Name: Fonctionnement de photobioréacteurs de laboratoire avec mesures de croissance en ligne et régimes de lumière personnalisables (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-10-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 21 s
Description: Découvrez le fonctionnement de photobioréacteurs de laboratoire pour la culture de microalgues avec mesures de croissance en ligne et régimes de lumière personnalisables. Cette méthode permet un suivi continu de la production d'oxygène comme indicateur de croissance.

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Cette étude a été soutenue par le Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie (CRSNG), la Fondation du Canada pour l’innovation (FCI), le Fonds d’excellence en recherche Canada First (CFREF), Alberta Innovates, la General Sir John Monash Foundation, le gouvernement de l’Alberta et l’Université de Calgary. Nous remercions Mark Toonen pour les travaux électriques et William Richardson pour les calculs de solubilité.

1. Construction du stand PBR
<ol><li>À l’aide d’une scie à métaux portative, coupez cinq longueurs de 380 mm et deux longueurs de 200 mm d’acier fendu incliné. Fixez-les ensemble à l’aide de boulons et de grandes entretoises d’angle pour former la base d’un support (Figure 1A). Coller sur les embouts de sécurité.</li>
	<li>Connectez deux longueurs verticales non coupées (1220 mm) d’acier fendu incliné à la base. Fixez-les à l’aide de boulons et de soufflets d’angle métalliques (Figure 1B). Coller sur les embouts de sécurité.</li>
	<li>Découpez quatre longueurs plates de 65 mm d’acier fendu. Boulonnez-les à des angles de 90° sur les supports verticaux : fixez-en deux à chaque support, un à 130 mm de la base (Figure 1C) et un à 60 mm du haut.</li>
	<li>Fixez les supports verticaux sur leur dessus avec une longueur horizontale de 140 mm d’acier plat fendu (traverse) boulonné à l’arrière du cadre (Figure 2A).</li>
</ol>2. Construction de la chambre lumineuse
<ol><li>Coupez un tuyau blanc en polychlorure de vinyle (PVC) de 153 mm de diamètre à une longueur de 1070 mm. Coupez le tuyau en deux dans le sens de la longueur avec une scie à ruban. Poncez tous les bords.</li>
	<li>Espacez uniformément et centrez quatre canaux de dissipateur de chaleur en aluminium verticalement avec l’intérieur du tuyau. Ne fixez pas de canaux à moins de 20 mm du bord coupé du tuyau. À l’aide de petits boulons, fixez les canaux en place en haut et en bas (Figure 2B).</li>
	<li>Boulonnez la moitié du tuyau au support à l’aide des supports horizontaux façonnés à l’étape 1.3.</li>
	<li>Posez le réacteur et réunissez les moitiés du tuyau en les collant ensemble. Centrez la charnière du piano le long d’une ligne de coupe. Tracez les trous de charnière et percez le tuyau en conséquence. Utilisez un pistolet à rivet et des rivets de longueur moyenne pour fixer la charnière au tuyau.</li>
	<li>Utilisez un petit cordon élastique (voir Tableau des matériaux) pour maintenir le tuyau fermé (Figure 1C).</li>
	<li>Consultez un électricien pour brancher les lumières LED et installer les quatre composants suivants : pilote LED, décodeur multiplex numérique (DMX), contrôleur d’éclairage DMX et boîtier de commutation (voir tableau des matériaux). Fixez tous les composants à l’arrière du PBR conformément à la Figure 2A.</li>
</ol>3. Construction des plates-formes de bouteilles
<ol><li>Découpez des formes de plate-forme (figure 3A) en plastique dur, par exemple en polyéthylène haute densité (PEHD) (voir tableau des matériaux), à l’aide d’un fraisage à commande numérique par ordinateur (CNC). Faites trois de chaque forme. REMARQUE: Il est recommandé de couper les couches supérieure et inférieure de rechange.</li>
	<li>Collez les couches inférieure et supérieure ensemble. Marquez et percez cinq petits trous de 6 mm de diamètre à travers les deux formes (Figure 3A). À l’aide d’un foret plus grand, élargissez soigneusement la surface de ces trous afin que les têtes de boulon puissent être encastrées (Figure 3B).</li>
	<li>Pour chacune des trois plates-formes, boulonnez deux petites entretoises d’angle à la moitié arrière du tuyau. REMARQUE: La distance entre le haut des accolades doit être de 350 mm.</li>
	<li>Centrez chaque couche inférieure sur le dessus de ses accolades. Marquez l’emplacement des trous de forage sous les accolades. Percez deux trous de 6 mm de diamètre. À l’aide d’un foret plus grand, élargissez soigneusement la surface des trous afin que les boulons puissent être encastrés.</li>
	<li>Boulonnez les couches inférieures à leurs accolades (Figure 3B–C).</li>
	<li>Couper quinze pièces de tubes rigides de 12 mm de long et de 6,35 mm de diamètre extérieur (OD). Sandwich cinq morceaux du tube rigide entre chaque couche supérieure et inférieure. Fixez les couches et les tubes avec de longs boulons étroits conformément à la figure 3B–D.</li>
	<li>Percez un grand trou dans le tuyau en PVC derrière chaque plate-forme. Insérez chaque micro agitateur magnétique dans sa plate-forme. Enfilez le câble électrique de chaque agitateur à travers ces trous nouvellement coupés (Figure 3C–E). Connectez chaque agitateur à son unité de commande respective ainsi qu’à une prise de courant.</li>
	<li>Placez une bouteille de 1 L sur chaque plate-forme. Ajouter des boulons oculaires dans le tuyau arrière au niveau du goulot de la bouteille. Enroulez un petit cordon élastique autour de chaque goulot d’étranglement pour ajouter de la stabilité (Figure 4A). REMARQUE: Tout au long du protocole, des plates-formes de codage couleur, des bouteilles, des agitateurs magnétiques et tous les câbles et capteurs associés seront utiles.</li>
</ol>4. Construction des orifices d’échantillonnage liquide (facultatif)
<ol><li>Couper trois longueurs de 60 mm de tubes rigides OD de 6,35 mm. À l’aide d’un foret de 5 mm, percez des trous à travers chaque bouchon en caoutchouc. Poussez les longueurs de tube rigides à travers le bouchon.</li>
	<li>Couper trois longueurs de 60 mm de tubes rigides OD de 3,18 mm. Connectez-les avec un réducteur droit au tube saillant sur la face inférieure de chaque bouchon.</li>
	<li>Insérez une vanne de robinet d’arrêt unidirectionnelle (p. ex., orifice 1 = Luer femelle, orifice 2 = Luer mâle) dans le tube saillant sur chaque surface de bouchon (Figure 4A).</li>
