analyser | Analyser les particules.</li>
		<li>Dans la zone en regard de Taille (unité2), sélectionnez un seuil inférieur identique à celui de la pastille de plus petite taille, en utilisant l’échelle de l’unité définie précédemment (par exemple, si 10 pixels = 1 mm et que la plus petite pastille est de 0,5 mm, choisissez 5-infini).</li>
		<li>Dans la zone de liste déroulante Afficher , sélectionnez Contours , puis cochez Résumer et appuyez sur OK (Figure 8). NOTE: De plus amples informations peuvent être trouvées sur https://imagej.nih.gov/ij/docs/guide/index.html</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig8.1v2.jpg">
<img alt="Figure 8.1" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig8.2v2.jpg"> Figure 8 : Organigramme du procédé utilisé dans ImageJ pour compter les granulés fécaux.  A) Importation d’une séquence d’images dans l’onglet Fichier d’ImageJ. B) Le bouton parcourir dans la boîte de dialogue 'Importer la séquence d’images' pour importer une séquence d’images à partir d’un périphérique local. C) Utilisation de l’outil cercle pour sélectionner une zone contenant des pastilles fécales D) Bouton Effacer à l’extérieur dans la zone de l’onglet d’édition pour supprimer en dehors de la zone sélectionnée. E) Créer un bouton binaire dans l’onglet Processus. F) Définir le bouton d’échelle dans l’onglet Analyser. La distance en pixels est équivalente au nombre de pixels pour une unité de mesure (mm). G) Bouton Analyser les particules dans l’onglet Analyser. Taille (unité^2) réglée sur le seuil inférieur de la taille des granulés fécaux, en pixels, à l’infini. Afficher les 'contours' et 'résumer' sont sélectionnés. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62776/62276fig8v2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<ol start="4"><li>
Analyse des données 
	<ol>
<li>Convertissez le nombre de granulés en granulés par jour, ce qui donne une mesure indirecte du taux d’alimentation. Jetez les données de tout individu en mue les jours où la mue s’est produite (figure 9). REMARQUE: La mue se produit sur 1-3 jours et peut être identifiée lorsqu’une mue complète de l’exosquelette peut être vue.</li>
	</ol>
 
</li>
</ol><img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62776/62776fig09.jpg"> Figure 9 : Exemple de mue gribble.  Gribble (L. quadripunctata) muant, sur un bâton d’essai en bois de pin Radiata de 20 mm x 4 mm x 2 mm. Les mues sont indiquées par des cercles rouges. Barre d’échelle 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62776/62776fig09large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

<ol><li>Morrell, J. J. Protection of wood-based materials. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMorrell%2C+JJ+%22Handbook+of+environmental+degradation+of+materials%2C+3rd+ed%22">Handbook of environmental degradation of materials, 3rd ed</a>. Kutz, M. , Elsevier Science and Technology Books. Oxford. 343-368 (2018).</li>
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<li>US EPA. Registration Eligibility Decision for Chromated Arsenicals. List A, Case No. 0132. US EPA - Office of prevention, pesticides and toxic substances. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://swap.stanford.edu/20110202084/http://www.epa.gov/oppsrrd1/reregistration/REDs/cca_red.pdf">https://swap.stanford.edu/20110202084/http://www.epa.gov/oppsrrd1/reregistration/REDs/cca_red.pdf</a> 800-807 (2008).</li>
<li>Arsenic timber treatments (CCA and arsenic trioxide) review scope document, Review series 03.1. ISSN number 1443. Australian pesticides and veterinary medicines authority. , Available from: 
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<li>The Hazardous Waste (England and Wales) Regulations 2005 No.894. Environmental Protection England and Wales. , Available from: 
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</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts lié à cette étude.

