Name: Fabrication microfluidique de microcapsules noyau-coquille transportant des sphéroïdes de cellules souches pluripotentes humaines (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-10-13T14:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 51 s
Description: Découvrez la fabrication microfluidique de microcapsules noyau-coquille pour encapsuler des sphéroïdes de cellules souches pluripotentes humaines. Cette méthode améliore la viabilité et protège contre les contraintes mécaniques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Cette étude a été soutenue en partie par les subventions du Mayo Clinic Center for Regenerative Medicine, de la J. W. Kieckhefer Foundation, de la Al Nahyan Foundation, de Regenerative Medicine Minnesota (RMM 101617 TR 004) et des NIH (DK107255).

1. Fabrication de l’appareil
<ol><li>Réalisez les conceptions du dispositif de microencapsulation et du dispositif de dissociation à l’aide du logiciel de CAO10,11.</li>
	<li>Spin-coat les trois couches de résine photosensible SU-8 séquentiellement sur une plaquette de silicium (Figure 2A) pour obtenir des structures avec les hauteurs souhaitées: 60, 100 et 150 μm. REMARQUE: Le processus pour les moules supérieur et inférieur est identique.<ol>
<li>Spin coat une plaquette de silicium propre de 10 cm avec la résine photosensible négative SU-8 2025 à 1 100 tr/min pour créer la première couche de 60 μm. Après une cuisson molle à 65 °C pendant 3 min et à 95 °C pendant 10 min sur une plaque chauffante, exposez le moule à l’aide d’un aligneur sans masque en téléchargeant le fichier de conception du motif de canal principal sur le PC μPG 101. Ensuite, procéder à la cuisson post-exposition à 65 °C pendant 3 min et à 95 °C pendant 10 min.</li>
		<li>Faites tourner la deuxième couche SU-8 2025 (40 μm) à 1 500 tr/min et exposez-la en téléchargeant le fichier CAO approprié pour le motif de canal de coque. REMARQUE: Les cuissons molles et post-exposition étaient similaires à l’étape précédente.</li>
		<li>Spin coat la troisième couche SU-8 2025 à 1 400 tr/min pour atteindre une hauteur de 50 μm et répéter le processus ci-dessus mais exposer les structures pour la phase huileuse.</li>
		<li>Développez le moule avec les trois couches en une seule étape par immersion dans le révélateur SU-8 jusqu’à ce que toute la résine photosensible non exposée soit retirée.</li>
		<li>Cuire le moule sur une plaque chauffante à 160 °C pendant 10 min pour améliorer l’adhérence et sceller les fissures mineures qui pourraient apparaître après le développement.</li>
		<li>Exposez le moule au chlorotriméthylsilane pour éviter la liaison élastomère à l’étape suivante et placez-le dans des boîtes de Petri de 15 cm jusqu’à utilisation.</li>
	</ol></li>
	<li>Préparez le moule du dispositif de dissociation de la même manière, comme décrit dans les figures 1D et 2B. Spin coat une couche de résine photosensible SU-8 sur une plaquette de silicium, comme décrit précédemment à l’étape 1.2.3, pour obtenir des structures avec la hauteur souhaitée: 50 μm. Effectuez la cuisson molle et post-exposition, le développement et la cuisson dure de la même manière que l’étape précédente. REMARQUE: Un ensemble de poteaux de forme triangulaire couvrait toute la chambre, l’espacement entre les poteaux diminuant à mesure que la largeur de la chambre diminuait vers la sortie. Les poteaux triangulaires étaient de 200 μm par côté avec un pas allant de 400 μm (à l’entrée) à 30 μm (à la sortie).</li>
	<li>Préparer les moules par lithographie douce à l’aide de polydiméthylsiloxane (PDMS).<ol>
<li>Mélanger la base d’élastomère PDMS et l’agent de durcissement de l’élastomère dans un rapport de 10:1 p / w dans une centrifugeuse planétaire. Versez le mélange sur les moules maîtres de microencapsulation et les moules maîtres de dissociation pour créer une couche de 3 à 4 mm. REMARQUE: Un mélange de 50 g de base d’élastomère avec 5 g d’agent de durcissement est suffisant pour couvrir un moule maître de 3 mm d’épaisseur.</li>
		<li>Placez les boîtes de Petri contenant les moules dans un dessiccateur sous vide pendant 15 minutes pour désamorcer le PDMS non durci.</li>
		<li>Déplacer les boîtes de Petri au four et cuire au four à 80 °C pendant au moins 60 min.</li>
		<li>Retirez les moules principaux du four et laissez-les refroidir. À l’aide d’un couteau de précision, coupez soigneusement le PDMS en suivant la forme de la plaquette et décollez les pièces PDMS du moule maître.</li>
		<li>Découpez les dalles PDMS en coupant les bords de chaque appareil avec un scalpel, puis perforez les orifices fluidiques d’entrée / sortie dans le dispositif de dissociation et uniquement dans le dispositif microfluidique supérieur à l’aide d’aiguilles en acier inoxydable. Couvrez les appareils avec du ruban magique pour éviter toute contamination. REMARQUE: La jauge de l’aiguille est de 14 G et 15 G pour les ports d’entrée et de sortie, respectivement.</li>
		<li>Pour le collage, traiter les côtés à motifs des pièces PDMS supérieure et inférieure avec du plasma O2 sur un graveur de plasma pendant 2 min.</li>
		<li>Alignez les deux pièces PDMS sous un stéréoscope après avoir ajouté une fine couche de séparation d’eau distillée directement dans les microcanaux (2 μL).</li>
		<li>Placez le dispositif PDMS aligné dans le four à 80 °C pendant la nuit pour terminer le collage et restaurer le PDMS à son état hydrophobe d’origine. Conservez les appareils jusqu’à ce qu’ils soient utilisés ultérieurement. REMARQUE: Il en résulte un dispositif coaxial de focalisation du flux avec trois hauteurs différentes de 120 μm pour le noyau, 200 μm pour la coque et 300 μm pour les canaux d’huile.</li>
		<li>Afin d’utiliser l’appareil juste après le collage plasma, injecter soigneusement mais fermement 30 μL de solution de revêtement hydrophobe dans les canaux fluidiques pour obtenir un revêtement hydrophobe. Ensuite, purgez immédiatement l’air dans les canaux jusqu’à ce qu’aucun résidu de la solution de revêtement hydrophobe ne soit observé dans l’appareil.</li>
		<li>Liez le dispositif de dissociation en traitant d’abord le côté à motifs de l’appareil et un verre coulissant nettoyé avec du plasmaO2 pendant 2 minutes, puis assemblez-les pour un durcissement ultérieur dans le four à 80 ° C pendant la nuit. REMARQUE: Les appareils peuvent être stockés jusqu’à une utilisation ultérieure.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Préparation des solutions
<ol><li>Solutions de stock. Tout d’abord, préparez des solutions mères (solutions concentrées) qui seront diluées à des concentrations plus faibles pour une utilisation réelle. REMARQUE: Les solutions de stock sont utilisées pour économiser du temps de préparation, conserver les matériaux, réduire l’espace de stockage et améliorer la précision lors de la préparation d’une solution de travail à des concentrations plus faibles.<ol>
<li>Préparer 30 mL de solution à 2x noyau (16 % de PEG et 34 % de milieux de gradient de densité) : mélanger 4,8 g de PEG de 35 kDa, 10,2 mL de milieux de gradient de densité et 19,8 mL de milieux DMEM/F12. Filtrer cette solution centrale à l’aide d’un filtre à seringue de 0,22 μm.</li>
		<li>Préparer 50 mL d’huile minérale avec 3 % de tensioactif : mélanger 48,5 mL d’huile minérale et 1,5 mL de tensioactif. Conserver dans un état stérile après filtration à travers un filtre à seringue de 0,22 μm.</li>
