Name: Méthode simple modifiée pour l’induction d’un infarctus du myocarde chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 29 s
Description: Découvrez une méthode simplifiée d'induction d'infarctus du myocarde chez la souris utilisant du matériel chirurgical courant. Cette technique permet d'étudier le remodelage cardiaque post-infarctus et d'évaluer de nouvelles thérapeutiques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (81930007, 81625002, 81800307, 81470389, 81500221, 81770238), du Shanghai Outstanding Academic Leaders Program (18XD1402400), de la Commission des sciences et de la technologie de la municipalité de Shanghai (201409005200), du Shanghai Pujiang Talent Program (2020PJD030) et de la China Postdoctoral Science Foundation (2020M671161, BX20190216).

Les expériences impliquant le travail sur les animaux sont réalisées avec toutes les approbations nécessaires du Comité d’éthique du bien-être des animaux de laboratoire de l’hôpital Renji, Université Jiao Tong de Shanghai, École de médecine (R52021-0506). Des souris C57BL/6J femelles et mâles âgées de 8 à 10 semaines ont été utilisées dans l’étude.
1. Préparation de l’équipement d’anesthésie simplifié (FACULTATIF)
REMARQUE : Il s’agit d’une configuration préopératoire facultative et peut être remplacée par une anesthésie titrable comme mentionné à la section 2. Le comité d’éthique animale de l’établissement et le ou les vétérinaires doivent être consultés avant d’adapter cette configuration aux procédures animales.
<ol><li>Prenez un tube à centrifuger de 15 mL et faites une coupe perpendiculaire à l’axe long du tube à environ 3 cm de l’ouverture. REMARQUE : Assurez-vous que la coupe est supérieure à la moitié de la circonférence circulaire de la lumière du tube afin que la valve puisse être insérée avec succès.</li>
	<li>Percez des trous (diamètre 2 mm) au niveau de la paroi du tube à centrifuger entre la coupe et l’ouverture du tube.</li>
	<li>Découpez un morceau de la valve de taille appropriée dans une feuille de plastique et insérez la valve dans la coupe sur la paroi du tube. REMARQUE : La valve peut être utilisée pour contrôler le taux de libération de l’isoflurane en modifiant la profondeur de l’insertion.</li>
	<li>À l’intérieur d’une hotte, ouvrez le fond du tube et connectez-le à l’alimentation en oxygène. Placez une boule de coton près de l’extrémité inférieure du tube, ajoutez une charge de 0,5 mL d’isoflurane (tel qu’obtenu, voir le tableau des matériaux) sur la boule de coton et fermez la valve.</li>
	<li>Testez l’efficacité de l’anesthésie en masquant les souris avec des tubes préparés comme décrit ci-dessus. Surveillez la fréquence respiratoire et la profondeur de l’anesthésie en fonction de la réponse de pincement des orteils. REMARQUE : Une fréquence respiratoire inférieure à 10 fois/10 s suggère une anesthésie excessive et la profondeur d’insertion de la valve doit être ajustée. Pour toutes les procédures impliquant une anesthésie, un filtre à gaz rempli de feuilles de charbon actif doit être utilisé (Figure 1A-i) et la chirurgie doit être effectuée à l’intérieur d’une cagoule.</li>
</ol>2. Préparation opératoire et anesthésie
<ol><li>Préparez et stérilisez tous les instruments nécessaires le jour de l’opération, y compris une paire de pinces, un hémostat micro-moustique, une paire de ciseaux chirurgicaux, deux paires de porte-aiguilles, une suture chirurgicale en soie 4-0, une suture chirurgicale en soie 6-0, un filtre à gaz et une source de lumière (voir le tableau des matériaux) (figure 1A).</li>
	<li>Mettez un masque chirurgical et des gants stériles.</li>
	<li>Appliquez la crème dépilatoire sur la poitrine de la souris et attendez 1 min. Essuyez délicatement la crème dépilatoire et les cheveux avec de la gaze humide.</li>