Avant de sélectionner des spécimens de gribble à utiliser dans l’expérience d’alimentation, les individus doivent être examinés pour évaluer leur pertinence. Il peut y avoir une certaine variation dans le taux d’alimentation entre les individus en raison des différences de taille, de sorte que seuls les spécimens adultes adultes doivent être sélectionnés. Aucune différence significative entre le taux d’alimentation des individus entre 1,5 mm et 3 mm de longueur n’a été détectée par Borges et al., 200917...

Les foreurs de bois peuvent causer des dommages importants aux structures marines en bois, telles que les défenses maritimes, les jetées et les structures aquacoles; dont le remplacement ou la restauration coûte des milliards de dollars par an dans le monde1,2,3. Afin de protéger ces structures, le bois est souvent traité pour réduire la biodégradation. Cependant, en raison de la restriction de l’utilisation des biocides à large spectre en Australie, dans l’UE, au Royaume-Uni et aux États-Unis, dans le milieu marin, de nouvelles techniques de modification et de nouvelles espèces de bois naturellement durables pour les foreurs sont recherchées4,5,6,7. Les nouvelles techniques de préservation du bois dans le milieu marin nécessitent des tests approfondis afin de respecter les normes réglementaires et de limiter les impacts environnementaux des dangers tels que la lixiviation de tout agent de conservation chimique. Par exemple, la norme européenne EN 275, qui est la norme européenne actuelle de 1992, est utilisée pour évaluer les traitements de préservation du bois contre les dommages causés par le foreur du bois marin8,9. Cette norme, ainsi que d’autres législations contre l’utilisation de composés biocides, tels que CCA4,5,6,7 et la créosote10, nécessite des méthodes durables et non toxiques de protection du bois et l’utilisation d’essences de bois naturellement durables pour remplacer les traitements biocides11,12 . Les essais en mer, tels que ceux spécifiés dans la norme EN 275, nécessitent de longues périodes d’exposition et sont donc coûteux et lents à produire des résultats significatifs. Les tests en laboratoire, cependant, offrent une alternative beaucoup plus rapide aux méthodes d’essai de préservation des produits du bois contre l’attaque de l’agrile du bois marin, permettant une évaluation rapide des ajustements aux calendriers de traitement13. Les résultats de cette expérience de laboratoire rapide sont conçus pour éclairer les nouveaux processus de modification du bois et pour identifier les essences de bois ayant une durabilité naturelle aux dommages causés par les foreurs. Un faible taux d’alimentation et une faible vitalité peuvent indiquer une résistance accrue dans les produits potentiels et cette information peut ensuite être transmise aux partenaires de l’industrie pour leur permettre d’améliorer les conceptions. Notre méthode permet une réponse agile et rapide, ce qui est souhaitable dans l’industrie, et une fois que les produits prometteurs ont été identifiés, les résultats peuvent être complétés par ceux des essais en mer.
 Limnoria est un genre de crustacés isopodes de la famille des Limnoriidae. Il existe plus de 60 espèces de Limnoria dans le monde13,14,15, avec trois espèces communes trouvées au Royaume-Uni, Limnoria lignorum, Limnoria tripunctata et Limnoria quadripunctata16. Ils creusent des tunnels à la surface du bois qui est immergé dans l’eau de mer, causant souvent des dommages économiquement importants. Les gribbles sont très abondants dans les eaux côtières du Royaume-Uni et sont faciles à entretenir dans des conditions de laboratoire, ce qui en fait des organismes idéaux pour l’étude de la biodégradation du bois par les invertébrés marins foreurs de bois. L’évaluation des taux d’alimentation et de la vitalité des gribbles sur différentes espèces de bois et les méthodes de préservation du bois peuvent déterminer l’efficacité de leur résistance à la biodégradation. Le protocole suivant établit une méthode standard pour mesurer les taux d’alimentation des gribbles, développée à partir de celle décrite par Borges et ses collègues12,17, en plus de rationaliser l’introduction de l’analyse d’images pour rendre le processus utilisable dans des laboratoires non spécialisés. L’analyse d’images est également utilisée pour réduire les limites pratiques du comptage manuel d’un grand nombre d’échantillons. La durabilité dans les essais marins à long terme, selon la norme britannique EN350-1:1994, est classée en référence à l’aubier Pinus sylvestris18. Dans les tests de laboratoire à court terme présentés ici, nous utilisons l’aubier de pin sylvestre (Pinus sylvestris L) comme témoin pour tester le bois de cœur des espèces ekki (Lophira alata Banks ex C.F Gaertn), hêtre (Fagus sylvatica L), châtaignier doux (Castanea sativa Mill) et térébenthine (Syncarpia glomulifera (Sm.) Nied). La production moyenne de granulés fécaux et la vitalité parmi huit répétitions par espèce de bois ont été utilisées comme indicateur de durabilité. Nous fournissons des données illustratives recueillies à partir d’une évaluation typique, en utilisant l’espèce gribble Limnoria quadripunctata et une gamme d’espèces de bois naturellement durables. Limnoria quadripunctata, identifiée par les clés fournies par Menzies (1951), a été sélectionnée comme l’espèce optimale pour les essais de biodégradation en raison du fait qu’elle est le membre le plus étudié de la famille et qu’elle est bien établie comme espèce modèle à utiliser dans les essais de biodégradation. Ce protocole s’applique également à l’essai de bois de différents traitements, bien que le témoin utilisé devrait être des réplications non traitées de la même espèce.