		<li>Préparer 50 mL d’huile minérale avec 0,5 % de tensioactif : mélanger 49,75 mL d’huile minérale et 0,25 mL de tensioactif. Conserver dans un état stérile.</li>
		<li>Préparer 1 M de dithiotheritol (DTT) : dissoudre 1,5425 g de DTT dans 10 mL d’eau distillée. Conserver dans un état stérile.</li>
		<li>Préparer 1 M de triéthanolamine (TEA) : ajouter 66,4 μL de TEA dans 433,6 μL d’eau distillée. Conserver dans un état stérile.</li>
		<li>Préparer 1% de Pluronic F127 (PF127) : dissoudre 100 mg de PF127 dans 10 mL d’eau distillée. Conserver dans un état stérile.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Solutions de travail<ol>
<li>Préparer une émulsion réticulante en mélangeant 4,5 mL d’huile minérale avec 3 % de tensioactif et 300 μL de 1 M TNT (rapport 1:15). Vortex la solution pendant 2 min et sonicate pendant 45-60 min dans un bain à ultrasons à 20 °C. Chargez cette solution dans une seringue de 5 mL avec une aiguille de 27 G. REMARQUE: L’émulsion est générée par un mélange d’huile / eau sonique.</li>
		<li>Préparer une solution d’huile de protection en chargeant l’huile minérale avec un tensioactif à 0,5% dans une seringue de 5 mL avec une aiguille de 27 G.</li>
		<li>Préparer la solution de coquille (8 % p/v de PEG-4-Mal et 15 mM de TEA) en ajoutant 32 mg de PEG-4-Mal dans 400 μL de 1x DPBS pour former une solution à 8 % p/v, et faire tourbillonner la solution pendant 2 min. Ensuite, ajouter 6 μL de 1 M TEA (concentration finale 15 mM TEA). Enfin, centrifugez à 13 000 x g pendant 5 min à travers un filtre à rotation et maintenez-le dans l’obscurité sur la bascule pendant 30 min. Ensuite, chargez cette solution dans une seringue de 1 mL avec une aiguille de 27 G. REMARQUE: Laissez le récipient PEG-4-Mal reposer à température ambiante pendant 10 minutes avant d’ouvrir le couvercle et soufflez le gaz N2 pour remplacer le O2 par N2 avant de fermer le couvercle. Vortex TEA avant d’ajouter à la solution.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer la suspension cellulaire en solution centrale<ol>
<li>Traiter les cSEh avec de la trypsine pendant 5 à 10 min à 37 °C. Ensuite, récupérez-les dans des assiettes. Trempez la trypsine avec le milieu après le détachement cellulaire, puis transférez les cellules dans un tube conique de 15 mL.</li>
		<li>Centrifuger la suspension de cellule en vrac (400 x g, 5 min). Aspirer soigneusement le surnageant, puis remettre en suspension la pastille cellulaire en utilisant un volume minimal de milieu de croissance. Comptez les cellules à l’aide d’un compteur de cellules automatisé. REMARQUE: Les aliquotes cellulaires typiques contiennent 12-20 x 106 cellules et sont suffisantes pour faire 400 μL de la solution de base.</li>
		<li>Prélever 12-20 x 106 cellules de la suspension de cellules en vrac et centrifuger la suspension de cellules/milieux (400 x g, 5 min).</li>
		<li>Aspirer soigneusement les milieux de la pastille cellulaire. Ensuite, ajouter 200 μL de milieu et 200 μL de solution de PEG 2x (concentration finale 30-50 x 106 cellules/mL) et mélanger doucement. REMARQUE: De faibles concentrations cellulaires (moins de 20 x 106 cellules / mL) ont entraîné de nombreuses capsules vides.</li>
		<li>Ajouter 30 μL de 1% de PF127 à la solution.</li>
		<li>Insérez une barre de micro-agitateur (2 mm x 7 mm) dans une seringue de 1 mL, puis chargez la solution de noyau contenant la cellule dans la seringue avec une aiguille de 27 G. Gardez la solution froide avec de la glace pendant tout le processus d’encapsulation.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Configuration expérimentale
<ol><li>Placer le dispositif de gouttelettes PDMS collé, quatre pièces de 20 cm de long et une pièce de microtubes d’entrée de 5 cm de long (0,38 mm D.I. x 1,1 mm O.D.), une pièce de tube de sortie de 10 cm (0,5 mm I.D. x 1,5 mm O.D.), et six pièces de tubes de raccord de 0,5 cm (1 mm I.D. x 1,8 mm O.D.) sous une source de lumière germicide (généralement intégrée dans les armoires de sécurité biologique) et stériliser pendant 30 Min.</li>
	<li>Utilisez des pinces pour insérer le tube dans les orifices d’entrée fluidiques et les orifices de dissociation.</li>
	<li>Utilisez les trois morceaux de microtubes d’entrée de 20 cm de long pour la coque, l’huile, les entrées d’émulsion de réticulation et une pièce pour l’entrée du dispositif de dissociation. Ensuite, insérez l’extrémité opposée des tubes à l’aiguille de la seringue avec la solution correspondante. Pendant ce temps, connectez l’entrée centrale du dispositif microfluidique et la sortie du dispositif de dissociation avec un microtube de 5 cm (Figure 1C). REMARQUE: Les microtubes d’entrée doivent être étroitement fixés dans les tubes de raccord, qui ont été insérés à la dernière étape.</li>
	<li>Insérez un tube de sortie dans l’orifice de sortie fluidique et placez l’extrémité opposée dans un réservoir de collecte.</li>
	<li>Placez l’appareil sur une scène de microscope et fixez le tube pour éviter de bouger. Alignez et concentrez le microscope sur la buse de l’appareil pour l’inspection du débit.</li>
	<li>Placez chaque seringue sur différentes pompes à seringues et fixez-la correctement (Figure 1B). Programmez chaque pompe selon les protocoles du fabricant aux débits suivants : noyau (3-5 μL/min), coque (3-5 μL/min), huile de blindage (20-80 μL/min) et huile de réticulation (40-60 μL/min). Démarrez le débit dans toutes les pompes.</li>
	<li>Attendez que chaque fluide pénètre dans l’appareil et remplissez les canaux tout en poussant l’air restant. REMARQUE: S’il y a une grande quantité d’air dans le tuyau d’entrée, augmentez temporairement chaque débit jusqu’à ce que l’air soit complètement éliminé. Gardez à l’esprit qu’un débit excessif pourrait entraîner une défaillance de la liaison PDMS-PDMS.</li>
	<li>Lorsque la formation de la capsule est stabilisée (Figure 3), placer l’extrémité opposée du tube de collecte sur un nouveau tube conique avec 5 mL de milieu mTeSR. REMARQUE: Le milieu contient 10 μM d’inhibiteur de ROCK, 100 U / mL de pénicilline et 100 μg / mL de streptomycine.</li>
	<li>Après avoir recueilli un nombre suffisant de capsules, incuber à 37 °C avec 5% de CO2 pendant 10 min. Les capsules résidant en phase huileuse seront en haut du tube (voir Figure 4A). En tapotant doucement sur le tube, les capsules se sédimentent au fond. Après cela, la plupart de l’huile et des médias peuvent être aspirés.</li>
	<li>Recueillez les capsules au fond du tube conique, placez-les sur une passoire cellulaire (taille des pores de 100 μm) et lavez-les avec de grandes quantités de milieu. Ensuite, collectez les microcapsules à l’aide d’un milieu de 2 mL dans une plaque de culture de 6 puits en faisant passer le média à travers le filtre lorsqu’il est inversé sur la plaque du puits (voir la figure 4A).</li>
</ol>4. Culture et analyse de cSEh dans des microcapsules
<ol><li>Culture de base<ol>
<li>Incuber les capsules de cellules souches dans une boîte de culture à 6 puits à 37 °C avec 5 % de CO2.</li>
		<li>Changez le média tous les deux jours en collectant les capsules sur un filtre à tamis cellulaire, en les lavant avec un excès de média et en les resusmettant dans un nouveau puits dans des plaques de 6 puits avec un média de 2 mL comme cela a été fait à l’étape 3.10.</li>
