Name: Mesures terminales du réflexe H chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-16T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 38 s
Description: Découvrez un protocole terminal pour quantifier le réflexe H chez la souris par stimulation nerveuse directe. Cette méthode réduit la variabilité des mesures électrophysiologiques et facilite l'étude des maladies neurologiques comme les lésions de la moelle épinière.

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Les auteurs remercient T. Akay, de l’Université Dalhousie, pour son soutien lors d’une visite de MG à son laboratoire. Ce travail a été financé par la Fondation Friebe (T0498/28960/16) et la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fondation allemande pour la recherche) - Project-ID 431549029 - SFB 1451.

Toutes les expériences ont été menées conformément aux lois européennes et nationales sur les soins aux animaux et aux directives institutionnelles, et ont été approuvées par le Landesamt für Natur-, Umwelt-, und Verbraucherschutz Rhénanie-du-Nord-Westphalie (Az: 81-02.04.2019.A309). Le protocole est optimisé pour les souris adultes (environ 8-16 semaines de souris C57Bl/6J) et l’enregistrement des membres antérieurs. Il peut être facilement adapté en stimulant les nerfs respectifs du membre postérieur et en enregistrant les muscles de la patte postérieure (Figure 1B). Une description des électrodes d’enregistrement et de stimulation est ajoutée dans le tableau des matériaux. Notez que le protocole n’est utilisé que pour une mesure terminale.
1. Préparation
<ol><li>Peser l’animal et commencer l’anesthésie en injectant par voie intraveineuse un mélange de kétamine (100 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg).</li>
	<li>Gardez la souris dans la boîte chauffante jusqu’à ce que la tolérance chirurgicale soit atteinte. Attendez quelques minutes jusqu’à ce que la souris soit calme, que la respiration soit stable et que les réflexes soient absents. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en mesurant l’absence de réponse au pincement de l’orteil.</li>
	<li>Tournez la souris sur le dos et placez-la sur un coussin chauffant (optimal serait un chauffage contrôlé par rétroaction à l’aide d’une sonde de température rectale). Fixez les pattes antérieures avec du ruban adhésif. Ici, assurez-vous que le ruban est positionné de manière à ce que les électrodes de mesure soient facilement insérées dans les pattes avant.</li>
	<li>Insérez une sonde rectale pour mesurer la température de l’animal et fixez-la avec du ruban adhésif. Appliquez une pommade pour les yeux pour empêcher les yeux de se dessécher.</li>
</ol>2. Chirurgie
REMARQUE : L’état stable de l’animal anesthésié, c’est-à-dire la respiration, la température et la perte des réflexes, doit être surveillé régulièrement tout au long de la procédure. La procédure de mesure directe de l’onde H nerveuse est illustrée pour le nerf radial/cubital/médian de la patte antérieure (Figure 3A). La mesure peut également être adaptée à la patte arrière (nerf sciatique/tibial) avec des modifications.
<ol><li>Pour une meilleure vue d’ensemble de la zone chirurgicale, retirez les cheveux avec un rasoir électrique ou une paire de ciseaux dans un endroit séparé au préalable. Pour les chirurgiens plus expérimentés, cela n’est que facultatif. REMARQUE: La désinfection n’est pas nécessaire ici, car il s’agit d’une expérience finale. L’animal sera euthanasié plus tard.</li>
	<li>Soulevez la peau avec une pince à épiler et faites une incision d’environ 1 cm dans la peau le long de l’axe ventro-postérieur de la patte antérieure (zone au-dessus de l’aisselle et du thorax) avec une paire de ciseaux fins arrondis.</li>
	<li>Retirez soigneusement le tissu conjonctif et exposez le muscle et le nerf en dessous. Retirez le muscle pectoral profundus exposé à l’aide d’une pince pour accéder au nerf médian (Figure 3E,F). Enlevez de petites quantités de sang et de liquide tissulaire avec les tissus mous.</li>
