Name: Modèle de perforation endovasculaire pour l’hémorragie sous-arachnoïdienne combinée à l’imagerie par résonance magnétique (IRM) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 30 s
Description: Découvrez un modèle de perforation endovasculaire chez la souris pour l'hémorragie sous-arachnoïdienne, combiné à l'IRM pour vérifier le site saignant et quantifier les volumes. Cette méthode standardisée facilite l'analyse des mécanismes pathologiques.

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SL a été soutenu par le Chinese Scholarship Council. KT a été soutenu par la bourse BIH-MD de l’Institut de la santé de Berlin et de la Sonnenfeld-Stiftung. RX est soutenu par le programme de cliniciens-chercheurs DE LA Bosnie-Herzégovine, financé par la Charité-Universitätsmedizin Berlin et l’Institut de la santé de Berlin. Nous reconnaissons le soutien de la Fondation allemande pour la recherche (DFG) et du Fonds de publication en libre accès de la Charité - Universitätsmedizin Berlin.

Les expériences ont été réalisées conformément aux directives et règlements établis par Landesamt fuer Gesundheit und Soziales (LaGeSo), Berlin, Allemagne (G0063/18). Dans cette étude, des souris mâles C57Bl/6J (âgées de 8 à 12 semaines) pesant 25 ± 0,286 g (moyenne ± m.a.) ont été utilisées.
1. Préparation des animaux
<ol><li>Induire l’anesthésie en injectant de la kétamine (70 mg/kg) et de la xylazine (16 mg/kg) par voie intrapéritonéale. Maintenir une température corporelle normale, contribuant à l’induction rapide de l’anesthésie profonde. Testez la sédation adéquate avec un stimulus douloureux, comme un pincement des orteils, et vérifiez l’absence de réaction.</li>
	<li>Rasez soigneusement les poils du cou de la souris avec un rasoir, nettoyez-les avec de l’éthanol à 70% suivi de bétadine / chlorhexidine et appliquez 1% de lidocaïne sur la surface de la peau pour un contrôle local de la douleur.</li>
	<li>Placez la souris en position couchée. Utilisez du ruban adhésif pour fixer les membres et la queue, en étirant doucement la peau du cou du côté opposé de la chirurgie. Simultanément, élevez légèrement le cou.</li>
	<li>Utilisez une pommade ophtalmique (par exemple, 5% de dexpanthénol) pour prévenir la déshydratation des yeux pendant l’opération.</li>
</ol>2. Induction de l’HSA
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63150/63150fig01.jpg"> Figure 1: Images étape par étape de la technique chirurgicale. (A) Représentation de l’anatomie de l’artère carotide droite exposée: le CCA et sa bifurcation en ICA et ECA sont identifiés, ainsi que les petites branches de l’ECA (OA et STA). (B) La COUR est mobilisée à partir du tissu environnant et ligaturée avec deux sutures avant de le couper. Une troisième ligature doit être placée lâchement près de la bifurcation sans l’obstruer. (C) L’ICA et la CCA sont obstruées temporairement (avec ligature ou clips) pour éviter les saignements excessifs lorsque l’ECA est soigneusement incisée. (D) Le filament est inséré dans la Cour des comptes européenne et avancé dans la DCA. La ligature pré-arrangée doit être serrée avec soin afin qu’aucun épanchement sanguin ne se produise, mais que l’avancement du filament