	<li>Tenez la souris avec la main dominante après l’épilation. Induire l’anesthésie par inhalation d’isoflurane vaporisé (4 %) avec apport d’oxygène (1 L/min) et maintenir à 2-3 % d’isoflurane.</li>
	<li>Confirmer l’anesthésie adéquate par l’absence de réponse de pincement des orteils.</li>
	<li>Appliquez une crème stérile pour les yeux sur les deux yeux pour prévenir la sécheresse de la cornée.</li>
	<li>Fixez les souris sur une plate-forme chirurgicale en position couchée. Appliquez trois fois des tampons à base de povidone iodée (voir le tableau des matériaux) sur la poitrine et couvrez la poitrine désinfectée avec un champ stérile.</li>
</ol>3. Induction de l’infarctus du myocarde
<ol><li>Changez les gants contaminés pour assurer la stérilité.</li>
	<li>Faites une incision cutanée de 0,5 cm le long de la ligne reliant le xiphoïde et l’aisselle après le blocage local avec la lidocaïne.</li>
	<li>Séparez carrément les muscles pectoraux majeurs et pectoraux mineurs à l’aide d’une pince et d’un micro-moustique hémostatique pour exposer le quatrième espace intercostal.</li>
	<li>Ouvrez le quatrième espace intercostal à l’aide d’un micro-hémostat de moustique.</li>
	<li>Extériorisez le cœur en poussant le cœur vers le quatrième espace intercostal avec l’index de la main gauche.</li>
	<li>Fixez le cœur avec la main gauche et ligaturez la branche descendante antérieure gauche avec une suture 6-0 à 3 mm de son origine.</li>
	<li>Replacez rapidement le cœur dans la cavité thoracique. REMARQUE : Il est sécuritaire d’extérioriser le cœur pendant moins de 30 s.</li>
	<li>Évacuez l’air de la cavité thoracique en appuyant doucement sur la cavité thoracique manuellement.</li>
	<li>Fermez la couche musculaire sur les côtes avec une suture en soie 6-0.</li>
	<li>Fermez la peau avec une suture en soie 4-0.</li>
	<li>Placez les souris sur un tampon (37 °C) immédiatement après l’opération.</li>
	<li>Injectez de la buprénorphine (0,05 à 0,1 mg/kg) par voie sous-cutanée toutes les 4 à 6 heures pour réduire la douleur postopératoire jusqu’à 72 heures.</li>
	<li>Remettez les souris opérées dans des cages lorsqu’elles sont complètement rétablies. REMARQUE : Les souris seront complètement rétablies dans les 3 à 5 minutes suivant la chirurgie.</li>
	<li>Surveillez attentivement les souris et donnez-leur de la nourriture humide jusqu’à 7 jours.</li>
</ol>4. Prélèvement des tissus
<ol><li>Sacrifiez les souris à différents moments après l’établissement de l’infarctus du myocarde par luxation cervicale.</li>
	<li>Fixez les souris sacrifiées sur la plate-forme chirurgicale en position couchée.</li>
	<li>Faites une incision ventrale (~3-4 cm) dans la partie supérieure de l’abdomen. Coupez les côtes des deux côtés de la cavité thorax et retirez le diaphragme.</li>
	<li>Perfuser le cœur avec 10 mL de solution saline tamponnée au phosphate froid (1x PBS, 4 °C) par injection intraventriculaire.</li>
	<li>Prélevez le cœur en coupant la racine aortique et conservez immédiatement le cœur à -80 °C. REMARQUE : Selon l’expérience des auteurs, il est possible d’effectuer une coloration TTC dans les deux semaines suivant le stockage.</li>
	<li>Colorer le cœur avec du chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC).<ol><li>Coupez le cœur congelé en sections de 1 mm d’épaisseur sur de la glace à l’aide de lames de rasoir.</li>
		<li>Incuber les tranches de cœur préparées dans une solution de TTC à 1 % (dissoute dans 1x PBS) à 37 °C pendant 10-15 min. REMARQUE : Après 15 minutes d’incubation, jetez la solution de TTC et plongez les tranches de cœur tachées dans 1x PBS.</li>
	</ol></li>
	<li>Photographiez les tranches à l’aide d’un appareil photo numérique.</li>
</ol>