	<li>Découpez trois longueurs de 30 mm de tubes flexibles OD de 3,18 mm. Insérez des raccords Luer (par exemple, Luer mâle à la barbe du tuyau et Luer femelle à la barbe du tuyau) à chaque extrémité.</li>
	<li>Reliez les pièces fabriquées à l’étape 4.4 aux vannes du robinet d’arrêt à la surface de chaque bouchon en caoutchouc (Figure 4A). REMARQUE: De nombreuses combinaisons de robinets d’arrêt et de raccords Luer peuvent produire le même résultat. La conception doit permettre d’extraire ou d’insérer du liquide à l’aide d’une seringue.</li>
</ol>5. Connexion des capteurs de gaz volumétriques
<ol><li>Préparez les capteurs de gaz conformément aux instructions du fabricant. REMARQUE: Il s’agit principalement de remplir des capteurs de gaz avec du liquide d’emballage (Figure 4B).</li>
	<li>Pour fabriquer les conduites de gaz, coupez trois longueurs de 1000 mm de tubes flexibles de 3,18 mm OD.</li>
	<li>Percez trois trous de 4 mm de diamètre dans le tuyau arrière en PVC. Placez les trous à côté de la charnière à la hauteur du goulot d’étranglement. Filetage des conduites de gaz à travers ces trous (Figure 4A).</li>
	<li>À l’extrémité de la conduite de gaz à l’intérieur du tuyau en PVC, ajoutez un raccord Luer (par exemple, une barbe de tuyau à Luer mâle) et connectez une vanne d’arrêt unidirectionnelle (par exemple, port 1 = Luer femelle, port 2 = Luer mâle). REMARQUE: La vanne n’est requise que lorsque des orifices d’échantillonnage de liquide sont également installés.</li>
	<li>Reliez l’autre extrémité de la conduite de gaz à l’orifice d’entrée du capteur de gaz à l’aide d’un réducteur droit. Sécurisez cette connexion avec une attache zippée.</li>
	<li>Connectez tous les capteurs de gaz au module d’entrée numérique (DIM) à l’aide de câbles jack et le DIM à un ordinateur à proximité.</li>
	<li>Installez le logiciel d’acquisition de données (voir Tableau des matériaux) sur un système d’exploitation Windows et branchez le dongle de clé de licence. Ajoutez les fichiers d’étalonnage du capteur au répertoire d’étalonnage du logiciel.</li>
</ol>6. Programmation du régime lumineux
<ol><li>À l’aide de l’interrupteur marche/arrêt arrière, allumez le PBR et connectez le contrôleur d’éclairage DMX à un ordinateur via un câble micro-USB.</li>
	<li>Téléchargez Store Upgrade Tools (SUT) et le logiciel de contrôle LED (voir Tableau des matériaux). Enregistrez le contrôleur d’éclairage DMX en ligne.</li>
	<li>Ouvrez le logiciel de contrôle LED et sélectionnez Cliquez ici pour travailler avec l’interface USB-DMX : SUSHI-RB-RJ.</li>
	<li>Sous l’onglet Configuration de la zone ScanLibrary , sélectionnez le dossier Générique et Canal unique. Définissez les paramètres de ScanLibrary sur l’univers DMX 1, le nombre de luminaires sur 4 et le numéro d’index sur 1. Dans le coin supérieur droit, remplacez la liste déroulante par Affichage de liste. Enfin, cliquez sur Patch (Figure supplémentaire 1). REMARQUE: Dans l’univers DMX, une boîte teste le contrôle de chaque bande LED en faisant glisser les boutons du gradateur ou en entrant une valeur numérique dans la zone de texte.</li>
	<li>Créez une courbe standard qui relie le réglage de la lumière numérique dans le logiciel de contrôle de l’éclairage à l’intensité lumineuse ressentie au centre du tube en PVC (Figure 5). Mesurez l’intensité lumineuse interne avec une petite sonde sphérique (voir Tableau des matériaux) suspendue au centre du tuyau en PVC.</li>
	<li>Passez à l’onglet Éditeur . Pour créer un programme d’éclairage personnalisé, créez une nouvelle scène et commencez à ajouter des étapes. Reportez-vous au tableau supplémentaire 1 pour un exemple de programme diurne de 16:8 h. Réglez la scène en boucle. REMARQUE: Les étapes décomposent les scènes en blocs de temps, chacun pouvant être réglé sur une intensité lumineuse différente. Les étapes vont de 1 s à 43 min. Ici, les étapes de 30 minutes sont les plus pratiques. Plusieurs scènes peuvent être chargées sur un seul contrôleur d’éclairage DMX.</li>
	<li>Créez une scène d’assistance supplémentaire immédiatement reconnaissable, par exemple deux des quatre voyants allumés. REMARQUE: Les scènes peuvent être parcourues manuellement à l’aide du bouton sur le côté du contrôleur d’éclairage DMX. Si le programme de lumière souhaité commence pendant la nuit, il sera impossible de distinguer si le programme d’éclairage a déjà commencé. La scène d’assistance sert d’indicateur que le contrôleur d’éclairage DMX fonctionne correctement.</li>
	<li>Enregistrez les scènes et passez à l’onglet Autonome . Écrivez la mémoire du contrôleur d’éclairage DMX et déconnectez le périphérique de l’ordinateur.</li>
	<li>Connectez le contrôleur d’éclairage DMX à sa source d’alimentation à l’aide d’un micro-USB.</li>
	<li>Avant de commencer une expérience, testez le programme d’éclairage en enregistrant l’intensité lumineuse interne pendant une durée de 24 heures. Si la température du liquide est intéressante, enregistrez-la simultanément avec une sonde de température immergée (Figure 6).</li>
</ol>7. Démarrage d’une expérience
<ol><li>Stérilisez les supports, les bouteilles, les barres d’agitation, les bouchons en caoutchouc, les orifices d’échantillonnage, les bouchons à vis à ouverture filetée et les tubes. REMARQUE: Tous les composants utilisés dans cette conception sont autoclavables, à l’exception des vannes et des raccords Luer - il existe des alternatives autoclavables d’autres fabricants.</li>
	<li>Ouvrez le logiciel d’acquisition de données et remplissez la page de configuration (Figure supplémentaire 2). Attribuez des fichiers d’étalonnage à leurs capteurs respectifs.</li>
	<li>Sous Nom du fichier du répertoire, sélectionnez le dossier de numéro de port DIM correspondant. Cliquez sur Dossier actuel et répétez l’opération pour tous les ports.</li>
	<li>Cliquez sur OK pour passer à la page de journalisation.</li>
	<li>Remplir les bouteilles au volume souhaité avec le milieu de culture (tableaux supplémentaires 2,3). REMARQUE: Chacune de ces bouteilles contiendra un maximum de ~ 1,1 L avec un petit espace de tête (~ 80 mL, y compris la conduite de gaz).</li>