reste possible. (E) L’ICA et la CCA sont rouvertes, et le moignon de la CEA doit être ajusté à une direction crânienne. En poussant le filament ~9 mm vers l’avant dans l’ICA, la bifurcation ACA-MCA sera atteinte, et le récipient est ensuite perforé en poussant le filament ~3mm plus loin. (F) Le filament est retiré après avoir assuré une re-ligature temporelle de la DPA. La ligature préétablie de l’ECA est rapidement obstruée et le CCA est rouvert pour permettre la reperfusion. Abréviations : ACA = artère cérébrale antérieure, CCA = artère carotide commune, ECA = artère carotide externe, MCA = artère cérébrale moyenne, ICA = artère carotide interne, OA = artère occipitale, PPA = artère ptérygopalatine, STA = artère thyroïdienne supérieure. Barre d’échelle = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63150/63150fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.</a>
<ol><li>Ouvrez la peau du cou avec un scalpel stérile, du menton au bord supérieur du sternum (1,5 cm), et séparez brutalement les glandes salivaires de leur tissu conjonctif environnant.</li>
	<li>Séparez le groupe musculaire le long d’un côté [dans ce cas, le côté droit] de la trachée, exposant la gaine de l’artère carotide commune (ACC) recouverte de vaisseaux sanguins nourrissants et de veinules. Le CCA et le nerf vagal sont situés à proximité l’un de l’autre.</li>
	<li>Dissocier le CCA et laisser un 8-0 libre suture de soie autour du CCA sans le ligaturer à l’avance. Faites attention à la protection du nerf vagal, car il est facilement endommagé (Figure 1A).</li>
	<li>Une triple bifurcation du CCA, de l’ICA et de l’ECA est visible le long du tiers postérieur inférieur de la diastase. Disséquer l’extrémité distale de l’ECA et ligaturer le vaisseau deux fois plus loin que possible.</li>
	<li>Débranchez l’ECA au milieu du segment ligaturé deux fois, créant ainsi un moignon de vaisseau.</li>
	<li>Préarrangez une ligature pour le filament autour du moignon ECA, ne le fermez pas avant une insertion réussie du filament.</li>
	<li>Utilisez une suture ou un micro-clip pour obstruer temporairement l’ICA et le CCA (Figure 1B).</li>
	<li>Faites une petite incision (environ la moitié du diamètre de l’ECA) dans l’ECA à l’aide de ciseaux microvasculaires. Insérez un filament de prolène 5-0 (ou 4-0) dans l’ECA et avancez-le dans le CCA.</li>
	<li>Fermez légèrement la ligature sur l’ECA tout en desserrant le micro-clip sur l’ICA et le CCA (Figure 1C).</li>
	<li>Tirez doucement sur le filament et ajustez le moignon ECA dans la direction crânienne, en invaginant le filament à travers la bifurcation dans l’ICA (Figure 1D).</li>
	<li>Pointez la pointe du filament médialement à un angle de ~30° par rapport à la ligne médiane trachéale et de ~30° par rapport au plan horizontal. Poussez le filament vers l’avant à l’intérieur de l’ICA. Après avoir atteint la bifurcation ACA-MCA, une résistance est rencontrée (~9 mm).</li>
	<li>Avancez le filament de 3 mm plus loin, en perforant l’ACA droit. Retirez rapidement le filament sur le moignon eca, ce qui permet au sang de circuler dans l’espace sous-arachnoïdien.</li>
