Name: Injection de cellules stroma dérivées du tissu adipeux porcin via la technologie waterjet (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-11-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Découvrez l'injection de cellules stromales par waterjet sans aiguille pour la thérapie cellulaire de l'incontinence urinaire. Cette technique précise améliore la viabilité cellulaire et la localisation tissulaire.

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Nous remercions nos co-auteurs des publications originales pour leur aide et leur soutien.

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Les auteurs J.K., M.D, T.A., A.S., W.K. A. n’ont rien à divulguer. Les auteurs W.L. et M.D.E. sont des employés d’ERBE Medizintechnik Lt. Tübingen, le producteur de l’ERBEJet2 et du prototype WJ utilisé dans cette étude.

Dans la présente étude, nous avons démontré et présenté une approche étape par étape pour la procédure d’administration de cellules WJ et utilisé une séquelle d’investigations quantitatives pour évaluer l’effet de l’administration WJ sur les caractéristiques cellulaires: viabilité cellulaire et caractéristiques biomécaniques (c.-à-d. EM). Après l’injection de WJ, 85,9% des cellules récoltées étaient viables. En termes d’injection de WN, 97,2% des cellules ont conservé leur viabilité après l’injection. Ainsi, l’approche W...

L’incontinence urinaire (IU) est un trouble répandu avec une prévalence de 1,8 à 30,5% dans les populations européennes1 et se caractérise principalement par un dysfonctionnement du sphincter urétral. D’un point de vue clinique, un traitement chirurgical est souvent offert aux patients lorsque les thérapies conservatrices ou la physiothérapie ne parviennent pas à traiter et à soulager les symptômes émergents.
La thérapie cellulaire pour la réparation régénérative potentielle du dysfonctionnement du complexe du sphincter est devenue une approche d’avant-garde pour le traitement de la pathologie de l’UI 2,3. Ses principaux objectifs sont de remplacer, réparer et restaurer la fonctionnalité biologique du tissu endommagé. Dans les modèles animaux pour l’IU, la greffe de cellules souches a montré des résultats prometteurs dans les résultats urodynamiques 2,4,5. Les cellules souches apparaissent comme des candidates cellulaires optimales car elles ont la capacité de subir un auto-renouvellement et une différenciation multipotente, aidant ainsi la régénération des tissus affectés6. Malgré le potentiel régénératif à venir, l’utilisation pratique de la thérapie cellulaire reste entravée car l’administration mini-invasive de cellules est toujours confrontée à plusieurs défis concernant la précision de l’injection et la couverture de la cible. Même si l’approche actuelle utilisée pour l’administration des cellules est l’injection par un système aiguille-seringue7, il en résulte généralement un déficit global de cellules viables, avec des viabilités rapportées aussi faibles que 1% à 31% après la transplantation8. En outre, il a également été démontré que l’administration de cellules par injection d’aiguille affecte le placement, le taux de rétention, ainsi que la distribution des cellules transplantées dans le tissu ciblé 9,10,11. Une approche novatrice réalisable qui surmonte la limitation susmentionnée est l’administration de cellules sans aiguille via la technologie du jet d’eau.
La technologie du jet d’eau (WJ) émerge comme une nouvelle approche qui permet l’administration à haut débit de cellules par cystoscope sous contrôle visuel dans le sphincter urétral12,13. Le WJ permet la livraison de cellules à différentes pressions (E = effets en bar) allant de E5 à E8013. Dans la première phase, une solution isotonique (phase de pénétration tissulaire) est appliquée à haute pression (c.-à-d. E60 ou E80) afin de desserrer la matrice extracellulaire entourant le tissu ciblé et d’ouvrir de petites micro-lacunes interconnectées. Dans la deuxième phase (la phase d’injection), la pression est abaissée en quelques millisecondes (c’est-à-dire jusqu’à E10) afin de délivrer doucement les cellules dans le tissu ciblé. Suite à cette application en deux phases, les cellules ne sont pas soumises à une pression supplémentaire contre le tissu lorsqu’elles sont éjectées, mais flottent dans un flux à basse pression dans une zone caverneuse remplie de liquide13. Dans un contexte de modèle ex vivo où des cellules souches ont été injectées via WJ dans le tissu urétral cadavérique, les cellules viables pourraient ensuite être aspirées et extraites du tissu et élargies in vitro13. Bien qu’une étude réalisée en 2020 par Weber et al. ait démontré la faisabilité et l’applicabilité de WJ pour délivrer des cardiomyocytes sans empreinte dans le myocarde14, il faut garder à l’esprit que la technologie WJ est encore au stade de prototype.
Le protocole suivant décrit comment préparer et étiqueter les cellules stromales dérivées du tissu adipeux porcin (pADSC) et comment les administrer dans le liquide de capture et le tissu cadavérique via la technologie WJ et les aiguilles de cystoscopie Williams (WN). Après injection cellulaire, la vitalité et l’élasticité cellulaires par microscopie à force atomique (AFM) sont évaluées. Via des instructions étape par étape, le protocole donne une approche claire et concise pour acquérir des données fiables. La section de discussion présente et décrit les principaux avantages, limites et perspectives d’avenir de la technique. L’administration de cellules par WJ ainsi que les analyses post-traduction de séquelles rapportées ici remplacent l’injection d’aiguille standard et fournissent un cadre d’administration de cellules solides pour la guérison régénérative du tissu cible. Dans nos études récentes, nous avons fourni des preuves que WJ a délivré des cellules plus précisément et au moins à une viabilité comparable par rapport aux injections d’aiguilles 15,16.