	<li>Centrifuger la culture mère dans trois tubes équilibrés de 50 mL pendant 15 min à 4500 x g pour obtenir trois pastilles. Ajouter une pastille à chaque bouteille – laver les granulés avec une pipette sérologique et un milieu frais. REMARQUE: La densité de culture du jour 0 est également connue sous le nom de concentration initiale de biomasse (GRV). Mesurer le GRV en gAFDW. L-1, un tube supplémentaire de 50 mL peut être centrifugé à l’étape 7.6. La pastille résultante peut ensuite être séchée et brûlée15,19. L’étape 7.6 nécessitera probablement des modifications en fonction des objectifs individuels des utilisateurs et de leurs expériences.</li>
	<li>Déposer un agitateur magnétique, 25 x 8 mm, dans chaque bouteille.</li>
	<li>Scellez chaque ouverture de bouteille à l’aide d’un bouchon en caoutchouc et d’un bouchon à vis d’ouverture fileté (Figure 4A). Si des orifices d’échantillonnage optionnels sont installés, fermez les vannes.</li>
	<li>Localisez l’extrémité de chaque conduite de gaz à l’intérieur du tuyau en PVC (intégré à l’étape 5.4) et fixez une aiguille à l’orifice Luer mâle de la vanne.</li>
	<li>Connectez chaque bouteille à son capteur de gaz en perçant chaque bouchon en caoutchouc avec l’aiguille correspondante.</li>
	<li>Lancez chaque capteur de gaz individuellement en cochant la case sur le côté gauche de l’écran, en cliquant sur Démarrer et en entrant un nom de fichier. Cliquez sur OK et répétez l’opération pour tous les capteurs (Figure supplémentaire 3). REMARQUE : Lors de la journalisation, ne quittez pas la fenêtre d’acquisition de données. Réglez les paramètres d’alimentation et de veille de l’ordinateur pour qu’ils ne jamais et reportez les mises à jour de l’ordinateur pendant toute la durée de l’expérience.</li>
	<li>Allumez le PBR et assurez-vous que le contrôleur d’éclairage DMX est branché sur une alimentation. La première scène programmée commencera automatiquement. Reportez-vous à l’étape 6.7 pour vérifier que le contrôleur d’éclairage DMX fonctionne correctement.</li>
</ol>8. Échantillonnage des bouteilles (facultatif)
<ol><li>Préparer 500 ml supplémentaires du milieu frais avant de commencer l’expérience (tableau supplémentaire 2). REMARQUE : Si un programme d’éclairage de 24 h avec un cycle diurne de 16 h 8 h commençait à 9 h, les temps d’échantillonnage avant le crépuscule et l’aube tomberaient à 8 h et à 16 h (tableau supplémentaire 1). Ici, l’aube et le crépuscule se réfèrent à des étapes de 30 minutes qui font passer les lumières de ON à OFF et vice versa.</li>
	<li>Fermez la vanne sur la conduite de gaz.</li>
	<li>Connectez une seringue (10 mL) à la vanne de l’orifice d’échantillonnage (Figure 4A).</li>
	<li>Ouvrez la vanne de l’orifice d’échantillonnage et retirez 8 mL de culture. REMARQUE: Entre 5 et 10 mL est recommandé. L’élimination du liquide génère un vide dans l’espace de tête, ce qui rend les volumes >10 mL difficiles à extraire.</li>
	<li>Fermez la vanne de l’orifice d’échantillonnage et débranchez la seringue.</li>
	<li>Raccorder une seringue contenant 8 mL de milieu frais (à partir de l’étape 8.1) à la vanne de l’orifice d’échantillonnage.</li>
	<li>Ouvrez la vanne de l’orifice d’échantillonnage et injectez du milieu frais. REMARQUE : Le remplacement du volume de culture échantillonnée par un milieu frais permet de maintenir un volume et une pression égaux dans l’espace de tête et de rincer la ligne du port d’échantillonnage.</li>
	<li>Fermez la vanne de l’orifice d’échantillonnage avant de déconnecter la seringue.</li>
	<li>Répétez les étapes 8.2 à 8.8 à chaque moment d’échantillonnage.</li>
</ol>9. Mettre fin à une expérience
<ol><li>Cochez toutes les cases à cocher du port actif dans la fenêtre d’acquisition de données et cliquez sur Arrêter.</li>
	<li>Pour exporter des données, sélectionnez Fichier et Données hors connexion. Sélectionnez tous les fichiers journaux pertinents. Exportez les données vers un tableur et enregistrez-les.</li>
	<li>Pour chaque bouteille, convertissez le volume total d’oxygène mesuré en mL en moles en utilisant la loi du gaz idéal. Prédire le poids de la biomasse cultivée (gAFDW) si 1,05 moled’O2 est générée pour chaque mole de biomasse produite. Prenez le poids molaire de la biomasse comme 24,6 g mol-1.</li>
	<li>Organisez manuellement les données de débit. Utilisez des unités de mL/h et une moyenne mobile à 3 points.</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dans ce protocole, se concentrer sur les étapes suivantes augmente la probabilité de générer des données reproductibles et de haute qualité. Lors de la construction du support du réacteur (étape 1), la base doit être robuste avec des supports verticaux bien alignés. L’acier fendu a des arêtes vives, de sorte que l’ajout de bouchons de sécurité est essentiel. Les surfaces de la plate-forme de la bouteille doivent être complètement plates, l’agitateur magnétique et les têtes de boulon doivent tous deux se trouver sous la surface de la couche supérieure (étapes 3.2 à 3.6). Selon les instructions du fabricant, le liquide d’emballage du capteur de gaz doit être rempli sur la « vis de traçage du niveau de liquide » pour des mesures précises de l’oxygène. Ce niveau de liquide doit être vérifié régulièrement car l’évaporation du liquide d’emballage peut court-circuiter la cellule de mesure. Les trois conduites de gaz fabriquées à l’étape 5.2 doivent avoir la même longueur; cela signifie que les répliques ont des volumes d’espace de tête identiques. Avant de commencer une expérience, il est conseillé de tester le régime lumineux programmé en enregistrant l’intensité lumineuse sur une période de 24 heures (étape 6.11). Si l’augmentation de la température du liquide est préoccupante, cet essai devrait également inclure une bouteille scellée avec une sonde de température interne (étape 6.11). Lors de la journalisation, ne quittez pas la fenêtre du logiciel d’acquisition de données; cela mettra fin à la journalisation. Si vous prélevez des échantillons de culture, veillez à ne pas libérer de gaz d’espace de tête en ouvrant les vannes dans le mauvais ordre (étapes 8.2 à 8.8). Lors de l’examen des données expérimentales, sachez que le logiciel d’acquisition de données génère automatiquement une moyenne mobile du débit. Cela gonfle la valeur d’une ou deux lectures de débit générées pendant la nuit. Organisez manuellement les journaux des capteurs de gaz pour y remédier.