<ol><li>Fu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+and+efficient+method+for+in+vivo+cardiac-specific+gene+manipulation+by+intramyocardial+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A simple and efficient method for in vivo cardiac-specific gene manipulation by intramyocardial injection in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (134), e57074(2018).</li>
<li>Pell, S., Fayerweather, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trends+in+the+incidence+of+myocardial+infarction+and+in+associated+mortality+and+morbidity+in+a+large+employed+population%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Trends in the incidence of myocardial infarction and in associated mortality and morbidity in a large employed population.</a> The New England Journal of Medicine. 312 (16), 1005-1011 (1985).</li>
<li>Ramunddal, T., Gizurarson, S., Lorentzon, M., Omerovic, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antiarrhythmic+effects+of+growth+hormone--in+vivo+evidence+from+small-animal+models+of+acute+myocardial+infarction+and+invasive+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electrocardiology%22%5BJournal%5D)">Antiarrhythmic effects of growth hormone--in vivo evidence from small-animal models of acute myocardial infarction and invasive electrophysiology.</a> Journal of Electrocardiology. 41 (2), 144-151 (2008).</li>
<li>Tabrizchi, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%CE%B2-blocker+therapy+after+acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Review+of+Cardiovascular+Therapy%22%5BJournal%5D)">β-blocker therapy after acute myocardial infarction.</a> Expert Review of Cardiovascular Therapy. 11 (3), 293-296 (2013).</li>
<li>Virani, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics-2020+update%3A+A+report+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association.</a> Circulation. 141 (9), 139(2020).</li>
<li>Cahill, T. J., Choudhury, R. P., Riley, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+regeneration+and+repair+after+myocardial+infarction%3A+Translational+opportunities+for+novel+therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">Heart regeneration and repair after myocardial infarction: Translational opportunities for novel therapeutics.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 16 (10), 699-717 (2017).</li>
<li>Froese, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anti-androgenic+therapy+with+finasteride+improves+cardiac+function%2C+attenuates+remodeling+and+reverts+pathologic+gene-expression+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Anti-androgenic therapy with finasteride improves cardiac function, attenuates remodeling and reverts pathologic gene-expression after myocardial infarction in mice.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 122, 114-124 (2018).</li>
<li>Wang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defective+branched+chain+amino+acid+catabolism+contributes+to+cardiac+dysfunction+and+remodeling+following+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Defective branched chain amino acid catabolism contributes to cardiac dysfunction and remodeling following myocardial infarction.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 311 (5), 1160-1169 (2016).</li>
<li>Acikel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effects+of+dantrolene+against+myocardial+injury+induced+by+isoproterenol+in+rats%3A+Biochemical+and+histological+findings%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Protective effects of dantrolene against myocardial injury induced by isoproterenol in rats: Biochemical and histological findings.</a> International Journal of Cardiology. 98 (3), 389-394 (2005).</li>
<li>vanden Bos, E. J., Mees, B. M. E., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+cryoinjury-induced+myocardial+infarction+in+the+mouse%3A+A+comparison+with+coronary+artery+ligation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).</li>
<li>Guo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Demonstration+of+an+early+and+a+late+phase+of+ischemic+preconditioning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Demonstration of an early and a late phase of ischemic preconditioning in mice.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 275 (4), 1375-1387 (1998).</li>
<li>Kumar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+myocardial+infarction%3A+Mainstay+in+clinical+translation%5BTitle%5D)+AND+%22Regulatory+Toxicology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 76, 221-230 (2016).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).</li>
<li>Johns, T. N., Olson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+myocardial+infarction.+I.+A+method+of+coronary+occlusion+in+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Experimental myocardial infarction. I. A method of coronary occlusion in small animals.</a> Annals of Surgery. 140 (5), 675-682 (1954).</li>
<li>Ahn, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+myocardial+infarcts+of+a+predictable+size+and+location+by+branch+pattern+probability-assisted+coronary+ligation+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Induction of myocardial infarcts of a predictable size and location by branch pattern probability-assisted coronary ligation in C57BL/6 mice.</a> American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 286 (3), 1201-1207 (2004).</li>
<li>Gao, E., Koch, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+efficient+model+of+coronary+artery+ligation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">A novel and efficient model of coronary artery ligation in the mouse.</a> Methods in Molecular Biology. 1037, 299-311 (2013).</li>
<li>Most, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+S100A1+protein+levels+determine+contractile+performance+and+propensity+toward+heart+failure+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardiac S100A1 protein levels determine contractile performance and propensity toward heart failure after myocardial infarction.</a> Circulation. 114 (12), 1258-1268 (2006).</li>
<li>Christia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+characterization+of+myocardial+inflammation%2C+repair%2C+and+remodeling+in+a+mouse+model+of+reperfused+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Histochemistry+%26+Cytochemistry%22%5BJournal%5D)">Systematic characterization of myocardial inflammation, repair, and remodeling in a mouse model of reperfused myocardial infarction.</a> Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 61 (8), 555-570 (2013).</li>
<li>Frantz, S., Bauersachs, J., Ertl, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-infarct+remodelling%3A+Contribution+of+wound+healing+and+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Post-infarct remodelling: Contribution of wound healing and inflammation.</a> Cardiovascular Research. 81 (3), 474-481 (2008).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le présent rapport a démontré un protocole simple pour l’induction de l’IM chez la souris avec des matériaux facilement disponibles, qui a été modifié à partir d’une méthode rapportée par Gao16. Les modèles murins d’IM sont indispensables pour l’exploration mécanistique et le dépistage de médicaments pour le dysfonctionnement et le remodelage post-IM12. Parmi les techniques existantes d’induction de l’IM, la ligature de l’artère coronaire représente la plus couramment prati...