<table><tbody><tr><td>Plaques de culture cellulaire 12 puits</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>150200</td><td></td></tr><tr><td>50ml Tubes Falcon</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-432-22</td><td></td></tr><tr><td>Pipette à volume réglable</td><td>Fisher Scientific</td><td>FBE10000</td><td>1-10 ml</td></tr><tr><td>Beech</td><td>G. Sawyer (consultant en technologie du bois)</td><td>Fagus sylvatica</td><td>Autorité taxonomique : L</td></tr><tr><td>Ekki</td><td>G. Sawyer (consultant en technologie du bois)</td><td>Lophira alata</td><td>Autorité taxonomique : Banks ex C. F. Gaertn.</td></tr><tr><td>Pince</td><td>Fisher Scientific</td><td>10098140</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur</td><td>LMS LTD</td><td>INC5009</td><td></td></tr><tr><td>Capsules d’échantillons microporeux Electron</td><td>Microscopy Sciences</td><td>70187-20</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de Pétri</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875713</td><td></td></tr><tr><td>Scots Pine</td><td>G. Sawyer (consultant en technologie du bois)</td><td>Pinus sylvestris</td><td>Autorité taxonomique : L.</td></tr><tr><td>Taille 00000 pinceau</td><td>Hobby Craft</td><td>5674331001</td><td>Taille 000 ou 0000 également acceptable</td></tr><tr><td>Châtaignier</td><td>G. Sawyer (consultant en technologie du bois)</td><td>Castanea sativa</td><td>Autorité taxonomique : Mill</td></tr><tr><td>Turpenthine</td><td>P. Evans (Professeur, Dept. Wood Science, Université de la Colombie-Britannique)</td><td>Syncarpia glomulifera</td><td>Autorité taxonomique : (Sm.) Nied.</td></tr><tr><td>Dessiccateur sous vide</td><td>Fisher Scientific</td><td>15544635</td><td></td></tr></tbody></table>

test rapide de résistance du bois à la biodégradation par les crustacés marins xylophages

Rapid Testing of Resistance of Timber to Biodegradation by Marine Wood-Boring Crustaceans