	<li>Dans l’étape suivante, coupez soigneusement le sein ou le muscle axillaire du haut vers le bas pour exposer le faisceau nerveux en dessous. Libérez le faisceau nerveux du tissu conjonctif et musculaire sur une longueur d’environ 1,5 cm. REMARQUE: Ici, des précautions particulières doivent être prises pour ne pas endommager les vaisseaux sanguins qui courent parallèlement au nerf médian. Lorsque vous coupez le tissu, coupez toujours le long du nerf pour éviter de le blesser. Si cela se produit, retirez le liquide et le sang qui fuient avec un écouvillon. Le microscope stéréoscopique n’est pas nécessaire pour toute l’expérience, mais il peut être utile pour la préparation des nerfs.</li>
	<li>Séparez soigneusement le nerf ulnaire et le nerf médian de la patte avant à l’aide d’une pipette en verre courbée (figure 3E). Le supérieur des deux nerfs est le nerf ulnaire et le nerf inférieur est le nerf médian. REMARQUE: Lorsque vous séparez les nerfs les uns des autres, assurez-vous que le vaisseau sanguin en dessous n’est pas blessé.</li>
</ol>3. Placement des électrodes
<ol><li>Disposez les électrodes du crochet de stimulation en parallèle à une distance de 0,5 à 1,0 mm et utilisez un micromanipulateur pour positionner le double crochet à proximité du nerf.</li>
	<li>Utilisez le crochet en verre comme outil pour soulever le nerf ulnaire sur les électrodes du crochet de stimulation. Tirez l’électrode avec le nerf vers l’arrière et séparez-la des autres nerfs d’environ 1 à 2 mm à l’aide du micromanipulateur (Figure 3D,F).</li>
	<li>Placez les électrodes le long de l’axe long de la patte pour réduire la diaphonie entre les muscles. REMARQUE: Le placement des électrodes est très important mais difficile à normaliser en raison de l’anatomie individuelle. Il faut un chirurgien expérimenté pour placer correctement les électrodes. Les fils peuvent également être repositionnés si l’amplitude du signal n’est pas satisfaisante.</li>
	<li>Sécher superficiellement les crochets d’électrode fixés au nerf et appliquer de la vaseline à l’aide d’une seringue pour fournir une isolation électrique du tissu adjacent. REMARQUE: Il faut prendre soin d’appliquer suffisamment de vaseline sur l’électrode et aussi entre les deux crochets pour assurer l’isolation électrique et empêcher les nerfs de se dessécher.</li>
</ol>4. Emplacement des électrodes d’enregistrement et de référence
<ol><li>Pour mesurer le réflexe H, positionnez les électrodes EMG par voie intramusculaire dans la patte antérieure. De plus, placez l’électrode de référence par voie sous-cutanée dans le membre postérieur (p. ex., à l’aide d’une épingle minute), maintenue par une pince crocodile miniature (figure 3B).</li>
	<li>Lorsque le stimulateur est allumé, observez une stimulation réussie sous forme de minuscules secousses de la patte antérieure. Le courant de stimulation minimum pour provoquer l’onde M et de minuscules secousses visibles dans la patte avant devrait être compris entre 10 et 50 μA. REMARQUE: Si aucune secousse n’est visible à 50 μA, ajustez les électrodes de stimulation et réappliquez de la vaseline. De plus, chez la souris, il n’est pas rare que l’onde M apparaisse à des intensités de stimulation inférieures à celles de l’onde H5.</li>
</ol>5. Mesure
<ol><li>Répétez la stimulation du nerf 15 fois avec des impulsions de 0,2 ms de long chacune. Avec des pauses de 2 minutes entre les séries de stimuli, la fréquence est augmentée de 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 à 5 Hz. REMARQUE: Ces fréquences sont nécessaires si vous calculez le RDD par la suite. Toutes les données EMG sont enregistrées, numérisées et analysées à l’aide d’un logiciel, par exemple le logiciel Spike2 (CED, version 7.19). La plus grande amplitude d’onde H est attendue à 0,1 Hz. Plus la fréquence est élevée, plus l’amplitude de l’onde H devient faible en raison du RDD.</li>
	<li>Après l’expérience, sacrifiez l’animal selon le protocole IACUC de l’institut. Dans cette expérience, une perfusion transcardique de souris a été réalisée en utilisant du PBS et 4% de PFA sous anesthésie profonde.</li>
</ol>