<table><tbody><tr><td>Tube à centrifuger de 50 mL</td><td>Greiner BioOne</td><td>227261</td><td></td></tr><tr><td>1 mL BD Luer-LokTM Seringue</td><td>BD Plastik Inc</td><td>n.a.100</td><td></td></tr> <tr><td>& micro ; Tamis à cellules m</td><td>Greiner BioOne</td><td>542000</td><td></td></tr><tr><td>15 mL tube à centrifuger</td><td>Greiner BioOne</td><td>188271</td><td></td></tr><tr><td>75 cm2 flacon de culture tissulaire</td><td>Corning Incorporated</td><td>353136</td><td></td></tr><tr><td>tête AFM</td> <td>(CellHesion 200) Logiciel de traitement JPK</td><td>JPK00518</td><td></td></tr><tr><td>AFM Logiciel</td><td></td><td></td> de traitement Bruker JPK00518 <td></td></tr><tr><td></td><td>Bruker</td><td>JPK00518</td><td></td></tr><tr><td>système AFM Cell Hesion 200</td><td>Bruker</td><td>JPK00518</td><td></td></tr><tr><td>All-In-One-Al cantilever</td><td>Budget Capteurs</td><td>AIO-10</td><td>pointe A, mode Conatct, Forme : faisceau Constante de force : 0,2 N/m (0,04 - 0,7 N/m) Fréquence de résonance : 15 kHz (10 - 20 kHz) Longueur : 500 &micro ; m (490 - 510 & micro ; m) Largeur : 30 &micro ; m (35 - 45 & micro ; m) Épaisseur : 2,7 & micro ; m (1,7 - 3,7 et micro ; m)</td></tr><tr><td>Solution d’amphotéricine B</td><td>Sigma</td><td>A2942</td><td>250 & micro ; g/ml</td></tr><tr><td>Microscope à force atomique (AFM)</td><td>CellHesion 200, JPK Instruments, Berlin, Allemagne</td><td>JPK00518</td><td></td></tr><tr><td>BD Microlance 3 18G</td><td>BD</td><td>304622</td><td></td></tr><tr><td>albumine sérique bovine</td><td>Gibco</td><td>A10008-01</td><td></td></tr><tr><td>Cantilever</td><td>&nbsp ; Tout-en-un AleTl, Budget Sensors, Sofia, Bulgarie</td><td>AIO-TL-10</td><td>pointe A, k &frac14 ; 0,2 N/m</td></tr><tr><td>C-chip hémocytomètre jetable</td><td>NanoEnTek</td><td>631-1098</td><td></td></tr><tr><td>centrifugeuse : Rotina 420R</td><td>Hettich Zentrifugen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Collagenase, Type I, poudre</td><td>Gibco</td><td>17100-017</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco' s Aigle modifié' s Glucose moyen à faible teneur</td><td>Sigma</td><td>D5546</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel jetable Feather (n° 10)</td><td>Feather</td><td>02.001.30.010</td><td></td></tr><tr><td>sérum fœtal bovin (FBS)</td><td>Sigma</td><td>F7524</td><td></td></tr><tr><td>HEPES solution de sel de sodium (1 M)</td><td>Sigma</td><td>H3662</td><td></td></tr><tr><td>Microscope à contraste de phase inversé (intégré avec AFM)</td><td>AxioObserver D1, Carl Zeiss Microscopy, Iéna, Allemagne</td><td>L201306_ 03</td><td></td></tr><tr><td>sacs de laboratoire</td><td>Marque</td><td>759705</td><td></td></tr><tr><td>milieu L-15 de Leibovitz sans l-glutamine</td><td>Merck</td><td>F1315</td><td></td></tr><tr><td>Milieu L-15 de Leibovitz sans L-glutamine</td><td>(Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne)</td><td>F1315</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Lonza</td><td>BE 17-605C1</td><td>200 mM</td></tr><tr><td>LIVE/DEADTM Kit</td> <td>de viabilité/cytotoxicitéInvitrogen de Thermo Fisher Scientific</td><td>L3224</td>, <td>Calcein AM et EthD-1 sont utilisés à partir de ce kit.</td></tr><tr><td>Logiciel de microscope : Zen 2.6</td> Microscope <td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>: AxioVertA.1</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nelaton-Catheter femelle</td><td>Bicakcilar</td><td>19512051</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline-Streptomycine</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td>10000 U/ml Pénicilline 10000 &micro ; g/ml Récipient de Pétri pour streptomycine</td></tr><tr><td>associé à AFM</td><td>Bruker</td><td>T-05-0117</td><td></td></tr><tr><td>Récipient de Pétri associé à AFM</td><td>JPK Instruments AG, Berlin, Allemagne</td><td>T-05-0117</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate (PBS)</td><td>Gibco</td><td>10010-015</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel statistique : SPSS Statistics 22</td><td></td> Boîte de Pétri stérile IBM <td></td><td></td></tr><tr><td>- CellStar</td><td>Greiner BioOne</td><td>664160</td><td></td></tr><tr><td>Boîtes de culture tissulaire</td><td>TPP AG</td><td>TPP93040</td><td></td></tr><tr><td>Boîtes de culture tissulaire</td><td>TPP Techno Plastic Products AG, Trasadingen, Suisse</td><td>TPP93040</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue 0,4 % 0,85 % NaCl</td><td>Lonza</td><td>17-942E</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA solution</td><td>Sigma</td><td>T3924</td><td></td></tr><tr><td>Jet d’eau : dispositif ERBEJET2</td><td>Erbe Elektromedizin GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Williams Aiguille d’injection cystoscopique</td><td>Cook Medical</td><td>G14220</td><td>23G, 5.0 Fr, 35 cm</td></tr></tbody></table>