		<li>Cultivez les capsules pendant au moins 10 jours.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Effectuer le test vivant/mort pour déterminer la viabilité des cellules souches encapsulées.<ol>
<li>Décongeler les solutions d’essai vivantes/mortes (homodimère d’éthidium-1 et calcéine AM).</li>
		<li>Ajouter 4 μL de l’homodimère d’éthidium 2 μM 1 et 1 μL des solutions AM de calcéine 4 μM à 2 mL de DPBS stérile. Vortex pour assurer un mélange complet.</li>
		<li>Recueillir environ 100 microcapsules sur une passoire cellulaire et les rincer avec du DPBS stérile pour permettre la diffusion du milieu hors des capsules.</li>
		<li>Collectez-les à nouveau sur une plaque de culture de 12 puits en utilisant 1 mL de la solution préparée à l’étape 4.2.2. Incuber à 37 °C pendant 20 min.</li>
		<li>Visualisez les cellules sous un microscope à fluorescence. REMARQUE: La viabilité cellulaire est quantifiée en calculant le pourcentage de cellules vivantes, qui sont visualisées en vert, parmi le nombre total de cellules.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Caractérisation de la taille des sphéroïdes.<ol>
<li>Si vous le souhaitez, placez la plaque de puits avec des microcapsules sous le microscope et mesurez le diamètre des sphéroïdes indiqué sur le logiciel associé avec des barres d’échelle appropriées.</li>
		<li>Mesurez et analysez la taille des sphéroïdes.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Zhu, Z., Huangfu, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+pluripotent+stem+cells%3A+an+emerging+model+in+developmental+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Human pluripotent stem cells: an emerging model in developmental biology.</a> Development. 140 (4), 705-717 (2013).</li>
<li>Liu, G., David, B. T., Trawczynski, M., Fessler, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+pluripotent+stem+cells%3A+history%2C+mechanisms%2C+technologies%2C+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reviews+and+Reports%22%5BJournal%5D)">Advances in pluripotent stem cells: history, mechanisms, technologies, and applications.</a> Stem Cell Reviews and Reports. 16 (1), 3-32 (2020).</li>
<li>Chan, S. W., Rizwan, M., Yim, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emerging+methods+for+enhancing+pluripotent+stem+cell+expansion%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cell+and+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Emerging methods for enhancing pluripotent stem cell expansion.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 70(2020).</li>
<li>Lei, Y., Schaffer, D. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fully+defined+and+scalable+3D+culture+system+for+human+pluripotent+stem+cell+expansion+and+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">A fully defined and scalable 3D culture system for human pluripotent stem cell expansion and differentiation.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (52), 5039-5048 (2013).</li>
<li>Olmer, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suspension+culture+of+human+pluripotent+stem+cells+in+controlled%2C+stirred+bioreactors%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+C%3A+Methods%22%5BJournal%5D)">Suspension culture of human pluripotent stem cells in controlled, stirred bioreactors.</a> Tissue Engineering Part C: Methods. 18 (10), 772-784 (2012).</li>
<li>Kraehenbuehl, T. P., Langer, R., Ferreira, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+biomaterials+for+the+study+of+human+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional biomaterials for the study of human pluripotent stem cells.</a> Nature Methods. 8 (9), 731-736 (2011).</li>
<li>Fattahi, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Core-shell+hydrogel+microcapsules+enable+formation+of+human+pluripotent+stem+cell+spheroids+and+their+cultivation+in+a+stirred+bioreactor%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Core-shell hydrogel microcapsules enable formation of human pluripotent stem cell spheroids and their cultivation in a stirred bioreactor.</a> Scientific Reports. 11 (1), 1-13 (2021).</li>
<li>Siltanen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+fabrication+of+bioactive+microgels+for+rapid+formation+and+enhanced+differentiation+of+stem+cell+spheroids%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Microfluidic fabrication of bioactive microgels for rapid formation and enhanced differentiation of stem cell spheroids.</a> Acta Biomaterialia. 34, 125-132 (2016).</li>
<li>Agarwal, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((One-step+microfluidic+generation+of+pre-hatching+embryo-like+core-shell+microcapsules+for+miniaturized+3D+culture+of+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">One-step microfluidic generation of pre-hatching embryo-like core-shell microcapsules for miniaturized 3D culture of pluripotent stem cells.</a> Lab on a Chip. 13 (23), 4525-4533 (2013).</li>
<li>Siltanen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((One+step+fabrication+of+hydrogel+microcapsules+with+hollow+core+for+assembly+and+cultivation+of+hepatocyte+spheroids%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">One step fabrication of hydrogel microcapsules with hollow core for assembly and cultivation of hepatocyte spheroids.</a> Acta Biomaterialia. 50, 428-436 (2017).</li>
<li>Rahimian, A., Siltanen, C., Feyzizarnagh, H., Escalante, P., Revzin, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microencapsulated+immunoassays+for+detection+of+cytokines+in+human+blood%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Sensors%22%5BJournal%5D)">Microencapsulated immunoassays for detection of cytokines in human blood.</a> ACS Sensors. 4 (3), 578-585 (2019).</li>
<li>Kim, M., Lee, J., Jones, C. N., Revzin, A., Tae, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heparin-based+hydrogel+as+a+matrix+for+encapsulation+and+cultivation+of+primary+hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Heparin-based hydrogel as a matrix for encapsulation and cultivation of primary hepatocytes.</a> Biomaterials. 31, 3596-3603 (2010).</li>
<li>Shin, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photodegradable+hydrogels+for+capture%2C+detection%2C+and+release+of+live+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition%22%5BJournal%5D)">Photodegradable hydrogels for capture, detection, and release of live cells.</a> Angewandte Chemie International Edition. , (2014).</li>
<li>You, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioactive+photodegradable+hydrogel+for+cultivation+and+retrieval+of+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Functional+Materials%22%5BJournal%5D)">Bioactive photodegradable hydrogel for cultivation and retrieval of embryonic stem cells.</a> Advanced Functional Materials. , (2015).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le processus d’encapsulation décrit ici entraîne la formation reproductible de sphéroïdes hPSC. Le format microcapsule facilite la distribution de sphéroïdes dans les puits d’une plaque de microtitrage pour des expériences visant à améliorer / optimiser les protocoles de différenciation ou à tester des thérapies. Les sphéroïdes de cellules souches encapsulés peuvent également être utilisés dans des cultures en suspension où l’enveloppe d’hydrogel protège les cellules contre les dommages induits par le cisaillement<sup cl...