<ol><li>Palmieri, R. M., Ingersoll, C. D., Hoffman, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Hoffmann+reflex%3A+methodologic+considerations+and+applications+for+use+in+sports+medicine+and+athletic+training+research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Athletic+Training%22%5BJournal%5D)">The Hoffmann reflex: methodologic considerations and applications for use in sports medicine and athletic training research.</a> Journal of Athletic Training. 39 (3), 268-277 (2004).</li>
<li>Henneman, E., Somjen, G., Carpenter, D. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+and+inhibitibility+of+motoneurons+of+different+sizes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Excitability and inhibitibility of motoneurons of different sizes.</a> Journal of Neurophysiology. 28 (3), 599-620 (1965).</li>
<li>Toda, T., Ishida, K., Kiyama, H., Yamashita, T., Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Down-regulation+of+KCC2+expression+and+phosphorylation+in+motoneurons%2C+and+increases+the+number+of+in+primary+afferent+projections+to+motoneurons+in+mice+with+post-stroke+spasticity%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Down-regulation of KCC2 expression and phosphorylation in motoneurons, and increases the number of in primary afferent projections to motoneurons in mice with post-stroke spasticity.</a> PLoS ONE. 9 (12), 114328(2014).</li>
<li>Lee, S., Toda, T., Kiyama, H., Yamashita, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Weakened+rate-dependent+depression+of+Hoffmann%E2%80%99s+reflex+and+increased+motoneuron+hyperactivity+after+motor+cortical+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Death+%26+Disease%22%5BJournal%5D)">Weakened rate-dependent depression of Hoffmann’s reflex and increased motoneuron hyperactivity after motor cortical infarction in mice.</a> Cell Death & Disease. 5 (1), 1007(2014).</li>
<li>Knikou, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+H-reflex+as+a+probe%3A+Pathways+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The H-reflex as a probe: Pathways and pitfalls.</a> Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 1-12 (2008).</li>
<li>Wieters, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introduction+to+spasticity+and+related+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Introduction to spasticity and related mouse models.</a> Experimental Neurology. 335, 113491(2020).</li>
<li>Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+electrode+configuration+for+recording+electromyographic+activity+in+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice.</a> Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 36-42 (2005).</li>
<li>Akay, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+measurement+of+muscle+denervation+and+locomotor+behavior+in+individual+wild-type+and+ALS+model+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Long-term measurement of muscle denervation and locomotor behavior in individual wild-type and ALS model mice.</a> Journal of Neurophysiology. 111 (3), 694-703 (2014).</li>
<li>Haghighi, S. S., Green, D. K., Oro, J. J., Drake, R. K., Kracke, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depressive+effect+of+isoflurane+anesthesia+on+motor+evoked+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Depressive effect of isoflurane anesthesia on motor evoked potentials.</a> Neurosurgery. 26 (6), 993(1990).</li>
<li>Chang, H. -Y., Havton, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+urethane+and+isoflurane+on+external+urethral+sphincter+electromyography+and+cystometry+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 295 (4), 1248-1253 (2008).</li>
<li>Nolan, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Section+4%3A+Nervous+system+%28Br.+J.+Pharmacol%29%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+pharmacology%22%5BJournal%5D)">Section 4: Nervous system (Br. J. Pharmacol).</a> Clinical pharmacology. , 295-310 (2012).</li>
<li>Struck, M. B., Andrutis, K. A., Ramirez, H. E., Battles, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+a+short-term+fast+on+ketamine-xylazine+anesthesia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%3A+JAALAS%22%5BJournal%5D)">Effect of a short-term fast on ketamine-xylazine anesthesia in rats.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science: JAALAS. 50 (3), 344-348 (2011).</li>
<li>Zandieh, S., Hopf, R., Redl, H., Schlag, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+ketamine%2Fxylazine+anesthesia+on+sensory+and+motor+evoked+potentials+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">The effect of ketamine/xylazine anesthesia on sensory and motor evoked potentials in the rat.</a> Spinal Cord. 41 (1), 16-22 (2003).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

Contrairement aux mesures transcutanées du réflexe H décrites précédemment chez la souris6, nous fournissons une mesure plus directe et spécifique aux nerfs. Cette nouvelle approche peut être appliquée aux nerfs des membres antérieur et postérieur (p. ex., les nerfs médian, ulnaire et radial, et les nerfs tibial et sciatique, respectivement), ce qui rend cette méthode adaptable en tant qu’outil de diagnostic à de nombreux modèles de maladies (p. ex. accident vasculaire cérébral, sclérose en plaque...