Les invertébrés xylophages détruisent rapidement les bois marins et les infrastructures côtières en bois, causant des milliards de dollars de dommages dans le monde entier chaque année. Comme les traitements du bois avec des biocides à large spectre, tels que la créosote et l’arséniate de cuivre chromaté (CCA), sont maintenant limités dans l’utilisation marine par la législation, des essences de bois naturellement durables et de nouvelles méthodes de préservation du bois sont nécessaires. Ces méthodes sont soumises à des tests afin de répondre aux normes réglementaires, telles que la norme européenne pour tester les agents de préservation du bois contre les foreurs marins, EN 275. L’étude initiale des essences de bois durables ou des traitements de préservation du bois peut être réalisée rapidement et à peu de frais grâce à des tests en laboratoire, ce qui offre de nombreux avantages par rapport aux essais sur le terrain en mer qui sont généralement des efforts coûteux et à long terme. De nombreuses espèces de Limnoria (gribble) sont des crustacés marins xylophages. Les limnoria sont idéales pour les tests en laboratoire de la biodégradation du bois par les foreurs marins, en raison de la praticité de leur élevage dans des aquariums et de la facilité de mesurer leurs taux d’alimentation en bois. Nous décrivons ici un test de laboratoire normalisable pour évaluer la biodégradation du bois à l’aide de gribble.

Une expérience d’alimentation de L. quadripunctata a été réalisée sur une période de 20 jours, en utilisant cinq types de bois différents (aubier de pin sylvestre (Pinus sylvestris L) et bois de cœur de hêtre (Fagus sylvatica L), d’ekki (Lophira alata Banks ex C. F Gaertn), de châtaignier doux (Castanea sativa Mil) et de térébenthine (Syncarpia glomulifera (Sm.) Neid)) (voir table des matières), en novembre 2020. Huit bâtonnets répliqués ont...

Ce protocole présente une méthode d’évaluation du taux d’alimentation du crustacé xylophage Limnoria en mesurant la production de granulés fécaux. Cette méthode est conçue pour être utilisée dans des laboratoires non spécialisés et peut être incorporée dans des protocoles d’essai standard afin d’évaluer la durabilité accrue du bois dans des conditions marines.

Test rapide de résistance du bois à la biodégradation par les crustacés marins xylophages

Wood-boring invertebrates rapidly destroy marine timbers and wooden coastal infrastructure, causing billions of dollars of damage around the globe every ...