	<li>Maintenez le filament dans cette position pendant environ 10 s (Figure 1E). La présence de tremblements musculaires, de miose ipsilatérale, de halètements, d’altération du rythme cardiaque et d’incontinence urinaire peuvent être des preuves de succès de la chirurgie.</li>
	<li>Fermez temporairement le CCA pour éviter une perte de sang excessive. Retirez le filament instantanément et ligaturez l’ECA avec la suture préarrangée. Rouvrez le CCA et permettez la reperfusion et l’épanchement supplémentaire du sang dans l’espace sous-arachnoïdien (Figure 1F).</li>
	<li>Après avoir vérifié s’il y a des fuites saignantes, désinfectez la peau entourant la plaie pour prévenir les infections cutanées postopératoires et suturez la plaie avec une suture en fibre de polyester 4-0 non résorbable.</li>
	<li>Placez la souris dans une boîte thermique jusqu’à ce que la conscience soit retrouvée. Attendez que l’animal soit complètement éveillé et assurez-vous qu’il a repris suffisamment de conscience pour maintenir la position couchée sternale. Ne retournez pas les animaux en compagnie d’autres souris jusqu’à ce qu’ils soient complètement rétablis.</li>
	<li>Administrer 200-300 mg / kg de paracétamol de poids corporel pour le soulagement de la douleur postopératoire.</li>
	<li>Vérifiez les souris tous les jours après la chirurgie.</li>
</ol>3. Mesure IRM
<ol><li>24 heures après la chirurgie, effectuez une IRM à l’aide d’un scanner de rongeurs (Table des matériaux) et d’un résonateur de tête de souris dédié - ici, un résonateur de volume en quadrature d’émission / réception de 20 mm a été utilisé.</li>
	<li>Placez la souris sur une couverture d’eau chauffée pour assurer une température corporelle constante d’environ 37 ° C. Induire une anesthésie avec 2,5 % d’isoflurane dans un mélange O2/N2O (30 %/70 %) et maintenir avec 1,5-2 % d’isoflurane via un masque facial sous surveillance continue de la ventilation.</li>
	<li>Effectuez d’abord un balayage de référence rapide en acquérant 3 paquets de tranches orthogonales (Tri-Pilot-Multi, FLASH avec temps de répétition TR/temps d’écho TE = 200 ms/3 ms, 1 moyenne, angle de retournement FA = 30°, champ de vision FOV = 28 mm x 28 mm, matrice MTX = 256 x 256, épaisseur de tranche 1 mm, temps d’acquisition total TA = 30 s).</li>
	<li>Utilisez ensuite une séquence d’écho-spin turbo 2D pondérée T2 haute résolution pour l’imagerie (paramètres d’imagerie TR/TE = 5505 ms/36 ms, facteur RARE 8, 6 moyennes, 46 tranches axiales contiguës d’une épaisseur de tranche de 0,35 mm pour couvrir tout le cerveau, FOV = 25,6 mm x 25,6 mm, MTX = 256 x 256, TA = 13 min).</li>
	<li>Si le résultat n’est pas clair, utilisez une séquence d’écho de gradient T2* pondérée par respiration supplémentaire avec la même isodistance que le balayage T2w (FLASH 2D, TR/TE = 600 ms/6,3 ms, FA = 30°, 1 moyenne, 20 tranches axiales d’une épaisseur de 0,35 mm, FOV et MTX identiques à T2w, TA = 5-10 min selon la fréquence respiratoire).</li>
	<li>Transférez les données au format d’image DICOM et utilisez le logiciel ImageJ pour le classement SAH et la volumétrie des caillots sanguins. Les détails sur la quantification sont énumérés sous forme de guide étape par étape dans le matériel supplémentaire (figure supplémentaire 1).</li>
</ol>