Le réflexe d’Hoffmann (H-reflex), du nom du physiologiste Paul Hoffmann, peut être évoqué par stimulation électrique des nerfs périphériques, qui transportent des axones de neurones sensoriels et moteurs provenant et conduisant aux mêmes muscles. C’est l’analogue électriquement induit du réflexe d’étirement monosynaptique, et partage la même voie1. Contrairement à l’étirement musculaire, le réflexe H résulte d’une stimulation électrique. Lorsque les nerfs périphériques sont stimulés électriquement à faible intensité de courant, les fibres afférentes Ia sont généralement dépolarisées en premier en raison de leur grand diamètreaxonale 2. Leurs potentiels d’action excitent les motoneurones alpha (αMN) dans la moelle épinière, qui à leur tour suscitent des potentiels d’action qui descendent le long des axones αMN vers le muscle (Figure 1). Cette cascade génère une réponse musculaire de faible amplitude, reflétée dans ce que l’on appelle l’onde H. En augmentant progressivement l’intensité du stimulus, l’amplitude de l’onde H augmente en raison du recrutement d’unités motrices supplémentaires. À partir d’une certaine intensité de stimulus, les potentiels d’action dans les axones plus minces des αMN sont obtenus directement, ce qui est enregistré sous forme d’onde M. Cette onde M apparaît avec une latence plus courte que l’onde H (Figure 2). Si l’intensité de la stimulation est encore augmentée, l’amplitude de l’onde M devient plus grande en raison du recrutement de plus d’axones αMN, tandis que l’onde H devient progressivement plus petite. L’onde H peut être supprimée à des intensités de stimulus élevées en raison de la rétropropagation antidromique des potentiels d’action dans les axones αMN. Ces potentiels d’action déclenchés entrent en collision avec ceux de la stimulation Ia et peuvent donc s’annuler mutuellement. Aux intensités de stimulus supramaximales, des potentiels d’action orthodromiques (vers le muscle) et antidromiques (vers la moelle épinière) se produisent dans tous les axones MN; le premier donne lieu à l’amplitude maximale de l’onde M (Mmax), tandis que le second entraîne l’abolition complète du réflexe H3.
Pour l’évaluation de la spasticité post-AVC (PSS) ou des lésions de la moelle épinière (LME), le réflexe H a été utilisé pour évaluer la base neurale du mouvement et de la spasticité chez l’homme1. Une meilleure quantification du changement du réflexe H entre les mesures et entre les sujets est obtenue en utilisant le rapport de l’onde H et de l’onde M (rapport H/M). Alternativement, la dépression dépendante du taux (RDD) est mesurée à l’aide d’un ensemble de fréquences ascendantes (par exemple, 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 et 5,0 Hz). Le RDD reflète l’intégrité des circuits inhibiteurs qui peuvent être perturbés par un accident vasculaire cérébral ou une lésion médullaire. Lorsque tous les circuits neuronaux sont intacts, il y a une suppression uniforme et indépendante de la fréquence du réflexe H. Cependant, s’il y a une inhibition neuronale réduite à la suite d’un accident vasculaire cérébral ou d’une lésion médullaire, la suppression du réflexe H diminue avec l’augmentation de la fréquence de stimulation4.
L’enregistrement électrophysiologique correct à l’aide d’électrodes de surface peut être difficile et peut être affecté par les tâches motrices, les mécanismes inhibiteurs et l’excitabilité αMN5. Dans l’enregistrement transcutané chez les rongeurs, une électrode de stimulus est placée près du nerf tibial et une électrode d’enregistrement est placée près des muscles connexes de la patte antérieure. Selon notre expérience, cependant, le placement correct des électrodes transcutanées (Figure 1A) est encore plus complexe et variable chez les rongeurs que le placement des électrodes de surface chez l’homme. Cela peut entraîner des différences de longueur, de fréquence et d’intensité de stimulation nécessaires pour provoquer le réflexe H. Ces défis méthodologiques pourraient expliquer pourquoi il n’existe qu’un nombre très limité d’études de mesure du réflexe H (p. ex., dans les modèles expérimentaux d’AVC 3, 4 etd’autres modèles de spasticité6). Une stimulation et un enregistrement précis (à long terme) du réflexe H sur des nerfs individuels pourraient, en principe, être réalisés à l’aide d’électrodes implantables entourant le nerf cible 7,8. En raison de la chirurgie difficile avec des effets secondaires potentiels pour l’animal et l’instabilité potentielle de la sonde, cette approche n’est pas devenue une norme dans le domaine. La méthode présentée ici nécessite également une certaine expertise chirurgicale. Cependant, il permet une stimulation et un enregistrement nouveaux et précis de nerfs isolés in vivo en utilisant de faibles intensités de stimulation, ce qui évite la stimulation simultanée des nerfs voisins.