Il existe un intérêt considérable pour les cultures 3D de cellules souches pluripotentes humaines (CSEh) en raison de l’amélioration de la pluripotence et du potentiel de différenciation offerts par ce formatde culture 1,2,3. Les cSEh sont généralement formés en sphéroïdes ou en d’autres formats de culture 3D au moyen de bioréacteurs, de micropuits, d’hydrogels et d’échafaudages polymères 4,5,6. L’encapsulation offre un autre moyen d’organiser des hPSC simples en sphéroïdes. Une fois encapsulés, les sphéroïdes hPSC peuvent être manipulés facilement et transférés dans des plaques de microtitrage pour la différenciation, la modélisation de la maladie ou les expériences de test de médicaments. L’enrobage des CSEh dans une couche d’hydrogel protège également les cellules contre les dommages de cisaillement et permet de cultiver des sphéroïdes dans un bioréacteur à des taux d’agitation élevés7.
Notre méthodologie pour l’encapsulation des cellules souches a évolué au fil du temps. Tout d’abord, nous nous sommes concentrés sur les microparticules d’hydrogel solides et avons démontré le succès de l’encapsulation et de la culture de cellules souches embryonnaires (CSM) de souris8. Cependant, il a été noté que les cellules souches embryonnaires humaines (CSEh) avaient une faible viabilité lorsqu’elles étaient encapsulées dans de telles microparticules d’hydrogel, probablement en raison de la plus grande nécessité pour ces cellules de rétablir les contacts cellule-cellule après l’encapsulation. Nous avons estimé que la microcapsule hétérogène, possédant un noyau aqueux, pourrait être mieux adaptée à l’encapsulation de cellules qui dépendent du rétablissement rapide des contacts cellule-cellule. Le concept de dispositif microfluidique de focalisation à écoulement coaxial pour la fabrication de microcapsules à noyau aqueux / coquille d’hydrogel a été adapté de He et al.9, mais au lieu de l’alginate utilisé dans l’approche originale, un hydrogel à base de PEG a été incorporé dans la coque. Nous avons d’abord démontré avec succès l’encapsulation et la formation de sphéroïdes d’hépatocytes primaires dans des microcapsules noyau-enveloppe10 et, plus récemment, nous avons décrit l’encapsulation de cellules hES et iPS7. Comme indiqué à la figure 1A, les capsules sont fabriquées dans un dispositif de focalisation de l’écoulement où la coque et les flux d’écoulement du noyau passent d’un flux d’un côté à l’autre à l’écoulement coaxial avant l’éjection dans la phase huileuse. Le flux de noyau contient des cellules et des additifs qui augmentent la viscosité de la solution (PEG MW 35kD non réactif et iodixanol - nom commercial OptiPrep) tandis que le flux de coquille contient des molécules réactives (PEG-4-Mal). Le flux d’écoulement coaxial continu est discrétisé en gouttelettes qui conservent l’architecture noyau-coque. La structure noyau-coquille est rendue permanente par l’exposition à un réticulant di-thiol (DTT), qui réagit avec le PEG-4-Mal via la chimie du clic et entraîne la formation d’une peau ou d’une coquille d’hydrogel mince (~ 10 μm). Une fois l’émulsion brisée et les capsules transférées en phase aqueuse, les molécules de PEG diffusent du noyau et sont remplacées par des molécules d’eau. Il en résulte des microcapsules aqueuses à noyau et à enveloppe d’hydrogel.
Vous trouverez ci-dessous des instructions étape par étape sur la fabrication de dispositifs microfluidiques, la préparation des cellules et l’encapsulation des CSEh.