Le bois est un excellent matériau de construction, largement utilisé pour les structures marines, telles que les jetées, les jetées, les quais et les défenses côtières, telles que les épis. Donc vraiment excellent pour ces structures en raison de la force, de la résistance aux chocs, de la capacité des gens à façonner, réparer et modifier les structures, toutes ces choses sont bonnes. Cependant, il y a un problème majeur qui entraîne des dommages qui doivent atteindre des milliards de dollars par année en termes de dommages aux structures marines.Ces dommages sont causés soit par des vers de navires, qui creusent des tunnels à travers le mot et créent des tunnels assez grands et, comme nous le verrons dans cette présentation particulière, par un petit crustacé. Voici donc un tube avec certains d’entre eux à peu près visibles, de la taille d’une petite fourmi, mais ils se produisent en grand nombre. Ils érodent la surface du bois et, finalement, provoquent un effondrement.Qu’allons-nous faire pour résoudre ce problème? Eh bien, l’approche traditionnelle est efficace. Il utilise des biocides à large spectre, mais comme leur nom l’indique, ces biocides sont des produits chimiques qui ne font pas de distinction entre les différents types d’organismes.Ainsi, une structure marine peut émettre des produits chimiques qui endommagent l’environnement au sens large. Compte tenu de ces préoccupations, la législation a modifié ce qui est permis pour une utilisation marine en Amérique du Nord, dans les eaux européennes et dans les eaux australiennes. Il y a un changement majeur qui nécessite de l’innovation où les méthodes de protection du bois sont dirigées spécifiquement vers les frontières et ne sont pas des choses qui vont causer des problèmes dans l’environnement plus large.Nous nous efforçons donc dans cette présentation de démontrer comment nous testons les méthodes de protection du bois contre le gribble, le minuscule crustacé, et ce que nous présentons est un test de réponse rapide. Les méthodes traditionnelles de test des matériaux en bois pour une utilisation en mer nécessitent une période de test de cinq ans et les entreprises doivent être beaucoup plus agiles que ce que cela leur permet. Nous recherchons et avons donc développé une méthode rapide d’évaluation des méthodes de préservation.Cela nous permet d’interagir avec les ingénieurs qui produisent les nouvelles méthodes, leur permet de modifier et nous de tester à nouveau. Donc, ici, dans cette présentation, nous examinerons une méthode de test rapide pour évaluer les moyens de protéger les structures en bois du crustacé xylophage, le gribble. Il s’agit d’une évaluation de laboratoire de seaux pour tester la résistance du bois à la biodégradation par les foreurs du bois marins.Nous utilisons la méthode standard pour évaluer le taux d’alimentation d’un crustacé xylophage, le gribble, en mesurant sa production de granulés fécaux ainsi qu’en évaluant sa vitalité et sa mortalité. Une fois les processus de traitement terminés, coupez le bois sec en bâtonnets d’essai pour atteindre une taille de deux millimètres sur quatre millimètres sur 20 millimètres. Ajouter des bâtonnets secs à un poids constant dans des conditions de laboratoire.Au moins cinq répétitions de chaque bois testé doivent être utilisées. Préparation du post-bois. Placez les bâtons sous le maillage dans un récipient en plastique sans danger pour les aliments à l’intérieur du dessiccateur sous vide et remplacez le couvercle, en veillant à ce qu’il y ait un joint étanche facilité par un revêtement de graisse sous vide.Fixez une vanne à trois voies entre le tube reliant le dessiccateur et la pompe au troisième tube menant à l’air libre. Assurez-vous que la vanne à trois voies est fermée à l’air et faites fonctionner la pompe pour obtenir un vide compris entre 0,75 et moins une barre dans le dessiccateur à vide et maintenez ce vide pendant 45 minutes à une heure. Immergez l’extrémité ouverte du troisième tube dans un récipient d’eau de mer.Éteignez la pompe et fermez la vanne menant à la pompe et ouvrez lentement la vanne jusqu’à ce que l’eau de mer soit aspirée par le vide dans le dessiccateur. Laissez l’eau s’écouler jusqu’à ce qu’elle remplisse le récipient en plastique au-dessus du niveau de la maille. Retirez ensuite le tube de l’eau de mer dans le récipient, en laissant entrer l’air jusqu’à ce que le dessiccateur s’occupe de la pression atmosphérique.Gardez les bâtons immergés sous le maillage jusqu’à ce qu’ils coulent au fond du récipient en plastique. Immergez des bâtonnets d’essai saturés d’eau de mer dans de l’eau de mer contenue dans des tubes Falcon de 50 millimètres. Remplacez l’eau régulièrement pendant une période de 20 jours.Extraire des spécimens individuels de gribble d’un bloc de bois infesté. Utilisez une pince fine et un pinceau fin. Pelez soigneusement tout bois qui recouvre le terrier de gribble avec les pinces.Une fois que le gribble a été exposé, utilisez un pinceau pour repérer doucement les individus par en dessous et déposez-les dans une boîte de Pétri remplie d’eau de mer. Vérifiez le gribble au microscope pour identifier l’espèce et vous