<table><tbody><tr><td>Sous-pad absorbant</td><td>VWR</td><td>115-0684</td><td></td></tr><tr><td>Convertisseur AD</td><td>Cambridge Electronic Design, Royaume-Uni</td><td>CED 1401micro</td><td></td></tr><tr><td>Amplificateur</td><td>Atelier Institut zoologique, UoC-Stimulateur</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>numérique</td><td>Atelier Institut zoologique, UoC</td><td>MS 501</td><td></td></tr><tr><td>Électrodes EMG</td><td>Atelier Institut zoologique, UoC</td><td></td><td>Deux fils de cuivre torsadés et isolés (50 & micro ; m de diamètre extérieur) ont été soudés à une prise mâle et connectés à un amplificateur différentiel.</td></tr><tr><td>Pommade oculaire</td><td>Bayer</td><td>Bepanthen</td><td></td></tr><tr><td>Atelier de pipette en verre</td><td>Institut zoologique, UoC-Préparez</td><td></td> <td>une pipette en verre pliée en un simple crochet en verre dans la flamme d’un bec Bunsen.</td></tr><tr><td>Boîte</td><td>chauffante MediHeat MediHeat</td><td>V1200</td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant</td><td>WPI</td><td>61840 Coussin</td><td></td>chauffant</tr><tr><td>Électrodes à crochet</td><td>Atelier Institut zoologique, UoC-Pour</td> produire les électrodes, pliez des broches miniatures en acier inoxydable en crochets à une extrémité et insérez-les <td></td><td>dans des canules émoussées pour créer un contact mécanique direct. Soudez l’extrémité de la canule à des fils de cuivre (longueur d’environ 50 cm), qui sont connectés à un appareil de stimulation ou d’enregistrement.</td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Pfizer</td><td>Ketavet</td><td></td></tr><tr><td>Sonde rectale</td><td>WPI</td><td>RET-3</td><td></td></tr><tr><td>Unité d’isolement du stimulateur</td><td>Atelier Institut zoologique, UoC</td><td>MI 401</td><td></td></tr><tr><td>Stérilisateur</td><td>CellPoint Scientific</td><td>Germinator 500</td><td>La désinfection pré et postopératoire de routine de l’équipement chirurgical doit être effectuée par stérilisation thermique. Décontaminer les instruments pendant 15 s dans le bain de billes de verre chauffé (260&deg ; C).</td></tr><tr><td>Régulateur de température</td><td>WPI</td><td>ATC200</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td></td> Bayer-Xylazine <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Bayer</td><td>Rompun</td><td></td></tr></tbody></table>

mesures terminales du réflexe h chez la souris

Terminal H-reflex Measurements in Mice

Le réflexe de Hoffmann (réflexe H), en tant qu’analogue électrique du réflexe d’étirement, permet une validation électrophysiologique de l’intégrité des circuits neuronaux après des lésions telles que des lésions de la moelle épinière ou un accident vasculaire cérébral. Une augmentation de la réponse réflexe H, ainsi que des symptômes tels que des contractions musculaires non volontaires, un réflexe d’étirement pathologiquement augmenté et une hypertonie dans le muscle correspondant, est un indicateur de spasticité post-AVC (PSS).
Contrairement aux mesures transcutanées plutôt non spécifiques aux nerfs, nous présentons ici un protocole pour quantifier le réflexe H directement au niveau des nerfs ulnaire et médian de la patte antérieure, qui est applicable, avec des modifications mineures, au nerf tibial et sciatique de la patte postérieure. Basée sur la stimulation directe et l’adaptation à différents nerfs, la méthode représente un outil fiable et polyvalent pour valider les changements électrophysiologiques dans les modèles de maladies liées à la spasticité.