Le recul le plus courant avec cette méthode est la possibilité de court-circuiter le capteur de gaz si le niveau d’emballage du liquide diminue. Cela peut se produire de deux façons. Tout d’abord, l’évaporation peut réduire lentement le niveau de liquide. Cependant, cela est peu probable sur une expérience à court terme (<7 jours)29. Deuxièmement, des taux de respiration élevés peuvent attirer l’oxygène dans la solution et générer un espace de tête sous pression. Lorsque l’énergie lumineuse n’est pas disponible, les microalgues utilisent la respiration aérobie pour fournir l’énergie nécessaire à l’entretien et à la réparationcellulaires 28. Par conséquent, dans les cultures denses pendant les heures non éclairées, la consommation d’oxygène et la sous-pression qui en résulte peuvent être importantes. Cela aspire le liquide d’emballage des capteurs de gaz dans la conduite de gaz. La distance parcourue par le liquide d’emballage est proportionnelle à la quantité de respiration nocturne. Si le liquide d’emballage pénètre dans les bouteilles, cela génère une nappe d’huile sur la surface du liquide.
Si des taux de respiration nocturne élevés sont attendus, des modifications peuvent être apportées au protocole. Le moyen le plus simple d’éviter la sous-pression est de laisser les espaces de tête de bouteille ouverts pendant la nuit. Cela a également l’avantage d’atténuer les niveaux d’OD en diminuant la pression partielle de l’espace de tête de O2. On pense que des concentrations élevées d’OD nuisent à la croissance, car l’O2 peut entraver l’activité de Rubisco et déclencher un stress oxydatif30,31. Il n’est pas rare que les suspensions de culture atteignent 4x la sursaturation même en contact avec l’atmosphère25,32. Pour ouvrir l’espace de tête, débranchez la conduite de gaz de l’aiguille enjambant le bouchon en caoutchouc. Les heures nocturnes peuvent servir de fenêtre pour recharger le liquide d’emballage du capteur de gaz ou manipuler des expériences continues ayant peu d’impact sur la collecte de données. Par exemple, on peut modifier la densité de culture, rafraîchir les nutriments, ajouter un amendement ou introduire un agent pathogène. Les bouteilles doivent être refermées et la ligne du capteur de gaz reconnectée avant que les lumières ne se rallument. Les mesures d’oxygène recueillies à partir d’expériences avec des espaces de tête fermés ou ouverts seront différentes.
Lorsque les bouteilles restent scellées, la consommation nocturne d’oxygène réduit le nombre de moles d’O2 dans l’espace de tête. Cela provoque le glissement du liquide d’emballage vers le haut de la conduite du capteur de gaz pour maintenir la pression de l’espace de tête. Lorsque les lumières s’allument, la production d’oxygène reprend. Le liquide d’emballage doit être repoussé dans le capteur de gaz avant que les lectures de débit ne commencent. Ce décalage est donc proportionnel au degré de respiration nocturne. De cette façon, lorsque l’espace de tête reste fermé, les lectures d’O2 représentent la production nette d’O2 (production photosynthétique - consommation respiratoire). Inversement, lorsque l’espace de tête est ouvert la nuit, le gaz atmosphérique remplace l’espace de têteO2 consommé, et aucun liquide d’emballage ne pénètre dans la conduite de gaz. Le résultat est que la consommation d’O2 respiratoire n’est pas prise en compte dans les données de production d’O2. Cela peut réduire la précision des estimations de la croissance de la biomasse de l’AFDW. Cependant, cela ne devrait pas avoir d’incidence sur l’utilité d’utiliser la production diurne d’O2 comme mesure pour comparer la croissance entre les traitements.
Tous les PBR de laboratoire sont affectés par la même limitation; les lumières artificielles ne peuvent pas reproduire le spectre solaire. Les microalgues utilisent des longueurs d’onde de lumière comprises entre 400 et 700 nm pour la photosynthèse. Cette région est appelée rayonnement photosynthétiquement actif (PAR)33. La lumière du soleil et la lumière artificielle varient dans leur contribution relative des longueurs d’onde dans cette gamme. Ceci, associé à des températures favorables et à un apport constant en lumière, signifie que les données de croissance en laboratoire ne peuvent souvent pas être extrapolées de manière fiable aux conditions extérieures. Ces PBR peuvent toutefois répondre à l’une des limites de l’alimentation en lumière PBR de laboratoire. L’intensité de la lumière du soleil est très variable tout au long de la journée, la couverture nuageuse générant des fluctuations transitoires du PAR incident. Le logiciel de contrôle de l’éclairage et le contrôleur d’éclairage DMX peuvent fournir des intensités lumineuses de 0 à 2400photons μmol m-2 s-1 et au-delà . Les régimes de lumière peuvent être décomposés en incréments individuels aussi courts que 1 s. L’intensité lumineuse réglable permet à l’utilisateur d’imiter les modèles de lumière extérieure plus étroitement que les configurations PBR standard. Ici, les intervalles simulés de 30 minutes à l’aube et au crépuscule estompent les cycles du jour et de la nuit ensemble (tableau supplémentaire 1).
Bien que la densité AFDW soit devenue la mesure standard de la croissance, cette méthode peut nécessiter des volumes de culture importants, une période de traitement de 2 à 3 jours et génère un point de données à la fois. De plus, si les conditions deviennent défavorables et que les cellules meurent, la densité AFDW ne fait pas de distinction entre les cellules photosynthétisantes actives et celles qui se décomposent. La quantification du taux de production d’oxygène photosynthétique sert de substitut de croissance alternatif. Cette conception PBR peut enregistrer la production d’oxygène en continu avec peu d’intervention de l’utilisateur tout en conservant le volume de culture. La résolution des données pourrait être améliorée en sélectionnant un capteur de gaz avec un volume de cellule de mesure inférieur, par exemple 1 mL. De plus, si les cultures sont bien mélangées, les utilisateurs peuvent décider d’installer un spectrophotomètre pour des lectures continues de densité optique. Si le contrôle de la température du milieu est souhaité, un refroidisseur à recirculation pourrait être ajouté. Ces PBR sont un ajout précieux à un laboratoire qui cherche à étendre sa capacité de recherche sur les microalgues sans investissement financier lourd. Ils sont particulièrement adaptés à ceux qui travaillent avec une alcalinité élevée, des espèces à pH élevé comme la spiruline. Ces PBR offrent une flexibilité de régime léger et sont valables pour des comparaisons rapides et répliquées de croissance en laboratoire.