L’infarctus du myocarde (IM) représente l’une des principales causes de décès et d’invalidité dans le monde 1,2,3,4,5. Malgré une reperfusion rapide, il existe actuellement un manque de thérapies efficaces pour traiter le remodelage cardiaque post-IM. En conséquence, des efforts considérables ont été faits pour l’exploration mécanistique et l’exploitation thérapeutique de l’IM 6,7,8. Il convient de noter que l’établissement de modèles d’IM est une condition préalable à l’atteinte de ces objectifs.
Plusieurs méthodes (p. ex., traitement à l’isoprotérénol, cryolésion, ligature de l’artère coronaire, etc.) ont été proposées pour induire des modèles d’IM chez les petits animaux. Le traitement à l’isoprotérénol est une méthode simple d’induction de l’IM, mais il ne peut pas induire d’infarctus de la zone ciblée9. La cryolésion conduit à une nécrose myocardique via la génération de cristaux de glace et une perturbation de la membrane cellulaire plutôt qu’à une ischémie directe10. En revanche, la ligature de l’artère coronaire permet un contrôle précis du site d’occlusion et de l’étendue de la zone de l’infarctus et récapitule fidèlement la réponse de remodelage après l’infarctus11,12. La ligature de l’artère coronaire est généralement effectuée après l’intubation, la ventilation mécanique et la thoracotomie, ce qui est techniquement difficile13,14. Plusieurs protocoles modifiés pour la ligature de l’artère coronaire (p. ex., sans ventilation) ont été rapportés et ont potentialisé l’induction de l’IM, mais il manque des démonstrations visuelles détaillées15,16,17. Ces questions constituent un obstacle financier et technique important pour les groupes qui souhaitent s’engager dans la recherche à l’aide de modèles d’IM. Ce rapport présente une approche pour l’induction de l’IM chez la souris. La méthode actuelle est simple, permet de gagner du temps et utilise des outils et des équipements chirurgicaux que l’on trouve facilement dans la plupart des laboratoires.