assurer qu’aucun dommage n’a été causé lors de l’extraction. Toutes les femelles qui couvent des œufs doivent être jetées car les femelles gravides ont une capacité d’alimentation réduite.Limnoria quadripunctata peut être identifiée au stéréomicroscope par les quatre tubercules distinctes disposées en motif carré sur les pléotelson de l’animal en plus d’un cinquième Dans les plaques de puits avec des puits de 20 millimètres de diamètre, placez un bâtonnet d’essai dans cinq millimètres d’eau de mer non filtrée entre 32 et 35 PSU par puits. Placez des traitements ou des espèces de bois au hasard dans toute la plaque de puits. Ajoutez un Gribble par puits.Deux fois par semaine, retirez le bâtonnet d’essai et chaque gribble, un par puits de la plaque et placez-le dans une plaque de puits fraîchement préparée contenant cinq millimètres d’eau de mer par puits. Utilisez un pinceau pour brosser doucement les granulés fécaux du bâton avant de transférer et conservez les palettes fécales dans le puits d’origine. Les plaques peuvent être maintenues dans des conditions d’obscurité constantes car la période photo n’a pas d’effet sur le taux d’alimentation des gribbles.Pour changer la plaque du puits et collecter les granulés fécaux, la vitalité du gribble individuel doit être évaluée. Si un gribble est mort, cela provoque une vitalité d’un. Un score de deux est donné aux gribble qui ne sont plus sur le bois et léthargiques ou se déplaçant lentement.Trois sont donnés aux gribble qui nagent activement ou se déplacent, mais pas sur le bois. Les gribbles qui rampent à la surface du bois reçoivent un score de vitalité de quatre. Enfin, la note la plus élevée de cinq est attribuée aux gribble qui ont créé des terriers dans le bois.Utilisez un pinceau fin pour séparer les touffes afin que les granulés individuels soient visibles et brossez les granulés loin des bords mêmes du puits. Prenez une photo détaillée sous un stéréomicroscope à un grossissement ponctuel et téléchargez-la sur un ordinateur. Assurez-vous que les granulés sont mis au point en arrière-plan aussi uniformes, sans ombres ni reflet de la lumière à la surface de l’eau, car cela peut interférer avec l’imagerie.Téléchargez une pile d’images par glisser-déposer ou en sélectionnant Fichier, Importer, Séquence d’images et Parcourir. Ne modifiez aucun paramètre, puis sélectionnez OK. Ensuite, utilisez l’outil cercle pour sélectionner la section inférieure d’un puits contenant les granulés fécaux. Retirez les bords du puits et sélectionnez Modifier, Effacer à l’extérieur.Rendez l’image binaire en sélectionnant Processus, Rendre binaire. Calibrez en sélectionnant Analyser, Définir l’échelle et choisissez le nombre de pixels par millimètre pour votre image. Comptez les granulés et sélectionnez Analyser, Analyser les particules dans la case à côté de l’unité de taille au carré.Sélectionnez ensuite un seuil inférieur identique à la plus petite taille d’une pastille à l’aide de l’échelle unitaire définie précédemment. Inverser la zone de liste déroulante Afficher, sélectionnez Contours, puis cochez Résumer et appuyez sur OK. Convertissez le nombre de granulés en granulés par jour, ce qui donne une mesure indirecte du taux d’alimentation. Jetez les données de tous les individus en mue les jours où la mue s’est produite.Nos résultats représentatifs portent sur les espèces hêtre, pin sylvestre, térébenthine, Ekki et châtaignier doux sur le taux d’alimentation et la vitalité des gribbles. La production quotidienne de granulés fécaux a été calculée et calculée en moyenne entre huit répétitions. Les dénombrements de personnes qui muaient ou qui étaient déjà décédées n’ont pas été inclus dans les moyennes.Les deux espèces témoins, le hêtre et le pin sylvestre, ont enregistré la production de granulés fécaux la plus élevée, tandis que les Ekkis de feuillus étaient en dessous. La plus grande vitalité de cinq, représentée en bleu foncé, n’est visible que sur le bois de hêtre et de pin sylvestre. La mortalité représentée par le noir, une vitalité d’un, était la plus élevée sur la châtaigne douce.La majorité des individus vivants restants sont restés une vitalité de quatre dans la châtaigne douce, l’Ekki et la térébenthine. Les avantages des essais en laboratoire sont que nous pouvons rapidement évaluer les bois modifiés vraiment prometteurs pour leur durabilité contre les organismes de forage du bois marin et la biodégradation dans l’océan. J’ai ici des bois qui ont été très fortement dégradés par ces organismes xylophages.Si vous imaginez, c’était un morceau de bois de taille assez décente et il a été vraiment, vraiment mangé et mâché. Nous pouvons voir à quel point ces organismes sont dommageables. En testant les bois dans notre laboratoire, c’est moins cher, plus rapide et plus efficace qu’en allant simplement à des essais dans l’océan et nous pouvons obtenir des résultats très, très rapidement.Nous pouvons commencer à voir si les organismes peuvent ou non détruire, manger et survivre sur le bois, puis nous pouvons commencer à cueillir du bois modifié vraiment, vraiment prometteur qui peut ensuite progresser vers des essais marins plus coûteux.