<table><tbody><tr><td>0,22 et micro ; m Filtres pour seringue</td><td>Genesee Scientific</td><td>25-244</td><td></td></tr><tr><td>1 ml seringue luer-lock tip</td><td>BD</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>1x DPBS</td><td>Corning</td><td>23220003</td><td></td></tr><tr><td>4 bras PEG maleimide, 10kDa</td><td>Laysan Inc.</td><td>164-68</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 5 ml Luer-Lock Tip</td><td>BD</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>6-WELL NON-TREATED PLATE</td><td>USA Scientific</td><td>CC7672-7506</td><td></td></tr><tr><td>Aquapel Applicator Pack Aquapel</td><td>Glass Treatment</td><td>47100</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel de CAO</td><td>Autodesk</td><td>AutoCAD v2020</td><td></td></tr><tr><td>CELL STRAINER 100 &micro ; m taille des pores</td><td>cardinal</td><td>335583</td><td></td></tr><tr><td>Chlorotriméthylsilane</td><td>Aldrich</td><td>386529-100mL</td><td></td></tr><tr><td>Countess II FL Compteur de cellules automatisé</td><td>Technologie de vie</td><td>A27974</td><td></td></tr><tr><td>Plaque chauffante numérique</td><td>Plaque</td><td></td><td></td>signalétique</tr><tr><td>Mélangeur vortex numérique</td><td>Fisher Scientific</td><td>215370</td><td></td></tr><tr><td>Eau distillée</td><td>Gibco</td><td>15230-162</td><td></td></tr><tr><td>Dithiotheritol (DTT)</td><td>Sigma</td><td>D0632-10G</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12 média</td><td>gibco</td><td>11320-033</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 15 mL Tubes de centrifugation coniques</td><td>Fisher scientific</td><td>14-959-53A</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand accuSpin Micro 17 Microcentrifugeuse</td><td>live</td><td>13-100-675</td><td></td></tr><tr><td>HERACELL VIOS 160i Incubateur CO2</td><td>Thermo Scientific</td><td>50144906</td><td></td></tr><tr><td>Microscope motorisé à fluorescence inversée</td><td>Olympus</td><td>Olympus IX83</td><td></td></tr><tr><td>Laurell Spin Coaters</td><td>Laurell Technologies</td><td>WS-650MZ-23NPPB</td><td></td></tr><tr><td>Kit de coloration de mammifères vivants/morts</td><td>Fisher</td><td>L3224</td><td></td></tr><tr><td>Ruban magique</td><td>Agrafes</td><td>483535</td><td></td></tr><tr><td>Micro Tube médical (0,015 » D.I. x 0,043 » D.E.)</td><td>Scientific Commodities, Inc</td><td>BB31695-PE/2</td><td></td></tr><tr><td>Micro barre</td><td>d’agitation Daigger Scientific</td><td>EF3288E</td><td></td></tr><tr><td>MilliporePince à filtre Sigma</td><td>Fisher scientific</td><td>XX6200006P</td><td></td></tr><tr><td>Huile minérale</td><td>Sigma</td><td>M8410-1L</td><td></td></tr><tr><td>mTeSR 1 Milieu basal</td><td>STEMCELL TECHNOLOGY</td><td>85850</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles-Acier inoxydable&nbsp ; Calibre 14</td><td>Alimentation CML</td><td>901-14-025</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles-Acier inoxydable&nbsp ; Calibre 15</td><td>Alimentation CML</td><td>901-15-050</td><td></td></tr><tr><td>OptiPrep</td><td>STEMCELL TECHNOLOGY</td><td>7820</td><td></td></tr><tr><td>Four</td><td>Thermo Scientific</td><td>HERA THERM Four</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline :Streptomycine (10 000 U/mL Pénicilline G, 10mg/mL Streptomycine)</td><td>Gemini</td><td>400-109</td><td></td></tr><tr><td>Petri Plat 150X20 Évent Stérile</td><td>Sarstedt, Inc.</td><td>82.1184.500</td><td></td></tr><tr><td>Système de nettoyage au plasma</td><td>Yield Engineering System, Inc.</td><td>YES-G500</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F-127</td><td>Sigma</td><td>P2443-250G</td><td></td></tr><tr><td>Poly(éthylène glycol) 35kDa</td><td>Sigma</td><td>94646-250G-F</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille PrecisionGlide 27G</td><td>BD</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>Inhibiteur de roche Y-27632 dihydrocloride</td><td>SELLECK CHEM</td><td>S1049-10mg</td><td></td></tr><tr><td>Plaquette de silicium 100mm</td><td>University Wafer</td><td>452</td><td></td></tr><tr><td>Verre à lames (75 mm et aigu ; 25 mm)</td><td>CardinalHealth</td><td>M6146</td><td></td></tr><tr><td>Span 80</td><td>Sigma</td><td>S6760-250ML</td><td></td></tr><tr><td>SpeedMixer</td><td>Thinky</td><td>ARE-310</td><td></td></tr><tr><td>Spin-X Centrifuge Tube Filter (0,22 & micro ; m)</td><td>Costar</td><td>8160</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2025</td><td>Kayaku Advanced Materials</td><td>Y111069 0500L1GL</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 développeur</td><td>Kayaku Advanced Materials</td><td>Y020100 4000L1PE</td><td></td></tr><tr><td>Conception chirurgicale Royaltek Lames de scalpel chirurgical en acier inoxydable</td><td>fisher scientific</td><td>22-079-684</td><td></td></tr><tr><td>SYLGARD TM 184 Kit d’élastomère de silicone (PDMS)</td><td>Dow Corning</td><td>2065622</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à seringue</td><td>New Era Pump System, Inc</td><td>NE-4000</td><td></td></tr><tr><td>Triéthanolamine</td><td>Sigma-aldrich</td><td>T58300-25G</td><td></td></tr><tr><td>TrypLE Express</td><td>Gibco</td><td>12604-013</td><td></td></tr><tr><td>Tube Tygon (0,02 » D.I. x 0,06 » D.E.)</td><td>Cole-Parmer</td><td>06419-01</td><td></td></tr><tr><td>Tube Tygon (0,04 » D.I. x 0,07 » D.E.)</td><td>Cole-Parmer</td><td>06419-04</td><td></td></tr><tr><td>Nettoyeur à ultrasons FS20D</td><td>Fisher Scientific</td><td>CPN-962-152R</td><td></td></tr><tr><td>Dessiccateur sous vide</td><td>Bel-Art</td><td>F42025-0000</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss Stemi DV4 Stéréomicroscope 8x-32x</td><td>ZEISS</td><td>435421-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>&mu ; Enregistreur laser PG 101</td><td>Heidelberg Instruments</td><td>HI 1128</td><td></td></tr></tbody></table>