À partir des n = 15 essais de stimulation par fréquence de stimulation et patte, sélectionnez au moins n = 10 enregistrements réussis pour l’analyse. Les essais comportant des erreurs de mesure (p. ex. onde M manquante) sont exclus de l’analyse. Analysez chaque essai séparément et générez une moyenne pour les comparaisons groupe/temps plus tard. La latence entre la stimulation et l’apparition de l’onde M et de l’onde H est enregistrée pour chaque essai. D’après notre expérience, l’onde M se produit environ 2 ms après la ...

L’évaluation clinique de la spasticité basée sur le réflexe de Hoffmann (réflexe H) et utilisant la stimulation électrique des nerfs périphériques est une méthode établie. Ici, nous fournissons un protocole pour une stimulation nerveuse terminale et directe pour la quantification du réflexe H dans la patte avant de la souris.

Mesures terminales du réflexe H chez la souris

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits ...

Le réflexe H permet une validation électrophysiologique de l’intégrité des circuits neurologiques. Nous présentons un protocole terminal pour quantifier le réflexe H directement au niveau des nerfs de la patte antérieure chez la souris. Contrairement aux enregistrements transcutanés conventionnels plutôt non nerveux spécifiques, les résultats sont moins variables entre les souris et les jours de mesure.Semblable aux enregistrements réflexes H chez les patients, la quantification précise permet une caractérisation électrophysiologique dans des modèles de maladies, par exemple une lésion de la moelle épinière et un accident vasculaire cérébral. Le protocole exige de solides compétences expérimentales dans le travail avec l’équipement chirurgical chez la souris.Si vous ne savez pas comment séparer les nerfs du tissu conjonctif et des vaisseaux sanguins, pratiquez d’abord. La démonstration de la procédure sera faite par Frédérique Wieters, une doctorante de mon laboratoire. Pour commencer, placez la souris C57 noire/6J anesthésiée pour adultes âgée de 8 à 16 semaines sur le coussin chauffant couvert et attendez que la souris soit calme, que la respiration soit stable et que les réflexes soient absents.Tournez la souris sur le dos. Ensuite, fixez les pattes antérieures avec du ruban adhésif. Positionnez le ruban de manière à ce que les électrodes de mesure soient facilement insérées dans les pattes antérieures.Pour mesurer la température d’une souris, insérez une sonde rectale et fixez-la avec du ruban adhésif. Appliquez une pommade pour les yeux pour empêcher les yeux de se dessécher. Retirez soigneusement la fourrure avec une paire de ciseaux fins et arrondis tout en soulevant la peau avec une pince à épiler.Ensuite, faites une incision d’un centimètre dans la peau le long de l’axe ventropostérieur de la patte antérieure avec une paire de ciseaux fins et arrondis. Retirez soigneusement le tissu conjonctif et exposez le muscle et le nerf inférieurs. Ensuite, retirez le muscle pectoral profundus exposé à l’aide d’une pince pour évaluer le nerf médian.Enlevez de petites quantités de sang et de liquide tissulaire avec du papier de soie souple. Ensuite, coupez soigneusement le sein ou le muscle axillaire de haut en bas pour exposer le faisceau nerveux. Libérez le faisceau nerveux du tissu conjonctif et musculaire sur une longueur d’environ 1,5 centimètre.Séparez soigneusement le nerf ulnaire et médian de la patte avant à l’aide d’une pipette en verre courbée. Le nerf supérieur est le nerf ulnaire et le nerf inférieur est le nerf médian. Disposez les électrodes du crochet du stimulateur en parallèle à une distance de 0,5 à un millimètre et utilisez un micromanipulateur pour positionner le double crochet près du nerf.Utilisez le crochet en verre pour soulever le nerf ulnaire sur les électrodes du crochet de stimulation. Ensuite, retirez l’électrode avec le nerf et séparez-la des autres nerfs. Placez les électrodes le long de l’axe long de la patte pour réduire la diaphonie entre les muscles.Sécher superficiellement les crochets d’électrode fixés au nerf et appliquer de la vaseline à l’aide d’une seringue pour fournir une isolation électrique du tissu adjacent. Pour mesurer le réflexe H, positionnez les électrodes d’électromyographie par voie intramusculaire dans la patte antérieure. Ensuite, positionnez l’électrode de référence par voie sous-cutanée dans le membre postérieur, maintenu par une pince crocodile miniature.Lorsque le stimulateur est allumé, observez une stimulation réussie sous forme de minuscules secousses de la patte antérieure. Le courant de stimulation minimum pour provoquer l’onde M et de minuscules secousses visibles dans la patte avant se situe entre 10 et 50 microampères. Effectuez la stimulation nerveuse 15 fois avec des impulsions de 0,2 millisecondes chacune.Avec des pauses de deux minutes entre les séries de stimuli, la fréquence est augmentée de 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 à 5 hertz. Une illustration de l’enregistrement mis en place dans les voies pour mesurer le réflexe de Hoffman et la réponse musculaire est montrée ici. Le rapport entre l’amplitude des ondes H et M a été évalué.Le stimulus et l’artefact de stimulation respectif ont été réglés à zéro milliseconde, suivis de l’onde M directe et du pic plus petit représentant l’onde H. L’onde M se produit environ deux millisecondes après la stimulation, et l’onde H après six à huit millisecondes en raison du temps de transit plus long à travers la moelle épinière. Outre la séparation des nerfs, l’application de vaseline sur l’électrode et entre les deux crochets est critique.Il s’agit d’une expérience terminale. Dans notre laboratoire, cette technique a fourni une nouvelle référence de référence aux enregistrements transcutanés H-reflex.