Les microalgues et les cyanobactéries, collectivement appelées microalgues pour plus de simplicité, sont défendues pour leur potentiel dans la biotechnologie durable. Ils sont des candidats attrayants en raison de leur croissance rapide, de leur capacité à être cultivés sur des terres non arables et de leur utilisation de la lumière du soleil pour stimuler la conversion du dioxyde de carbone en biomasse 1,2,3. La biomasse de microalgues peut être convertie en produits tels que la bioénergie sous forme de pétrole ou de gaz, de colorants alimentaires et de suppléments nutritionnels, et en matériaux tels que les biopolymères 1,4,5,6,7. De plus, ils peuvent être utilisés pour traiter les eaux usées ou assainir les plans d’eau en consommant l’excès de nutriments 8,9. Compte tenu de cela, la recherche sur les microalgues est répandue et établie. Le domaine se développe à mesure que la société reconsidère l’intensité en carbone et la durabilité environnementale des approches actuelles de fabrication et de production d’énergie.
Trois exigences fondamentales des études de microalgues en laboratoire sont un récipient de culture, une source de lumière et une méthode pour quantifier la croissance. Le terme photobioréacteur (PBR) décrit une configuration dans laquelle les récipients de culture sont éclairés10. Généralement, les études sur les microalgues visent à comparer la croissance entre deux traitements ou plus, par exemple différents milieux de croissance, régimes de lumière ou espèces 11,12,13. Pour des raisons statistiques, chaque condition, par exemple le traitement et le contrôle, doit être reproduite. Si le contrôle et le traitement sont exécutés simultanément, cela signifie que de nombreux PBR doivent être surveillés et échantillonnés pendant toute la durée d’une expérience. Le défi lié à l’utilisation de plusieurs PBR est double. Tout d’abord, fournir une intensité lumineuse uniforme à chaque PBR est essentiel pour la reproductibilité, mais peut être difficile. La quantité de lumière incidente à la surface du navire est influencée par sa distance par rapport à la source lumineuse, l’ombrage des navires adjacents et les fluctuations de la lumière de fond14. Deuxièmement, il faut choisir une méthode pour quantifier avec précision la croissance.
La croissance est généralement mesurée par le nombre de cellules, la densité optique (OD), la teneur en chlorophylle A, la densité du poids sec (DW) et la densité du poids sec sans cendres (AFDW)15. Le nombre de cellules, la teneur en chlorophylle A et les méthodes gravimétriques sont des processus manuels qui produisent des points de données discrets. La DO peut être mesurée en continu et de manière non invasive avec un spectrophotomètre, à condition qu’elle soit bien calibrée par rapport à une autre méthode telle que la densité AFDW15. Cependant, les mesures de LA OD et la teneur en chlorophylle A peuvent ne pas être fiables, car les résultats varient selon les conditions de culture, par exemple entre les espèces et tout au long du cyclede croissance 15,16. Pour la chlorophylle A, la méthode d’extraction peut également avoir un impact sur le rendement enpigments 17. La teneur en chlorophylle A est particulièrement utile pour suivre la croissance des microalgues au sein des communautés microbiennes qui contiennent également des organismes non photosynthétiques17,18. Lors du choix d’une méthode pour déterminer la croissance, il est essentiel de prendre en compte la morphologie de la suspension. Lorsque les organismes s’agglutinent et ne sont pas bien mélangés, le NOMBRE de DO et de cellules n’est pas possible15. Une seule méthode n’est pas adaptée à toutes les applications expérimentales – les chercheurs doivent décider quelles méthodes sont pratiques et pertinentes pour leurs objectifs expérimentaux.
L’AFDW est une méthode fiable qui permet de comparer la croissance entre diverses conditions de culture, notamment entre les espèces et les milieux de culture 15,19,20. Pour calculer l’AFDW, un échantillon de culture de microalgues est d’abord concentré, soit par filtration, soit par centrifugation, puis séché. À ce stade, le DW peut être déterminé. Habituellement, l’échantillon de DW contient au moins 8 à 10% de cendres et de matières inorganiques telles que des sels et des particules15. DW suit les tendances de croissance, mais peut être faussé si la contribution des inorganiques varie. Pour déterminer la densité AFDW, la biomasse sèche est brûlée à haute température; cela vaporise la partie organique ou utile tout en laissant des cendres (inorganiques) derrière19. Pour calculer l’AFDW, le poids de la fraction de cendres est soustrait de celui de la fraction DW. En règle générale, dans les suspensions de microalgues, l’AFDW varie de 0,1 à 3 g/L 12,21,22. De petits volumes de suspensions diluées produisent peu de biomasse sèche, <10 mg. Après combustion, les cendres ne peuvent peser que 1 mg. Par conséquent, selon la densité de culture, cette méthode nécessite des volumes compris entre 5 et 100 mL et des échelles analytiques précises à 0,1 mg 12,15,19,22. Les PBR de laboratoire sont généralement petits, quelques litres au maximum, donc chaque échantillon liquide épuise le volume de culture. De plus, la méthode AFDW est manuelle et prend 2 à 3 jours. Pour les expériences répliquées et répétitives, un processus automatisé et continu est préférable.
Pour les microalgues qui utilisent le bicarbonate comme source de carbone, deux mesures de croissance supplémentaires peuvent être mesurées en continu. La photosynthèse consomme du bicarbonate et produit de l’oxygène. La consommation de bicarbonate fait augmenter le pH moyende 23. Une sonde de pH immergée peut mesurer ce changement. La production d’oxygène photosynthétique augmente la concentration d’oxygène dissous (OD) du milieu jusqu’à ce que le milieu soit saturé. Au-delà de la saturation, l’oxygène existe sous forme de bulles. La production d’oxygène est mesurée par de nombreuses techniques différentes: les sondes mesurent la concentration en OD, les dispositifs manométriques évaluent la pression de l’espace de tête, la chromatographie en phase gazeuse mesure la composition de l’espace de tête et les capteurs volumétriques enregistrent le débit de gaz 24,25,26,27. Lorsque l’oxygène est utilisé comme indicateur de croissance, les récipients de culture doivent être entièrement scellés ou ne permettre que l’écoulement de gaz. Pour les mesures de pH et d’oxygène, le carbone doit être fourni sous forme de bicarbonate, et non par épandage de CO2. Le dosage du CO2 diminue le pH du milieude 23 et, en tant que gaz, peut perturber les mesures d’oxygène. L’un des avantages du pH et de l’oxygène par rapport à la densité optique est que la méthode n’est pas compromise si les microalgues forment des amas. Bien qu’indirects, le pH et l’oxygène sont efficaces pour comparer la croissance entre les traitements.
Les PBR utilisés aujourd’hui sont plus complexes. Les laboratoires peuvent utiliser de simples flacons de paillasse, des prototypes personnalisés ou des produits disponibles dans le commerce. Pour les groupes de recherche qui cherchent à mettre à niveau à partir de flacons, le coût des PBR commerciaux ou les compétences techniques et la fabrication de pièces nécessaires à la construction de nombreux prototypes peuvent constituer un obstacle. Ce manuscrit vise à décrire la conception, la construction et l’exploitation étape par étape des PBR de laboratoire qui comblent cette lacune. Ces PBR ont un régime lumineux personnalisable et surveillent la croissance en continu en enregistrant la production volumétrique d’oxygène. Cette conception abrite trois récipients de culture pour une réplication en trois exemplaires et peut être construite avec une habileté modérée et des matériaux facilement accessibles. Ce PBR est un ajout précieux à un laboratoire qui cherche à étendre sa capacité de recherche sur les microalgues sans investir dans des produits très techniques ou coûteux. Lorsqu’ils choisissent d’acquérir ou de construire un PBR, les chercheurs doivent tenir compte de l’adéquation d’une conception à leurs conditions de culture, à leur situation financière et à leurs questions de recherche.