fabrication microfluidique de microcapsules noyau-coquille transportant des sphéroïdes de cellules souches pluripotentes humaines

Microfluidic Fabrication of Core-Shell Microcapsules carrying Human Pluripotent Stem Cell Spheroids

Les cultures tridimensionnelles (3D) ou sphéroïdes de cellules souches pluripotentes humaines (CSEh) offrent les avantages d’une différenciation améliorée et d’une évolutivité améliorée. Dans cet article, nous décrivons une stratégie pour la formation robuste et reproductible de sphéroïdes hPSC où un dispositif de focalisation d’écoulement coaxial est utilisé pour piéger les hPSC à l’intérieur de microcapsules noyau-coque. La solution de base contenait une suspension unicellulaire de CSEh et a été rendue visqueuse par l’incorporation de poly(éthylène glycol) (PEG) de haut poids moléculaire et de milieux de gradient de densité. Le flux de coquille composé de maléimide de bras PEG-4 ou PEG-4-Mal et s’écoulait le long du flux de noyau vers deux jonctions pétrolières consécutives. La formation de gouttelettes s’est produite à la première jonction d’huile avec une solution de coquille s’enroulant autour du noyau. La réticulation chimique de la coquille s’est produite au deuxième carrefour d’huile en introduisant un réticulant di-thiol (1,4-dithiothréitol ou DTT) dans ces gouttelettes. Le réticulant réagit avec les groupes fonctionnels de maléimide via la chimie du clic, ce qui entraîne la formation d’une coquille d’hydrogel autour des microcapsules. Notre technologie d’encapsulation a produit des capsules de 400 μm de diamètre à raison de 10 capsules par seconde. Les capsules résultantes avaient une coquille d’hydrogel et un noyau aqueux qui permettaient aux cellules individuelles de s’assembler rapidement en agrégats et de former des sphéroïdes. Le processus d’encapsulation n’a pas eu d’effet négatif sur la viabilité des CSH, avec une viabilité de >95 % observée 3 jours après l’encapsulation. À titre de comparaison, les CSEh encapsulés dans des microparticules de gel solide (sans noyau aqueux) n’ont pas formé de sphéroïdes et avaient une viabilité de <50% 3 jours après l’encapsulation. La formation de sphéroïdes de CSEh à l’intérieur des microcapsules noyau-enveloppe s’est produite dans les 48 heures suivant l’encapsulation, le diamètre du sphéroïde étant fonction de la densité d’inoculation cellulaire. Dans l’ensemble, la technologie d’encapsulation microfluidique décrite dans ce protocole était bien adaptée à l’encapsulation des HSPC et à la formation de sphéroïdes.

En suivant le protocole mentionné ci-dessus, le lecteur sera en mesure de fabriquer des dispositifs microfluidiques et de produire des microcapsules porteuses de cellules. La figure 3A montre des exemples de microcapsules optimales et sous-optimales fabriquées à l’aide de la génération de gouttelettes microfluidiques. Différentes formulations de PEG-4-Mal ont donné lieu à des capsules de morphologies variables - les capsules ridées étaient associées à une mauvaise gélification, à une faible ...

Cet article décrit l’encapsulation de cellules souches pluripotentes humaines (CSEh) à l’aide d’un dispositif de focalisation à flux coaxial. Nous démontrons que cette technologie d’encapsulation microfluidique permet la formation efficace de sphéroïdes hPSC.

Fabrication microfluidique de microcapsules noyau-coquille transportant des sphéroïdes de cellules souches pluripotentes humaines

Three-dimensional (3D) or spheroid cultures of human pluripotent stem cells (hPSCs) offer the benefits of improved differentiation outcomes and ...