<table><tbody><tr><td>Chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium</td><td>SIGMA</td><td>T8877-25G</td><td>Coloration TTC</td></tr><tr><td>4-0 Suture en soie</td><td>YUANKANG</td><td>4-0</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>HIRAYAMA</td><td>HVE-50</td><td>Stérilisation pour la</td></tr><tr><td>buprénorphine</td><td>solide Qinghai Pharmaceutical FACTORY Co., Ltd.</td><td>H10940181</td><td>réduire les douleurs postopératoires</td></tr><tr><td>Tube de centrifugation</td><td>Biological Hope</td><td>1850-K</td><td>15ML</td></tr><tr><td>Crème dépilatoire</td><td>ZIKER BIOTECHNOLOGY</td><td>ZK-L2701</td><td>Agent d’épilation pour animaux de laboratoire</td></tr><tr><td>Forcep</td><td>RWD</td><td>F12028</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Filtre à gaz</td><td>ZHAOXIN</td><td>SA-493</td><td>Protection de l’opérateur</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD</td><td>20071302</td><td>Utilisé pour l’anesthésie</td></tr><tr><td>Source lumineuse</td><td>Beijing PDV</td><td>LG-150B</td><td>Lampe opératoire</td></tr><tr><td>Micro-moustique</td><td>hémostatique FST</td><td>13011-12</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td></td><td>Aiguille BINXIONG</td><td>42180104</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Aiguille et suture en soie 6-0</td><td>JIAHE</td><td>SC086</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>ShangHaiJZ</td><td>J32030</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>ShangHaiJZ</td><td>J32010</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Écouvillons à la povidone iodée SingleLady</td><td></td><td>GB26368-2010</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux</td> de désinfection de la peau <td>CNSTRONG</td><td>JYJ1030</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Crème stérile pour les yeux</td><td>Shenyang Xingqi Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>H10940177</td><td>prévenir la sécheresse cornéenne</td></tr><tr><td>Système d’imagerie par ultrasons à ultra-haute résolution pour les petits animaux</td><td>VisualSonics</td><td>Vevo 2100</td><td>Analyse échocardiographique</td></tr></tbody></table>

méthode simple modifiée pour l’induction d’un infarctus du myocarde chez la souris

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

L’infarctus du myocarde (IM) représente l’une des principales causes de décès. Les modèles d’IM sont largement utilisés pour étudier les mécanismes pathologiques du remodelage post-IM et l’évaluation de nouvelles thérapies. Différentes méthodes (p. ex., traitement à l’isoprotérénol, cryolésion, ligature de l’artère coronaire, etc.) ont été utilisées pour induire l’infarctus du myocarde. Par rapport au traitement à l’isoprotérénol et à la cryolésion, la ligature de l’artère coronaire peut mieux refléter la réponse ischémique et le remodelage chronique après l’infarctus du myocarde. Cependant, les méthodes traditionnelles de ligature coronaire chez la souris sont techniquement difficiles. La présente étude décrit un processus simple et efficace pour l’induction de l’IM chez la souris avec des matériaux facilement disponibles. La peau de la poitrine de la souris a été ouverte sous anesthésie stable. Le cœur a été immédiatement extériorisé à travers l’espace intercostal après une séparation brutale du grand pectoral et du petit pectoral. La branche descendante antérieure gauche (LAD) a été ligaturée avec une suture 6-0 à 3 mm de son origine. Après la ligature LAD, la coloration au chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC) a indiqué une induction réussie de l’IM et des changements temporels de la taille de la cicatrice post-IM. Pendant ce temps, les résultats de l’analyse de survie ont montré une mortalité manifeste dans les 7 jours suivant l’infarctus du myocarde, principalement en raison d’une rupture cardiaque. De plus, l’évaluation échocardiographique post-IM a démontré une induction réussie de la dysfonction contractile et du remodelage ventriculaire. Une fois maîtrisé, un modèle d’IM peut être établi chez la souris en 2 à 3 minutes avec des matériaux facilement disponibles.

Le protocole expérimental et certaines des étapes critiques sont illustrés à la figure 1. L’équipement d’anesthésie simplifiée induit l’anesthésie. Comme le montre la figure 2A, l’anesthésie induite était stable, comme en témoignent les fréquences respiratoires régulières (variaient de 90 à 107 respirations/min chez les souris testées). À la suite de la ligature de l’artère coronaire, l’analyse de coloration TTC a indiqué une induction réussie de l’infarctus du ...