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<li>Abraham, M. K., Chang, W. -T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Emergency+Medicine+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage.</a> Emergency Medicine Clinics of North America. 34 (4), 901-916 (2016).</li>
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<li>Egashira, Y., Shishido, H., Hua, Y., Keep, R. F., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+grading+system+based+on+magnetic+resonance+imaging+in+a+mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">New grading system based on magnetic resonance imaging in a mouse model of subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 46 (2), 582-584 (2015).</li>
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</ol>

Pas de conflits d’intérêts

En résumé, un modèle murin normalisé d’HSA induit par une opération de perforation de filament endovasculaire est présenté avec une invasion mineure, un temps opératoire court et des taux de mortalité acceptables. L’IRM est réalisée 24 heures après l’opération pour assurer le bon site de saignement et l’exclusion d’autres pathologies intracrâniennes pertinentes. De plus, nous avons classé différents grades de saignement de l’HSA et mesuré les volumes de saignement, ce qui a permis d’autres analyses de sous-groupes basées...

L’hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) est causée par la rupture d’un anévrisme intracrânien et constitue une urgence potentiellement mortelle, associée à une morbidité et une mortalité importantes, représentant environ 5% des accidents vasculaires cérébraux 1,2. Les patients atteints d’HSA présentent de graves maux de tête, un dysfonctionnement neurologique et une perturbation progressive de la conscience3. Environ 30% des patients atteints d’HSA meurent dans les 30 premiers jours suivant l’événement hémorragique initial4. Cliniquement, 50% des patients présentent une lésion cérébrale retardée (DBI) après une lésion cérébrale précoce. Le DBI se caractérise par une ischémie cérébrale retardée et des déficits neurologiques retardés. Des études actuelles ont montré que les effets synergiques de plusieurs facteurs différents entraînent la perte de la fonction neurologique, notamment la destruction de la barrière hémato-encéphalique, la contraction des petites artères, le dysfonctionnement microcirculatoire et la thrombose 5,6.
Un aspect unique de l’HSA est que la pathogenèse provient d’un emplacement extraparenchymateux mais conduit ensuite à des cascades néfastes à l’intérieur du parenchyme: la pathologie commence par l’accumulation de sang dans l’espace sous-arachnoïdien, déclenchant une multitude d’effets intraparenchymateux, tels que la neuroinflammation, l’apoptose des cellules neuronales et endothéliales, la dépolarisation de la propagation corticale et la formation d’œdème cérébral7, 8. L'
La recherche clinique est limitée par plusieurs facteurs, ce qui fait du modèle animal un élément essentiel pour imiter de manière cohérente et précise les changements pathologiques de la maladie. Différents protocoles modèles d’HSA ont été proposés, par exemple l’injection de sang autologue dans la cisterna magna (ACM). En outre, une méthode modifiée avec une double injection de sang autologue dans la citerne magna et la citerne de chiasme optique (APC) respectivement 9,10. Alors que l’injection de sang autologue est un moyen simple de simuler le processus pathologique de vasospasme et de réactions inflammatoires après une hémorragie sous-arachnoïdienne, l’augmentation suivante de la pression intracrânienne (PCI) est relativement lente et aucun changement notable dans la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique n’est induit11,12. Une autre méthode, le placement sanguin périartérien, habituellement utilisé dans les grands modèles d’HSA (p. ex., les singes et les chiens), consiste à placer du sang autologue anticoagulé ou des produits sanguins comparables autour du vaisseau. Les changements de diamètre de l’artère peuvent être observés au microscope, servant d’indicateur de vasospasme cérébral après SAH13.
Barry et coll. ont décrit pour la première fois un modèle de perforation endovasculaire en 1979 dans lequel l’artère basilaire est exposée après avoir enlevé le crâne; l’artère est ensuite perforée avec des microélectrodes de tungstène, à l’aide d’une technique stéréotaxique microscopique14. En 1995, Bederson et Veelken ont modifié le modèle Zea-Longa de l’ischémie cérébrale et établi la perforation endovasculaire, qui a été continuellement améliorée depuis15,16. Cette méthode est basée sur le fait que les souris et les humains partagent un réseau vasculaire intracrânien similaire, connu sous le nom de cercle de Willis.
Pour l’évaluation postopératoire et la notation de l’HSA dans le modèle murin, différentes approches ont été proposées. Sugawara et al. ont développé une échelle de notation qui est largement utilisée depuis 200817. Cette méthode évalue la gravité de l’HSA en fonction des changements morphologiques. Cependant, pour cette méthode, la morphologie du tissu cérébral de la souris doit être examinée en vision directe et, par conséquent, la souris doit être sacrifiée pour évaluation. De plus, plusieurs méthodes pour déterminer la gravité de l’HSA in vivo ont été établies. Les approches vont de la simple notation neurologique à la surveillance de la pression intracrânienne (PCI) en passant par diverses techniques d’imagerie radiologique. En outre, la classification par IRM a été démontrée comme un nouvel outil non invasif pour classer la gravité de l’HSA, en corrélation avec le score neurologique18,19.
Ici, un protocole pour un modèle d’HSA causée par une perforation endovasculaire est présenté, combiné à une IRM postopératoire. Dans le but d’établir un système pour objectiver la quantité de saignement dans un contexte in vivo , nous avons également développé un système de classement et de quantification du volume sanguin total basé sur une IRM pondérée en T2 à haute résolution de 7,0 T. Cette approche assure l’induction correcte de l’HSA et l’exclusion d’autres pathologies telles que les accidents vasculaires cérébraux, l’hydrocéphalie ou l’hémorragie intracérébrale (ICH) et les complications.