La zone est considérée comme intéressant pour les cultures 3D de cellules souches pluripotentes humaines en raison de l’amélioration de la pluripotence et du potentiel de différenciation que cette culture a formé. Nous avons décrit notre stratégie d’encapsulation qui conduit à la formation reproductible de sphéroïdes de cellules souches pluripotentes humaines. Une fois encapsulés, ces sphéroïdes de cellules souches se prêtent à la culture, soit dans des plaques multi-puits, soit dans des bioréacteurs agités.Notre stratégie d’encapsulation consiste à optimiser la capacité de survie à la peste et la haute efficacité de la formation de sphéroïdes. Les sphéroïdes encapsulés sont protégés contre le cisaillement ou l’énergie mécanique associée à l’agitation ou au balancement. Le développement de cellules souches dérivées de la thérapie cellulaire dépend en partie de la capacité à générer le produit cellulaire souhaité de manière évolutive, efficace et rentable.La technologie d’encapsulation décrite ici représente un pas dans cette direction. La technologie d’encapsulation décrite ici sera probablement applicable à la culture 3D de divers types de cellules, d’autres cellules à d’autres cellules souches pluripotentes. Commencez par préparer 30 millilitres de solution mère de deux fois le noyau en mélangeant 4,8 grammes de PEG de 35 kilodaltons, 10,2 millilitres de milieux à gradient de densité et 19,8 millilitres de milieux DMEM/F-12.Ensuite, filtrez cette solution de base à l’aide d’un filtre à seringue de 0,22 micromètre. Ensuite, préparez 50 millilitres d’huile minérale avec 3% de tensioactif en mélangeant 48,5 millilitres d’huile minérale et 1,5 millilitre de tensioactif. Ensuite, stérilisez la solution en la faisant passer à travers un filtre à seringue de 0,22 micromètre.Ensuite, préparez 1 TNT molaire, 1 solution molaire de TEA et 1% de PF127, comme décrit dans le manuscrit du texte. Ensuite, préparez une émulsion de réticulation en mélangeant 4,5 millilitres d’huile minérale avec 3% de tensioactif et 300 microlitres de 1 molaire DTT. Après avoir vortexé la solution pendant deux minutes, soniquer pendant 45 à 60 minutes dans un bain à ultrasons à 20 degrés Celsius et charger dans une seringue de 5 millilitres avec une aiguille de calibre 27.Ensuite, préparez une solution d’huile de protection en chargeant l’huile minérale avec 0,5% de tensioactif dans une seringue de 5 millilitres avec une aiguille de calibre 27. Pour préparer la solution de coquille, ajouter 32 milligrammes de maléimide PEG4 dans 400 microlitres de DPBS. Ensuite, ajoutez 6 microlitres de 1 molaire TEA.Vortex la solution pendant 2 minutes et centrifugez-la à travers un filtre à rotation. Conservez la solution dans l’obscurité sur la bascule pendant 30 minutes avant de la charger dans une seringue de 1 millilitre avec une aiguille de calibre 27. Enfin, préparez la solution de base finale en re-suspendant 20 millions de hPSC dans 200 microlitres et mélangez avec 30 microlitres de 1% PF127 et 200 microlitres de solution de noyau 2X.Insérez une petite barre d’agitation dans une seringue de 1 millilitre. Ensuite, chargez la solution de noyau contenant la cellule dans la seringue avec une aiguille de calibre 27. Commencez par placer le dispositif de gouttelettes PDMS collé, 4 pièces de 20 centimètres de long et 1 pièce de microtubes d’entrée de 5 centimètres de long, 1 pièce de tube de sortie de 10 centimètres et 6 pièces de tubes d’ajustement de 0,5 centimètre sous la source de lumière germicide pendant 30 minutes pour la stérilisation.Maintenant, insérez les 4 pièces de microtubes d’entrée de 20 centimètres de long dans la coque, l’huile, l’émulsion de réticulation et les entrées de dispositif de dissociation à l’aide de pinces. Ensuite, insérez l’extrémité opposée des tubes dans l’aiguille de la seringue avec la solution correspondante. Pendant ce temps, connectez l’entrée du noyau des dispositifs microfluidiques et la sortie des dispositifs de dissociation avec un microtube de 5 centimètres.Insérez 1 tube de sortie dans l’orifice de sortie fluidique et placez l’extrémité opposée dans un réservoir de collecte. Ensuite, placez l’appareil sur une scène de microscope et fixez le tube pour éviter tout mouvement. Alignez et concentrez le microscope sur la buse de l’appareil pour l’inspection du débit.Placez chaque seringue sur différentes pompes à seringue et fixez-la correctement. Programmez chaque pompe selon les protocoles du fabricant aux débits mentionnés dans le manuscrit textuel, et démarrez le débit dans toutes les pompes. Attendez que chaque fluide pénètre dans l’appareil et remplissez les canaux tout en poussant l’air restant.Lorsque la formation de la capsule est stabilisée, placez l’extrémité opposée du tube de collecte dans un nouveau tube conique contenant 5 millilitres de milieu mTeSR. Une fois que suffisamment de capsules sont collectées, incuubez-les pendant 10 minutes. Les capsules résidant dans la phase huileuse seront en haut du tube, qui sédimente vers le bas en tapotant doucement le tube.Pour récupérer les capsules, commencez par retirer l’huile du tube de collecte. Ensuite, placez les capsules sur une passoire cellulaire de 100 micromètres de la taille d’un pore et lavez la passoire avec de grandes quantités de support. Inverser le filtre sur le dessus d’un puits d’une plaque de culture à 6 puits et recueillir les microcapsules en faisant passer 2 millilitres de média à travers le filtre.Incuber les capsules de cellules souches dans un plat de culture à 6 puits à 37 degrés Celsius avec 5% de dioxyde de carbone. Changez le média tous les deux jours en collectant les capsules sur un filtre à tamis cellulaire, en les lavant avec un excès de média et en les remettant en suspension dans un nouveau puits dans des plaques à 6 puits avec un support de 2 millilitres. Effectuer un test de viabilité en ajoutant 4 microlitres de 2 micromolaires d’Ethidium Homodimer-1 et 1 microlitre des 4 solutions micromolaires de Calcein-AM à 2 millilitres de DPBS stérile.Vortex pour assurer un mélange complet. Recueillir environ 100 microcapsules sur une passoire cellulaire et les rincer avec du DPBS stérile pour permettre la diffusion du milieu hors des capsules. Les recueillir à nouveau dans une plaque de culture à 12 puits en utilisant 1 millilitre de la solution préparée contenant De l’homodimère d’éthidium 1 et de la calcéine AM et incuber à 37 degrés Celsius pendant 20 minutes.Visualisez les cellules sous un microscope à fluorescence. Les microcapsules optimales et sous-optimales fabriquées à l’aide de la génération de gouttelettes microfluidiques ont montré des différences dans la morphologie de la capsule en fonction de la teneur en PEG4-Maléimide dans la coquille. Les capsules lisses aux bords brillants sont associées à l’intégrité mécanique souhaitée.L’agrégation des perles au centre des capsules indique que le noyau était aqueux et que les perles étaient libres de se déplacer. L’anneau fluorescent indiquait la présence d’une coquille d’hydrogel et était utilisé pour déterminer l’épaisseur de la coque. Des colorations vivantes ou mortes 6 heures après l’encapsulation des cellules H9 ont montré que les cellules atteignaient régulièrement plus de 95% de viabilité pendant les cycles d’encapsulation.En comparant le taux de croissance et le potentiel de différenciation des sphéroïdes encapsulés par rapport aux sphéroïdes non encapsulés. Il a été déterminé que le processus d’encapsulation n’a pas d’effets néfastes sur les CSEh. N’oubliez pas qu’il est important d’établir un rapport de débit optimal entre la coque du noyau et les flux de pétrole.Ne pas le faire peut entraîner des capsules qui ne seront pas mécaniquement solides et peuvent se rompre pendant la manipulation. Nous tenons à souligner que cette technique d’encapsulation était destinée à des types de cellules autres que les cellules souches pluripotentes humaines. Nous avons encapsulé, principalement hypothétisé, des lignées cellulaires cancéreuses et des cellules souches mésenchymateuses à l’aide d’une stratégie similaire.Actuellement, notre équipe développe la prochaine génération de microcaptures. Ces microcaptures sont bioactives et peuvent être chargées de facteurs croisés pour la différenciation encapsulée des cellules souches.

microfluidic-fabrication-core-shell-microcapsules-carrying-human

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Nous présentons deux procédés pour la microfabrication de puces polymère poreux pour la culture cellulaire en trois dimensions. Le premier est gaufrage à chaud combiné avec un processus de soudage à la vapeur de solvant. Le second utilise un procédé développé récemment microthermoforming combinée à la technologie d'ions piste menant à une simplification significative de la fabrication.