<table><tbody><tr><td>Profilés en aluminium Imperial : 0,90 » x 39,37 » Metric : 2,3 cm x 100 cm Quantité : 4</td><td>LED World</td><td>AC-AR1-1M</td><td>Requis comme dissipateur thermique</td></tr><tr><td>Cordons élastiques, small Quantité : 5</td><td>-</td><td>-</td><td>Pour sécuriser les bouteilles</td></tr><tr><td>Ordinateur - desktop/laptop Quantity : 1</td><td>-</td><td>-</td><td>-Enregistreur</td></tr> de <tr><td>données, HOBO U30 Station météo USB Quantité : 1</td><td>HOBO, Hoskin</td><td>U30-NRC-VIA-10-S100-000</td><td>Enregistre les informations du capteur de lumière</td></tr><tr><td>Module d’interface numérique, Rigamo, 4 canaux Quantité : 1</td><td>Ritter</td><td>N/A</td><td>Il s’agit de transmettre les données du capteur de gaz à l’ordinateur</td></tr><tr><td>Décodeur DMX, 12~24 VDC, DMX-CV-4X5A Quantité : 1</td><td>LITECH, LED World</td><td>LT-840-6A</td><td>Transmettre des messages qui modifient le modèle lumineux</td></tr><tr><td>Contrôleur d’éclairage DMX, SUSHI-RB-RJ Quantity : 1</td><td>Arcolis, Nicolaudie America Inc.</td><td>SUSHI-RB-RJ DMX</td><td>Encode le programme d’éclairage</td></tr><tr><td>Capteur de gaz liquide d’emballage (Silox) Quantité : 1 L</td><td>Ritter</td><td>https://www.ritter.de/en/data-sheets/silox</td><td></td></tr><tr><td>Capteur de gaz, volumétrique Quantité : 3</td><td>Ritter</td><td>MGC-1 V3.4 PMMA (https://www.ritter.de/downloads/mgc-milligascounter-en)</td><td>Mesure la production d’oxygène</td></tr><tr><td>Bouteilles en verre, rondes 1 L avec col GL45 Quantité : 3</td><td>Corning, Capitol Scientific</td><td>1395-1L</td><td>Récipients de culture</td></tr><tr><td>Quincaillerie - embouts pour acier fendu Quantité : 10</td><td>Paulin, Home Depot</td><td>142-612</td><td>Pour couvrir les arêtes vives de l’acier fendu</td></tr><tr><td>Quincaillerie - crochets à œil Quantité : 6</td><td>-</td><td>-</td><td>Pour sécuriser les bouteilles</td></tr><tr><td>Quincaillerie - entretoises d’angle en métal (grande) Imperial : 4 » x 4" Metric : 10 cm x 10 cm Quantity : 8</td><td>-</td><td>-</td><td>Supports plus grands pour construire un support</td></tr> <tr><td>en métalQuincaillerie - entretoises d’angle en métal (petite) Imperial : 2 1/2 » x 2 1/2" Metric : 6,4 cm x 6,4 cm Quantity : 6</td>-<td>-</td><td>Petits supports pour connecter les plates-formes de bouteilles au tuyau en PVC</td><td></td></tr> <tr><td>Quincaillerie - goussets d’angle en métal Imperial : 3 » x 3" Metric : 7.6 cm x 7.6 cm Quantity : 6</td><td>Paulin, Home Depot</td><td>142-616</td><td>Supports plats pour construire un support en métal</td></tr><tr><td>Quincaillerie - charnière piano Imperial : 36" Metric : 91 cm Quantité : 1</td><td>-</td><td>-</td><td>Relie deux moitiés de tuyau en PVC</td></tr><tr><td>Quincaillerie - rivets Quantité : 40</td><td>-</td><td>-</td><td>Pour fixer la charnière de piano au tube en PVC</td></tr><tr><td>Quincaillerie - jeu de boulons, écrous, rondelles Quantité : 60</td>-<td>-</td>De longs boulons fins sont nécessaires pour fixer les <td>plates-formes</td> <td>de bouteilles autour des touillettes magnétiques</td></tr><tr><td>Quincaillerie - jeu de boulons, écrous, rondelles Quantité : 30</td><td>-</td><td>-</td><td>Des boulons plus grands et plus courts sont nécessaires pour construire le support métallique</td></tr><tr><td>, pilote DEL 96W 24VDC homologué UL IP65 Alimentation régulée de classe 2 Quantité : 1</td><td>Magnitude Éclairage, LED World</td><td>CVN96L24DC</td><td>Régule l’alimentation des lumières</td></tr><tr><td>Lumières LED, Cinco Bright LED Flex Strip Quantité : Rouleau de 4 m</td><td>EvenBright, LED World</td><td>FA128M57-4M-24V-X</td><td>Le rouleau est coupé en longueurs de 4 x 1 m et fixé à l’intérieur du tube en PVC</td></tr><tr><td>Luxmètremètre, tenu à la main avec sonde sphérique submersible Quantité : 1</td><td>LI-COR</td><td>LA-250A</td><td>Calibrer l’intensité lumineuse des réacteurs</td></tr><tr><td>Capteurs de lumière Capteur de lumière Lumière photosynthétique (PAR) Smart Sensor Quantity : 2</td><td>HOBO, Hoskin</td><td>S-LIA-M003</td> Un <td>seul est nécessaire, mais deux seraient une bonne pratique en cas de dysfonctionnement</td></tr><tr><td>Agitateurs magnétiques (MIXdrive 1 XS) avec unités de commande externes et alimentation (MIXcontrol eco) Quantity : 3</td><td>2Mag, 2MAG USA</td><td>MF 40300</td> Les <td>touillettes sont prises en sandwich dans des plates-formes de bouteilles</td></tr><tr><td>Plaque métallique Imperial : 24 » x 8" Metric : 61 cm x 20.3 cm Quantité : 1</td><td>-</td><td>-</td><td>Il s’agit d’une surface sur laquelle fixer l’électronique, il est fixé à l’arrière du</td></tr><tr><td>réacteur Tuyau Imperial : 6 » de diamètre x 42 » high Metric : 15.2 cm x 106.7 cm Quantité : 1</td><td>-</td><td>-</td><td>Cut dans le sens de la longueur en deux, utilisé pour loger des lampes et des bouteilles</td></tr><tr><td>Feuilles de plastique (PEHD Imperial : 4 » x 4 » x 1/4" Metric : 10 cm x 10 cm x 1 cm Quantité : 6</td><td>Inventables</td><td>30291-01</td><td>Pour les plates-formes de bouteilles qui abritent des touillettes</td></tr><tr><td>magnétiques Bouchons en caoutchouc - GL45 taille Quantité : 3</td><td>Duran, VWR</td><td>76289-760</td><td>Joints pour récipients de culture</td></tr><tr><td>Bouchons à vis - avec ouverture et col GL45 Quantité : 3</td><td>Corning, Capitol Scientific</td><td>1395-45HTSC</td><td>Génère le joint des récipients de culture</td></tr><tr><td>Longueurs d’acier à angle fendu Imperial : 1-1/2 » X 48 » x 0.074" Metric : 3,8 cm x 122 cm x 0,19 cm Quantité : 6</td><td>Paulin, Home Depot</td><td>142-202</td><td>Constitue le corps du support en</td></tr><tr><td>métal Longueurs en acier plat fendu Imperial : 1-3/8 » x 48 » x 0,074" Metric : 3,5 cm x 122 cm x 0,19 cm Quantité : 3</td><td>Paulin, Home Depot</td><td>142-222</td><td>Constitue le corps du support métallique</td></tr><tr><td>Logiciel - Easy Stand Alone (ESA)</td><td></td><td>https://www.dmxsoft.com/#apps</td><td>AKA Logiciel de contrôle LED</td></tr><tr><td>Logiciel - Rigamo v3.1</td><td></td><td></td><td>AKA Logiciel d’acquisition de données</td></tr><tr><td>Logiciel - Outils de mise à niveau du stockage (SUT)</td><td></td><td>https://store.dmxsoft.com//</td><td></td></tr> <tr><td>Barre d’agitation Imperial : 1 » x 5/16" Metric : 2.5 cm x 0.8 cm Quantity : 3</td><td>Fisherbrand</td><td>14-513-59</td><td>Stir culture</td></tr><tr><td>Switch box Quantity : 1</td><td>-</td><td>-</td><td>Allume / éteint l’alimentation du réacteur</td></tr><tr><td>Seringue, 10 mL Quantity : Multiple</td><td>-</td><td>-</td><td>Facultatif si vous souhaitez extraire la culture</td></tr><tr><td>Raccords d’adaptateur de tube, plastique - Robinet d’arrêt 1 voie Quantité : 6</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-12023-33</td><td>Fermer / ouvrir la ligne</td></tr> <tr><td>de récipients de cultureRaccords d’adaptation de tube, plastique - variété de raccords Luer Lock mâles et femelles Imperial : pour s’adapter aux tubes de 1/16 » et 1/8 » de diamètre intérieur Metric : pour s’adapter aux tubes de 1,59 mm et 3,18 mm Quantity : Paquets multiples</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-30800-16 ; RK-30800-18 ; RK-45518-26 ; RK-45501-00 ; RK-45501-04</td><td>De nombreuses combinaisons différentes peuvent obtenir le même résultat final, il est préférable de commander une variété de raccords Raccords d’adaptateur</td></tr><tr><td>de tube, plastique - variété de connecteurs droits Imperial : pour s’adapter aux tubes de 1/16 » et 1/8 » ID Metric : pour s’adapter aux tubes de 1,59 mm et 3,18 mm Quantity : Plusieurs paquets</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-40616-04</td><td>De nombreuses combinaisons différentes permettent d’obtenir le même résultat final, il est préférable de commander une variété de raccords</td></tr><tr><td>Tubes, flexibles, transparents Imperial : ID=1/16 », OD=1/8" Metric : ID = 1,59 mm, 0D = 3,18 mm Quantity : 4 m</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-06422-02</td><td>Ligne du récipient de culture au capteur de gaz</td></tr><tr><td>Tube, flexible, transparent Imperial : ID=1/8 », OD=1/4" Metric : ID = 3,18 mm, 0D = 6,35 mm Quantité : 2 m</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-06422-05</td><td>Capteur de gaz taille standard du tube</td></tr><tr><td>Tube, rigide, transparent Imperial : ID=1/16 », OD=1/8" Metric : ID = 1,59 mm, 0D = 3,18 mm Quantiy : 1 m</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-06605-27</td><td>Spans bouchon en caoutchouc permettant au gaz de sortir</td></tr><tr><td>Tube, rigide, transparent Imperial : ID=1/8 », OD=1/4" Metric : ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantité : 1 m</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-06605-30</td><td>Spans bouchon en caoutchouc permettant au gaz de sortir</td></tr><tr><td>Attaches zippées, petites Quantité : 1 sachet</td><td></td><td></td><td>Raccords de tube sécurisés</td></tr></tbody></table>