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Isolement et dépistage de la biodiversité du sol à la recherche de champignons impliqués dans la dégradation des matériaux récalcitrants

Nous présentons ici un protocole pour obtenir des champignons entomopathogènes à partir d’un foreur de bois forestier et une manière substitutive d’évaluer leurs activités entomopathogènes à l’aide d’un insecte modèle coléoptère. Cette méthode est efficace et pratique pour explorer les ressources fongiques entomopathogènes des insectes xylophages ravageurs dans les forêts naturelles.

Isolement, identification comportementale et évaluation de la pathogénicité des champignons entomopathogènes d’un xylophage forestier

Nous présentons ici une méthodologie optimisée pour la production de composites à base de mycélium (MBC) à partir de produits pétrochimiques et de matériaux polluants pour des applications d’isolation thermique. Pour devenir neutre en carbone et durable, les matériaux biosourcés et compostables comme le bio-composite de mycélium pourraient être la solution. Pour déterminer s’ils répondent aux normes de construction, plusieurs expériences ont été menées.

Production et test du comportement à l’humidité et des propriétés thermiques de la paille de colza et des biocomposites de mycélium de Ganoderma resinaceum

Le protocole décrit la procédure opérationnelle standard pour tester des matériaux potentiellement biodégradables, synthétiques et naturels, dans des conditions aérobies à l’aide d’un inoculum naturel d’eau de mer et d’un système automatisé de respirométrie en boucle fermée.

Essai de biodégradation aérobie de matériaux à l’aide d’un inoculum naturel d’eau de mer marine et d’un respiromètre en boucle fermée

Les déchets industriels peuvent être collectés et modifiés pour analyser la croissance microbienne. Les techniques d’extraction de la lignocellulose fournissent des composants permettant d’analyser la capacité spécifique de biodégradation. La chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse permet d’identifier les produits de fermentation des microorganismes cultivés sur les déchets de mise en pâte. Ces méthodes déterminent la capacité métabolique des micro-organismes à...

Méthodes pour faciliter la croissance microbienne dans les flux de déchets d’une usine de pâtes et papiers et caractérisation du potentiel de biodégradation des microbes d’élevage

Ce bio-essai emploie un poisson prédateur de modèle pour évaluer la présence de métabolites alimentation-dissuasion à partir d'extraits organiques des tissus d'organismes marins à des concentrations naturelles en utilisant une matrice d'aliments comparable nutritionnel.

Un poisson-alimentation Laboratoire d&#39;essais biologiques pour évaluer l&#39;activité antiprédatrices des métabolites secondaires dans les tissus d&#39;organismes marins

L’exactitude et la précision des techniques utilisées pour mesurer les émissions de méthane des ruminants sont d’une importance cruciale pour le succès des efforts d’atténuation des gaz à effet de serre. Ce manuscrit décrit les principes et le fonctionnement d’un système automatisé de surveillance des flux massiques de méthane et de dioxyde de carbone provenant de l’haleine des ruminants.

L&#39;utilisation d&#39;un système (fourrage vert) automatisé pour surveiller entérique méthane et de dioxyde de carbone Les émissions provenant de ruminants Animaux

Découvrez une méthode rapide pour évaluer la résistance du bois à la biodégradation par le crustacé xylophage Limnoria. Ce protocole mesure la production de pellets fécaux pour quantifier les taux d'alimentation.

Test rapide de résistance du bois à la biodégradation par les crustacés marins xylophages

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