Sous anesthésie adéquate, le cœur de la souris a été extériorisé par l’espace intercostal, et l’infarctus du myocarde a été induit avec succès en ligaturant l’artère descendante antérieure gauche (LAD) à l’aide de matériaux facilement disponibles dans la plupart des laboratoires.

Méthode simple modifiée pour l’induction d’un infarctus du myocarde chez la souris

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...

Ce rapport présente une approche unique pour l’induction de l’infarctus du myocarde chez la souris. La méthode actuelle est simple, permet de gagner du temps et utilise les tubes chirurgicaux et l’équipement que l’on trouve facilement dans la plupart des laboratoires. L’établissement de modèles d’infarctus du myocarde fournit une prémisse pour étudier les mécanismes passés du remodelage post-IM et la variation de nouvelles thérapies.Appliquez la crème dépilatoire sur la poitrine de la souris et attendez une minute. Essuyez ensuite délicatement la crème dépilatoire et les cheveux avec de la gaze humide. Fixez la souris sur une plate-forme chirurgicale en position couchée sur le dos.Désinfectez la zone chirurgicale comme décrit dans le texte. Placez ensuite un champ stérile autour de la zone désinfectée. Faites une incision cutanée de 0,5 centimètre le long de la ligne reliant le xiphoïde et l’aisselle, et séparez carrément les muscles pectoraux majeurs et pectoraux mineurs à l’aide de pinces.Ouvrez le quatrième espace intercostal à l’aide d’un hémostat Micro-Mosquito. Extériorisez le cœur en le poussant vers le quatrième espace intercostal avec l’index de la main gauche. Fixez le cœur avec la main gauche et ligaturez la branche descendante antérieure gauche avec une suture 6/0 à trois millimètres de son origine.Replacez rapidement le cœur dans la cavité thoracique. Évacuez l’air de la cavité thoracique en appuyant doucement sur la cavité thoracique. Pour la gestion de la douleur postopératoire, injectez de la buprénorphine par voie sous-cutanée toutes les quatre à six heures jusqu’à soixante-douze heures après la chirurgie.Placez la souris sur un coussin chauffant pour récupérer de l’anesthésie. Fixez la souris euthanasiée sur la plate-forme chirurgicale en position couchée. Faites une incision ventrale d’environ trois à quatre centimètres dans la partie supérieure de l’abdomen.Coupez les côtes des deux côtés de la cavité thorax, puis retirez le diaphragme. Perfuser le cœur avec 10 millilitres de PBS froid à quatre degrés Celsius 1X par injection intraventriculaire. Ensuite, collectez le cœur en coupant la racine aortique et en le stockant immédiatement à moins 80 degrés Celsius.Coupez le cœur congelé en sections d’un millimètre d’épaisseur sur de la glace à l’aide de lames de rasoir. Incuber les tranches de cœur préparées dans une solution à 1 % TTC dissoute dans un PBS 1X à 37 degrés Celsius pendant 10 à 15 minutes. Photographiez ensuite les tranches à l’aide d’un appareil photo numérique.Après la ligature de l’artère coronaire, l’analyse de coloration TTC a indiqué une induction réussie de l’infarctus du myocarde et des changements temporels de la taille de la cicatrice post-IM. Les résultats de l’analyse de survie ont montré une mortalité manifeste dans les sept jours suivant l’infarctus du myocarde chez les souris mâles et femelles C57BL/6J. La rupture ventriculaire était une cause fréquente de décès après l’IM.L’évaluation échocardiographique post-IM a démontré l’induction réussie d’un dysfonctionnement contractile et d’un remodelage ventriculaire. Lorsque vous essayez d’extérioriser le cœur, n’appuyez pas d’abord sur la cavité thoracique et, en suivant notre résistance, indique un besoin d’ajuster la direction par rapport à la louange pondérée. À la suite de cette procédure, une injection intramyocardique de vecteurs ou de cellules virales peut être réalisée pour tester l’efficacité des thérapies géniques ou des thérapies cellulaires en matière de maladies cardiaques.

a-modified-simple-method-for-induction-myocardial-infarction

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

La procédure chirurgicale utilisée pour induire un infarctus du myocarde expérimental chez la souris commence par thoracotomie gauche, entre le troisième et le quatrièmes nervures afin de visualiser la surface antérieure du cœur et le poumon gauche. L'artère coronaire gauche est ligaturée, la poitrine est fermée et la souris est autorisé à se rétablir spontanément.