<table><tbody><tr><td>Crème pour les yeux</td><td>Bayer</td><td>815529836</td><td>Bepanthen</td></tr><tr><td>Logiciel d’analyse d’images</td><td>ImageJ</td><td></td><td>Bundleed with Java 1.8.0_172</td></tr><tr><td>Suture de ligature (5-0)</td><td>SMI</td><td></td><td>Silk black USP</td></tr><tr><td>Source lumineuse pour microscope</td><td>Zeiss</td><td>CL 6000 LED</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>CP-pharma</td><td>797-037</td><td>100 mg/mL</td></tr><tr><td>IRM</td><td>Bruker</td><td>Pharmascan 70/16</td><td>&nbsp ; 7 Tesla</td></tr><tr><td>IRM Logiciel acquis</td><td>Bruker</td><td></td><td>Bruker Paravision 5.1</td></tr><tr><td>Paracétamol (40 mg/mL)</td><td>bene Arzneimittel</td><td>4993736</td><td></td></tr><tr><td>Filament Prolene (5-0)</td><td>Erhicon</td><td>EH7255</td><td></td></tr><tr><td>Razor</td><td>Wella</td><td>HS61</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgical (Ciseaux fins)</td><td>FST</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgical (forceps#1)</td><td>AESCULAP</td><td>FM001R</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgical (pinces#2)</td><td>AESCULAP</td><td>FD2855R</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgical (forceps#3)</td><td>Hammacher</td><td>HCS 082-12</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgical (porte-aiguille)</td><td>FST</td><td>91201-13</td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgical (ciseaux à ressort Vannas)</td><td>FST</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td> <td>chirurgicalZeiss</td><td>Stemi 2000 C</td><td></td></tr><tr><td>Surveillance de la ventilation</td><td>Stony Brook</td><td></td><td>Surveillance des petits animaux & Système de porte</td></tr><tr><td>Suture de plaie(4-0)</td><td>Erhicon</td><td>CB84D</td><td></td></tr><tr><td>Xylavet</td><td>CP-pharma</td><td>797-062</td><td>20 mg/mL</td></tr></tbody></table>

modèle de perforation endovasculaire pour l’hémorragie sous-arachnoïdienne combinée à l’imagerie par résonance magnétique (irm)

Endovascular Perforation Model for Subarachnoid Hemorrhage Combined with Magnetic Resonance Imaging (MRI)

Le modèle de perforation du filament endovasculaire pour imiter l’hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) est un modèle couramment utilisé - cependant, la technique peut entraîner un taux de mortalité élevé ainsi qu’un volume incontrôlable d’HSA et d’autres complications intracrâniennes telles que les accidents vasculaires cérébraux ou les hémorragies intracrâniennes. Dans ce protocole, un modèle murin normalisé d’HSA est présenté, induit par perforation de filament endovasculaire, combiné à l’imagerie par résonance magnétique (IRM) 24 h après l’opération pour assurer le bon site de saignement et exclure d’autres pathologies intracrâniennes pertinentes. En bref, les souris C57BL/6J sont anesthésiées avec une injection intrapéritonéale de kétamine/xylazine (70 mg/16 mg/kg de poids corporel) et placées en position couchée. Après l’incision du cou médian, l’artère carotide commune (ACC) et la bifurcation carotidienne sont exposées, et une suture en polypropylène monofilament non résorbable 5-0 est insérée de manière rétrograde dans l’artère carotide externe (ECA) et avancée dans l’artère carotide commune. Ensuite, le filament est invaginé dans l’artère carotide interne (ICA) et poussé vers l’avant pour perforer l’artère cérébrale antérieure (ACA). Après la récupération de la chirurgie, les souris subissent une IRM de 7,0 T 24 heures plus tard. Le volume des saignements peut être quantifié et classé par IRM postopératoire, ce qui permet à un groupe expérimental robuste d’HSA avec la possibilité d’effectuer d’autres analyses de sous-groupes en fonction de la quantité de sang.