fonctionnement de photobioréacteurs de laboratoire avec mesures de croissance en ligne et régimes de lumière personnalisables

Operation of Laboratory Photobioreactors with Online Growth Measurements and Customizable Light Regimes

L’étude en laboratoire des microalgues peut être expérimentalement difficile. En plus des exigences de culture des micro-organismes non photosynthétiques, les phototrophes nécessitent également un éclairage. Régulièrement, les chercheurs cherchent à fournir des fournitures lumineuses personnalisées, c’est-à-dire à faire varier l’intensité lumineuse et le temps pendant lequel elles sont livrées. Une telle flexibilité est difficile avec les lampes de paillasse standard. Habituellement, les études de culture nécessitent également des comparaisons de croissance entre les traitements expérimentaux. Souvent, la croissance est évaluée sur une durée prolongée, par exemple, plusieurs fois par jour au cours d’un essai d’une semaine. Les mesures manuelles peuvent prendre beaucoup de temps et manquer de résolution des données. Par conséquent, les photobioréacteurs (PBR) avec surveillance automatique de la croissance et alimentation lumineuse personnalisable sont utiles pour les expériences répliquées avec plusieurs traitements. Les travaux actuels présentent la conception, la construction et l’exploitation des PBR de laboratoire. Les matériaux sont faciles à trouver et relativement peu coûteux. La conception pourrait être dupliquée avec une habileté modérée. Chaque structure a une empreinte d’environ 40 cm2 et accueille trois bouteilles en verre de 1 L pour une réplication en triple. Les bouteilles reposent sur des plates-formes contenant des agitateurs magnétiques et sont disposées verticalement dans un tuyau en polychlorure de vinyle (PVC) de 1 m de haut et de 15 cm de diamètre. L’intérieur du tuyau est recouvert de diodes électroluminescentes (LED). Ces LED produisent des intensités lumineuses continues à partir de photons m-2400 μmol m-2 s-1 de rayonnement photosynthétiquement actif (PAR). Les utilisateurs conçoivent un programme d’éclairage personnalisé. L’intensité lumineuse peut être ajustée chaque seconde ou maintenue constante pendant de plus longues durées. L’oxygène produit par la photosynthèse sort de chaque bouteille via un capteur de gaz volumétrique unidirectionnel. Un logiciel est utilisé pour enregistrer les données des capteurs de gaz. La quantité d’oxygène produite peut être corrélée à la croissance de la biomasse. Si des échantillons de biomasse sont nécessaires, une seringue peut être utilisée pour extraire la culture. La méthode est adaptée aux microalgues cultivées avec du bicarbonate comme source de carbone. Ces PBR sont précieux pour un laboratoire qui a besoin d’expériences répliquées, d’une flexibilité du régime de lumière et de données de croissance continues à haute résolution.

Cette publication décrit la conception de photobioréacteurs de laboratoire (PBR) avec des régimes lumineux personnalisables. La croissance des cyanobactéries ou des microalgues, utilisant le bicarbonate comme source de carbone, est surveillée en permanence en mesurant la production volumétrique d’oxygène. Ces PBR facilitent des comparaisons rapides et répliquées de la croissance en laboratoire avec peu d’intervention de l’utilisateur pendant les expériences.

Fonctionnement de photobioréacteurs de laboratoire avec mesures de croissance en ligne et régimes de lumière personnalisables

The laboratory study of microalgae can be experimentally challenging. In addition to the cultivation requirements of non-photosynthetic microorganisms, ...

Ce protocole permet de répliquer des expériences sur les microalgues avec peu d’intervention de l’utilisateur. Il est conçu pour les chercheurs qui cherchent à passer de flacons surveillés manuellement à des flacons de paillasse sans acheter de photobioréacteurs commerciaux techniques et coûteux. Ce photobioréacteur permet un rapport de luminosité et une flexibilité, une surveillance continue de la croissance et une triple réplication.Pour commencer, ouvrez le logiciel d’acquisition de données. Remplissez la page de configuration et attribuez des fichiers d’étalonnage à leurs capteurs respectifs. Sous le nom du fichier d’annuaire, sélectionnez le dossier correspondant au numéro de port du module d’entrée numérique.Cliquez sur le dossier actif et répétez l’opération pour tous les ports. Cliquez ensuite sur OK pour passer à la page de journalisation. Ensuite, remplissez les bouteilles en verre au volume souhaité avec le milieu de culture et centrifugez la culture mère dans trois tubes équilibrés de 50 millilitres pour obtenir trois granulés.Ajouter une pastille à chaque bouteille à l’aide d’une pipette sérologique et d’un milieu frais. Déposez ensuite un agitateur magnétique de 25 millimètres sur huit dans chaque bouteille avant de sceller l’ouverture de la bouteille avec un bouchon en caoutchouc et un bouchon à vis fileté. Si des orifices de prélèvement facultatifs sont installés, fermez les vannes.Après avoir placé l’extrémité de chaque conduite de gaz à l’intérieur du tuyau en PVC, fixez une aiguille à l’orifice du leurre postal de la vanne. Connectez chaque bouteille à son capteur de gaz en perçant chaque bouchon en caoutchouc avec l’aiguille correspondante. Ensuite, lancez chaque capteur de gaz individuellement en cochant la case sur le côté gauche de l’écran, en cliquant sur Démarrer et en entrant un nom de fichier.Cliquez sur OK et répétez l’opération pour tous les capteurs. Ensuite, allumez le photobioréacteur et assurez-vous que le contrôleur d’éclairage multiplex numérique est branché sur une alimentation. À l’aide du bouton du contrôleur multiplex numérique, basculez entre la scène d’assistance et la scène lumineuse personnalisée pour vous assurer que l’appareil fonctionne correctement.Pour l’échantillonnage des bouteilles, préparez 500 millilitres supplémentaires du milieu frais avant de commencer l’expérience. Pour prélever l’échantillon, fermez la vanne sur la conduite de gaz et connectez une seringue de 10 millilitres à la vanne de l’orifice de prélèvement. Après avoir connecté la seringue, ouvrez la valve de l’orifice de prélèvement et retirez huit millilitres de culture.Fermez ensuite la vanne de l’orifice de prélèvement et débranchez la seringue. Ensuite, connectez la seringue contenant huit millilitres de fluide frais à la valve de l’orifice de prélèvement. Ouvrez ensuite la valve et injectez le milieu frais.Enfin, fermez la valve de l’orifice de prélèvement et débranchez la seringue. Pour exporter les données, sélectionnez Fichier et données hors connexion. Après avoir sélectionné tous les fichiers journaux pertinents, exportez les données vers un tableur et enregistrez-les.Une expérience réussie est caractérisée par un schéma diurne étroitement reproduit de production d’oxygène. Le débit d’oxygène agit comme un indicateur du taux de croissance d’une culture. Pendant les heures éclairées, la production de gaz augmente régulièrement et pendant les heures non éclairées, la production de gaz s’arrête.Le volume total d’oxygène produit sur quatre jours variait de 316 millilitres dans le traitement A à 902 millilitres dans le traitement C.In le régime lumineux de 300 micro moles par mètre carré par seconde, la température a augmenté d’un maximum de 1,4 degré Celsius pendant la journée. Les températures de culture sont revenues à leur niveau de référence pendant la nuit. Malgré des concentrations initiales de biomasse différentes, les traitements B et C ont généré la même quantité de biomasse totale, ce qui a entraîné des changements identiques du pH moyen.Les données en ligne sur le débit d’oxygène ont révélé que chaque traitement avait des taux de croissance quotidiens variables, ce qui se reflétait également dans les mesures de pH deux fois par jour. Le premier jour, le taux de croissance du traitement B était inférieur à celui du traitement C.Alors qu’au troisième jour, les taux de croissance du traitement B dépassaient ceux du traitement C.Les données sur le débit d’oxygène indiquaient que la croissance la plus élevée s’était produite le troisième jour du traitement B.Les estimations de croissance basées sur l’oxygène total mesuré devaient légèrement sous-estimer la croissance de la biomasse, ce qui était valable pour cinq exemples sur sept. Deux exemples ont surestimé la croissance.Cela peut avoir été influencé par des expériences déterminées à la fin de la nuit. Une respiration nocturne substantielle améliore la consommation d’oxygène, génère un vide dans l’espace de la tête de bouteille, aspirant le paquet avec le liquide des capteurs de gaz. Si la respiration peut être élevée, nous ouvrons l’espace de la tête pendant la nuit.