La microfabrication de Chip entreprises Échafaudages pour la culture cellulaire en trois dimensions

Un dispositif de cloisonnement microfluidique pour étudier la migration des cellules souches du cancer est décrit. Cette nouvelle plate-forme crée un microenvironnement cellulaire viable et permet la visualisation microscopique de locomotion de cellules vivantes. Très mobiles cellules cancéreuses sont isolées pour étudier les mécanismes moléculaires de l'infiltration agressive, pouvant conduire à des thérapies plus efficaces futures.

Évaluation de la migration des cellules souches du cancer utilisant compartimenter dispositifs microfluidiques et imagerie des cellules vivantes

Nous avons mis au point une méthode d’encapsulation de cellules souches pluripotentes (cellules PS) dans des capsules d’hydrogel d’alginate à l’aide d’une buse coaxiale.  Cela empêche les cellules de s’agréger excessivement et limite le stress de cisaillement subi par les cellules en culture en suspension.  La technique est applicable à la production de masse de cellules PS ainsi qu’à la recherche sur la niche des cellules souches.

Encapsulation alginate de cellules souches pluripotentes en utilisant une buse de co-axiale

Ce manuscrit présente une méthode robuste de fabrication micropuits concaves sans la nécessité d’installations complexes de desserte à coût élevé. En utilisant la force magnétique, billes en acier et un tableau d’à travers-trou, plusieurs centaines micropuits ont été formées dans un substrat de polydiméthylsiloxane (PDMS) 3 cm x 3 cm.

Une perle apparié et aimant tableau pour le moulage des micropuits avec des géométries variables Concave

Nous présentons un dispositif microfluidique centrifuge à moteur qui peut cultiver des sphéroïdes cellulaires. À l'aide de cet appareil, les sphéroïdes de types de cellules simples ou multiples pourraient être facilement cocultivés dans des conditions de haute gravité.

Plateforme Lab-on-a-CD pour générer des sphéroïdes multicellulaires tridimensionnels

Nous décrivons ici une méthodologie facile à utiliser pour générer des réseaux de microtissus cardiaques auto-assemblés en 3D composés de cardiomyocytes, de fibroblastes cardiaques et de cellules endothéliales prédé différenciés dérivés de cellules souches pluripotentes induites par l’homme. Cette technique conviviale et nécessitant des cellules basses pour générer des microtissus cardiaques peut être mise en œuvre pour la modélisation de la maladie et les premiers stades du développement de...

Fabrication de réseaux de microtissus cardiaques 3D à l’aide de cardiomyocytes, de fibroblastes cardiaques et de cellules endothéliales dérivés de l’iPSC humain

Le protocole décrit la génération de sphéroïdes à haut débit pour la bio-impression à l’aide de l’analyse multiparamétrique de leur oxygénation et de leur mort cellulaire sur un microscope à fluorescence standard. Cette approche peut être appliquée pour contrôler la viabilité des sphéroïdes et effectuer une normalisation, ce qui est important dans la modélisation des tissus 3D, le microenvironnement tumoral et la biofabrication réussie des (micro)tissus.

Biofabrication assistée par microscopie à oxygène abordable de sphéroïdes multicellulaires

Ici, nous décrivons la production à grande échelle de sphéroïdes stromaux / cellules souches (ASC) dérivés des adipeux à l’aide d’un système de pipetage automatisé pour ensemencer la suspension cellulaire, assurant ainsi l’homogénéité de la taille et de la forme des sphéroïdes. Ces sphéroïdes ASC peuvent être utilisés comme blocs de construction pour les approches de bio-impression 3D.

Production automatisée à grande échelle de sphéroïdes de cellules souches dérivées de cellules adipeuses pour la bioimpression 3D

Le protocole actuel décrit une technique permettant de produire des sphéroïdes tissulaires à grande échelle de manière rentable à l’aide d’un dispositif imprimé en 3D semblable à un tampon.

Génération de sphéroïdes tissulaires à l’aide d’un dispositif imprimé en 3D semblable à un tampon

Un ensemble de protocoles pour la génération et la cryoconservation de sphéroïdes cardiaques (CS) à partir de cardiomyocytes dérivés de cellules souches pluripotentes induites par l’homme cultivés dans un format multidimensionnel à haut débit est présenté. Ce modèle tridimensionnel fonctionne comme une plate-forme robuste pour la modélisation des maladies, les criblages à haut débit et conserve sa fonctionnalité après cryoconservation.

Génération, criblage à haut débit et biobanque de sphéroïdes cardiaques dérivés de cellules souches pluripotentes d’origine humaine

Nous présentons ici un protocole qui permet une fabrication rapide, robuste et peu coûteuse de sphéroïdes tumoraux, suivie d’une encapsulation d’hydrogel. Il est largement applicable car il ne nécessite pas d’équipement spécialisé. Il serait particulièrement utile pour explorer les interactions sphéroïde-matrice et construire des modèles de physiologie tissulaire ou de pathologie in vitro .

Fabrication et encapsulation de sphéroïdes tumoraux dans des hydrogels de polyéthylène glycol pour étudier les interactions sphéroïde-matrice

Découvrez la fabrication microfluidique de microcapsules noyau-coquille pour encapsuler des sphéroïdes de cellules souches pluripotentes humaines. Cette méthode améliore la viabilité et protège contre les contraintes mécaniques.

Fabrication microfluidique de microcapsules noyau-coquille transportant des sphéroïdes de cellules souches pluripotentes humaines (Vidéo) | JoVE Journal

Fabrication microfluidique de microcapsules noyau-coquille transportant des sphéroïdes de cellules souches pluripotentes humaines

Explorer plus de vidéos