Mortalité Pour cette étude, un total de 92 souris mâles C57Bl/6J âgées de 8 à 12 semaines ont été soumises à une opération de l’HSA; dans ceux-ci, nous avons observé un taux de mortalité global de 11,9 % (n = 12). La mortalité s’est produite exclusivement dans les 6 à 24 premières heures après la chirurgie, ce qui suggère que la mortalité périopératoire ainsi que les saignements d’HSA eux-mêmes sont les facteurs contributifs les plus probables.
Grade hémorragique de...

Nous présentons ici un modèle murin NORMALISÉ DH, induit par perforation de filament endovasculaire, combiné à l’imagerie par résonance magnétique (IRM) 24 h après l’opération pour assurer le bon site de saignement et exclure d’autres pathologies intracrâniennes pertinentes.

Modèle de perforation endovasculaire pour l’hémorragie sous-arachnoïdienne combinée à l’imagerie par résonance magnétique (IRM)

The endovascular filament perforation model to mimic subarachnoid hemorrhage (SAH) is a commonly used model - however, the technique can cause a high ...

Le modèle de perforation endovasculaire combiné à l’IRM postopératoire permet de vérifier le saignement et d’exclure d’autres pathologies intercrâniennes. L’un des avantages de cette approche est la possibilité de quantifier le volume de saignement pour une analyse plus approfondie des sous-groupes. Commencez par raser les poils du cou de la souris.Appliquez une pommade ophtalmique pendant la procédure. Désinfectez la peau avec de l’éthanol à 70% suivi de bétadine ou de chlorhexidine et appliquez 1% de lidocaïne. Placez la souris en position couchée avec la tête et le torse orientés vers le haut.Stabilisez la souris dorsalement en utilisant du ruban adhésif sur les quatre extrémités. Étirez la peau du cou et élevez-la. Déplier la peau du cou du menton au bord supérieur de l’os du sein et séparer les glandes salivaires du tissu conjonctif adjacent.Exposez la gaine de l’artère carotide commune en séparant les muscles le long d’un côté de la trachée. Exposez le champ chirurgical avec un rétracteur ou un tampon de gaze stérile et détachez l’artère carotide et laissez un 8-0 libre suture de soie sans ligaturation, en veillant à ne pas endommager le nerf vagal. Disséquez l’extrémité distale de l’ECA et ligaturez les vaisseaux deux fois en position distale.Au milieu du segment de filament ligaturé deux fois, disjoignez l’ECA et créez un moignon de vaisseau. Laissez une suture de soie autour de l’ICA sans la fermer. Préarrangez une ligature pour le filament autour du moignon ECA.Ne le fermez pas avant d’avoir réussi l’insertion du filament. Fermez temporairement l’ICA et le CCA à l’aide d’une suture ou d’un micro-clip. À l’aide de ciseaux microvasculaires, faites une incision dans l’ECA et insérez un filament 5-0 alternativement 4-O Prolene, et avancez-le dans CCA.Fermez la ligature sur l’ECA tout en détachant le micro clip sur l’ICA et le CCA. Retirez doucement le filament et ajustez le moignon ECA dans la direction crânienne tout en invaginant le filament à travers la bifurcation dans l’ICA. Placez la pointe du filament médialement à un angle d’environ 30 degrés par rapport à la ligne médiane trachéale dans le plan horizontal et poussez-la à l’intérieur de l’ICA.Lors de la bifurcation ACA-MCA, une résistance est observée. Déplacez le filament vers l’avant jusqu’à trois millimètres et perforez le bon ACA. Retirez rapidement le filament sur le moignon eca, ce qui permet au sang de circuler dans l’espace sous-arachnoïdien.Placez le filament dans cette position pendant 10 secondes. Retirez le filament. Le CCA peut être temporairement fermé au préalable pour éviter une perte de sang excessive, puis retirer le filament.Ligaturez l’ECA à l’aide de sutures préarrangées et rouvrez le CCA si vous l’avez déjà fermé. La présence de tremblements musculaires, la myose ipsilatérale, le halètement respiratoire, l’altération du rythme cardiaque et l’incontinence urinaire peuvent être des preuves de réussite de la chirurgie. Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuite de saignement et désinfectez la peau.Suturez la plaie. Placez la souris dans une boîte thermique et attendez que l’animal ait une conscience suffisante pour avoir une position couchée sternale. Pour soulager la douleur, administrer 1,2 milligramme par millilitre de paracétamol.À l’aide d’un scanner de rongeurs sur un résonateur de tête de souris, effectuez une IRM après 24 heures de chirurgie, placez la souris sur une couverture d’eau chauffée circulante à 37 degrés Celsius. Tout d’abord, effectuez une analyse de référence rapide en acquérant trois packages de tranches orthogonales. Utilisez ensuite une séquence d’écho de spin turbo 2D pondérée T2 haute résolution pour l’imagerie.Transférez les données au format d’image DICOM et utilisez le logiciel Imagej pour le classement SAH et la volumétrie des caillots sanguins. Pour assurer le bon site de saignement et exclure d’autres pathologies intracrâniennes, des IRM ont été effectuées 24 heures après l’opération. Le grade hémorragique de l’HSA a été quantifié sur la base d’IRM pondérées en T2.Parmi les souris examinées, 14% des animaux ont été classés comme saignement de grade zéro sans preuve radiologique d’HSA ou d’hémorragie. La majorité des animaux présentaient des degrés de saignement compris entre un et trois, et 10 % présentaient un grade de saignement quatrième qui était défini comme étant de l’HSA le long de l’AVC et/ou de l’ICH. Le volume total de saignement de chaque grade d’HSA, basé sur l’épaisseur de l’HSA, a été quantifié, ce qui aide à déterminer la zone de saignement.Le volume de saignement calculé en fonction de l’épaisseur axiale de l’HSA a montré des différences significatives dans leurs sous-groupes correspondants de grade un à trois. Tout au long de la chirurgie, une dissection complète du tissu de connexion environnant est cruciale pour un positionnement correct des sutures. Assurez-vous que la longueur du moignon ECA est suffisante pour disposer d’un espace de travail confortable pour la ligature, l’incision et l’insertion du filament.Ne poussez jamais le filament vers l’avant lorsque vous ressentez une résistance avant la bifurcation MCA-ACA pour éviter la perforation prématurée des vaisseaux.

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Un modèle de mortalité faible Rat pour évaluer différée vasospasme cérébral après une hémorragie sous-arachnoïdienne expérimentale

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Imagerie par résonance magnétique des espaces périvasculaires du cerveau humain lors d’un AVC de petits vaisseaux

La vidéo démontre l’induction de l’hémorragie sous-arachnoïdienne par perforation endovasculaire dans un modèle murin. Une incision est pratiquée dans la région du cou de la souris anesthésiée pour accéder à l’artère carotide commune et à sa bifurcation. Un filament est inséré dans les artères pour perforer une branche artérielle intracrânienne, induisant une hémorragie sous-arachnoïdienne.

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