Technique de modification de ligature de l&#39;artère coronaire chez la souris

Nous introduisons une méthode chirurgicale pour induire expérimental d'ischémie / reperfusion (I / R) des blessures pour simuler un infarctus du myocarde (IM) dans les modèles de souris qui permet une plus grande clarté dans le positionnement de la ligature sur l'artère interventriculaire antérieure gauche (LAD) d'augmenter la reproductibilité d'expériences MI chez la souris.

Un modèle murin d&#39;ischémie myocardique-reperfusion par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure

Un modèle hautement reproductible pour l’infarctus du myocarde chez la souris avec des manipulations minimes invasives est décrit. Le modèle peut être facilement réalisé, ce qui permet d’obtenir une reproductibilité et un taux de survie élevés. Ainsi, le modèle décrit réduira le nombre d’animaux requis comme l’exige le principe des 3R (Remplacement, Raffinement et Réduction).

Minimal intervention chirurgicale invasive d&#39;induire un infarctus du myocarde chez des souris

Au cours de la chirurgie d’ischémie/reperfusion myocardique murine, le placement correct de la ligature occlusive est généralement confirmé par l’observation visible de la pâleur myocardique. Ici, une méthode de confirmation électrocardiographique de l’ischémie et de la reperfusion, pour compléter la pâleur myocardique observée, est mise en évidence chez des souris mâles C57Bl/6.

Confirmation de Ischémie myocardique et reperfusion chez des souris à l&#39;aide Pad Surface électrocardiographie

Nous fournissons une méthode fiable pour la ligature de l’artère descendante antérieure gauche (LAD) dans un modèle murin. Cette méthode est comparativement moins invasive que les autres méthodes, impliquant l’intubation endotrachéale, une approche de thoracotomie gauche et la thoracentèse. Cette méthode peut être utilisée comme modèle pour l’infarctus du myocarde (IM) aigu et chronique.

Murine gauche interventriculaire antérieure (LAD) Coronary Artery Ligature: un modèle amélioré et simplifié pour Myocardial Infarction

Ici nous décrivons une procédure chirurgicale montrant comment réaliser la ligature permanente de l'artère coronaire descendante gauche-antérieure chez les souris. Ce modèle est d'une grande pertinence pour étudier la pathophysiologie de l'infarctus du myocarde et les processus biologiques concomitants.

Modèle d'infarctus myocarde de Murine utilisant la ligation permanente de l'artère coronaire descendante antérieure gauche

Cet article présente une méthode efficace pour effectuer l’ischémie myocardique et la reperfusion chronique suivante chez les rats utilisant une approche mini-invasive. En outre, la fonction hémodynamique ventriculaire gauche des rats est évaluée par échocardiographie et méthodes cardiaques de travail isolées.

Méthode invasive semi-minimale pour induire l’infarctus du myocarde chez les rats et l’évaluation de la fonction cardiaque par un système cardiaque de travail isolé

Ce protocole décrit les étapes pour induire un infarctus du myocarde chez la souris tout en préservant le péricarde et son contenu.

Un modèle intact de rongeur ischémique péricardique

Nous décrivons ici une méthode simple et reproductible qui peut induire un infarctus du myocarde ou une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris par ligature de précision de l’artère coronaire descendante antérieure gauche par micromanipulation.

Induction d’un infarctus du myocarde et d’une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris

Présenté ici est une procédure chirurgicale pour la ligature permanente de l’artère coronaire gauche chez la souris. Ce modèle peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et la réponse inflammatoire associée après un infarctus du myocarde.

Ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde

Découvrez une méthode simplifiée d'induction d'infarctus du myocarde chez la souris utilisant du matériel chirurgical courant. Cette technique permet d'étudier le remodelage cardiaque post-infarctus et d'évaluer de nouvelles thérapeutiques.

Méthode simple modifiée pour l’induction d’un infarctus du myocarde chez la souris

Explorer plus de vidéos