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JoVE Journal

Biology

Biologie

Source : Hemmerich, J., et al. Protocole pour l’optimisation de la production de protéines hétérologues utilisant la technologie automatisée des microbioréacteurs. J. Vis. Exp. (2017).Cette vidéo démontre l’utilisation d’un micro-opérateur automatisé pour surveiller la croissance bactérienne et la sécrétion de protéines fluorescentes en réponse à différentes formulations de milieux. Une bactérie génétiquement modifiée exprimant une protéine fluorescente sécrétoire est cultivée sous sélection...

Surveillance de la croissance bactérienne dans des formulations de milieux distincts à l’aide d’un microbioréacteur automatisé

Dans ce protocole, la fabrication, la configuration et le fonctionnement de base d’un bioréacteur microfluidique à picolitres (PLBR) pour l’analyse unicellulaire de micro-organismes procaryotes sont introduits. Des micro-organismes pertinents pour l’industrie ont été analysés comme preuve de principe, ce qui a permis de mieux comprendre le taux de croissance, la morphologie et l’hétérogénéité phénotypique sur certaines périodes, ce qui est difficilement possible avec les méthodes...

Microfluidique picolitres bioréacteur pour Analyse microbienne unicellulaire: Fabrication, configuration du système, et l&#39;opération

Les gaz de combustion des centrales est une source de CO 2 pas cher pour la croissance des algues. Nous avons construit "gaz de combustion à des algues de culture" prototype systèmes et décrit comment redimensionner le processus de culture des algues. Nous avons démontré l'utilisation d'un modèle bio-réaction de transfert de masse afin de simuler et de concevoir le fonctionnement optimal du gaz de fumée pour la croissance de la Chlorella sp. en algues photobioréacteurs.

Optimiser les réglages des gaz de combustion pour la promotion de la croissance des microalgues en photobioréacteurs via des simulations informatiques

L’intégration de la culture de microalgues avec les gaz de combustion industriels introduira finalement des métaux lourds et d’autres composés inorganiques dans le milieu de croissance. Cette étude présente une procédure utilisée pour déterminer le devenir final et l’impact des métaux lourds et des contaminants inorganiques sur la croissance de Nannochloropsis salina cultivé dans des photobioréacteurs.

Quantification des métaux lourds et d&#39;autres contaminants inorganiques sur la productivité des microalgues

Nous avons conçu un appareil de culture en continu destiné à être utilisé avec des systèmes optogénétiques pour éclairer les cultures de micro-organismes et cellules d'image régulièrement dans l'effluent avec un microscope inversé. La culture, l'échantillonnage, l'imagerie et l'analyse d'images sont entièrement automatisées afin que les réponses dynamiques à l'éclairage peuvent être mesurés sur plusieurs jours.

Conception et mise en œuvre d&#39;un Illuminating automatisé, la culture, et du système d&#39;échantillonnage pour Microbial optogénétiques Applications

Cet article décrit le processus d'assemblage et le fonctionnement d'un bioréacteur photosynthétique à l'échelle du banc qui peut être utilisé, en conjonction avec d'autres méthodes, pour estimer les paramètres de croissance cinétique pertinents. Ce système surveille en permanence le pH, la lumière et la température en utilisant des capteurs, une unité d'acquisition et de contrôle de données et un logiciel d'acquisition de données open source.

Construction et mise en place d&#39;un bioréacteur photosynthétique Algal à échelle de banc avec surveillance de la température, de la lumière et du pH pour les tests de croissance cinétique

Ce manuscrit décrit une approche générique pour une conception sur mesure de supports de culture microbienne. Cette option est activée par un flux de travail itératif combinant krigeage experimental design et MICROBIOREACTEUR technologie pour un débit suffisant la culture, qui est pris en charge par robotics lab pour augmenter la fiabilité et la rapidité dans la manipulation des médias de liquides préparation.

Protocole générique pour l’optimisation de la Production de protéines hétérologues à l’aide de la technologie automatisée de MICROBIOREACTEUR

Nous présentons ici un protocole visant à construire le laboratoire bulle colonne photobioréacteurs et utilisez-les pour la culture micro-algues. Il fournit également une méthode pour déterminer le taux de croissance de la culture et de la teneur en lipides neutres.

Culture de microalgues vertes en bulle colonne photobioréacteurs et un dosage des lipides neutres

La culture halenique à l'échelle du banc facilite la caractérisation microalgale et l'optimisation de la productivité avant l'intensification des processus ultérieurs. Les photobioréacteurs fournissent le contrôle nécessaire pour des expériences microalgal fiables et reproductibles et peuvent être adaptés pour cultiver en toute sécurité des microalgues avec les gaz corrosifs (CO2, SO2, NO2) à partir d'émissions de combustion municipales ou industrielles.

Culture de microalgues et quantification de la biomasse dans un photobioréacteur à l'échelle du banc avec des gaz de flue corrosif

Le contrôle optogénétique du métabolisme microbien offre un contrôle dynamique flexible des processus de fermentation. Le protocole montre ici comment mettre en place des fermentations régulées par la lumière bleue pour la production de produits chimiques et de protéines à différentes échelles volumétriques.

Fermentations contrôlées par la lumière pour la production de produits chimiques microbiens et de protéines

Découvrez le fonctionnement de photobioréacteurs de laboratoire pour la culture de microalgues avec mesures de croissance en ligne et régimes de lumière personnalisables. Cette méthode permet un suivi continu de la production d'oxygène comme indicateur de croissance.

Fonctionnement de photobioréacteurs de laboratoire avec mesures de croissance en ligne et régimes de lumière personnalisables

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