injection de cellules stroma dérivées du tissu adipeux porcin via la technologie waterjet

Injection of Porcine Adipose Tissue-Derived Stroma Cells via Waterjet Technology

L’incontinence urinaire (IU) est une affection très répandue caractérisée par une déficience du muscle du sphincter urétral. Les branches de la médecine régénérative, en particulier la thérapie cellulaire, sont de nouvelles approches pour améliorer et restaurer la fonction du sphincter urétral. Même si l’injection de cellules fonctionnelles actives est systématiquement effectuée en milieu clinique à l’aiguille et à la seringue, ces approches présentent des inconvénients et des limites importants. Dans ce contexte, la technologie du jet d’eau sans aiguille (WJ) est une méthode réalisable et innovante qui permet d’injecter des cellules viables par cystoscopie guidée visuellement dans le sphincter urétral. Dans la présente étude, nous avons utilisé WJ pour administrer des cellules stromales dérivées du tissu adipeux porcin (pADSC) dans le tissu urétral cadavérique et avons ensuite étudié l’effet de l’administration de WJ sur le rendement cellulaire et la viabilité. Nous avons également évalué les caractéristiques biomécaniques (c.-à-d. l’élasticité) par des mesures de microscopie à force atomique (AFM). Nous avons montré que les pADSC délivrés par WJ étaient significativement réduits dans leur élasticité cellulaire. La viabilité était significativement plus faible par rapport aux témoins, mais elle est toujours supérieure à 80%.

Après l’administration de cellules par les deux approches, la viabilité des cellules délivrées par le WN (97,2 ± 2 %, n = 10, p&lt;0,002) était plus élevée que celle des injections par WJ utilisant les paramètres E60-10 (85,9 ± 0,16 %, n = 12) (Figure 2). Les résultats de l’évaluation biomécanique ont montré que : les injections de cellules dans le liquide de capture n’ont montré aucune différence significative par rapport aux modules élastiques (EM; 0,992 kPa) par rapport aux témoins (1,176...

Nous présentons une méthode d’injection cellulaire via la technologie de jet d’eau sans aiguille couplée à une séquelle d’investigations post-accouchement en termes de viabilité cellulaire, de prolifération et de mesures d’élasticité.

Injection de cellules stroma dérivées du tissu adipeux porcin via la technologie waterjet

Urinary incontinence (UI) is a highly prevalent condition characterized by the deficiency of the urethral sphincter muscle. Regenerative medicine ...

Les injections au jet d’eau de composants actifs, tels que des liquides, des nanoparticules, des microparticules, des médicaments encapsulés ou même des cellules vivantes, peuvent être appliquées beaucoup plus précisément que les injections d’aiguilles dans différents tissus ciblés. Les approches mini-invasives nécessitent une localisation précise du médicament dans des couches prédéterminées du tissu ciblé en présélectionnant les pressions d’injection. Nous nous concentrons actuellement sur la thérapie cellulaire pour l’incontinence urinaire.Cependant, cette technique a déjà été étendue à la régénération du tissu musculaire infecté après une crise cardiaque sévère. À l’heure actuelle, la technique ne peut être appliquée que par des chercheurs expérimentés ou des médecins agréés dans le cadre d’études précliniques. Il n’est pas destiné à être utilisé dans les procédures de laboratoire de routine car il est développé à des fins cliniques futures.Pour commencer, placez l’urètre avec la vessie de connexion disséquée d’un porc landrace femelle adulte sur une éponge qui imite l’élasticité du plancher pelvien inférieur. Ensuite, en utilisant la vessie, déterminez l’orientation de l’urètr

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Bioingénierie

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