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Les mesures électroniques de von Frey constituent une alternative efficace et améliorée aux filaments de von Frey classiques, car elles permettent de mesurer rapidement et précisément les changements des seuils de retrait mécanique des rongeurs aux stimuli de pression appliqués en continu avant et après un événement inflammatoire.

Mesure des changements de sensibilité tactile dans la patte postérieure de souris à l’aide d’un appareil électronique de von Frey

Nous présentons raffinés protocoles qui permettent à la surveillance in vivo de la fonction de l'unité de moteur dans la souris. Techniques pour mesurer le potentiel d'action composé de muscle (CMAP) et le numéro de bloc moteur estimation (MUNE) dans les muscles des membres postérieurs de la souris innervés par le nerf sciatique sont décrits.

Nombre électrophysiologique Motor Unit Estimation (MUNE) Mesure composé Muscle Potentiel d&#39;action (CMAP) dans les muscles de souris membres postérieurs

Cet article décrit comment injecter des vecteurs viraux dans le cortex frontal de la souris pour tester tests comportementaux qui nécessitent la formation hétéromère GPCR.

HSV-Mediated Expression du transgène de chimériques Constructs pour étudier la fonction Behavioral des GPCR hétéromères chez la souris

Cette étude établit un modèle expérimental de neuropathie pure petites fibres avec résinifératoxine (RTX). Une dose unique de RTX (50 µg/kg) est optimal pour l’élaboration d’un modèle de neuropathie des petites fibres qui imite les caractéristiques des patients et pourrait aider à enquêter sur la signification moléculaire nociceptif qui sous-tendent la douleur neuropathique.

Établir un modèle de souris d’une neuropathie Pure petites fibres avec l’agoniste Ultrapotent de Transient Receptor potentiels Vanilloid Type 1

La mesure de la conduction nerveuse est un outil utile pour évaluer les modèles murins de la neurodégénérescence, mais il est fréquemment appliqué seulement pour stimuler le nerf sciatique dans les membres postérieurs. Nous décrivons ici une technique pour mesurer les composés muscle potentiel d’action (CMAP) in vivo dans les muscles des membres antérieurs de souris innervés par le plexus brachial.

In Vivo Électrophysiologique mesure du potentiel d’Action musculaire composé de membres antérieurs dans des modèles murins de la dégénérescence des motoneurones

Mesure de la fonction contractile du muscle squelettique rongeurs est un outil utile qui peut être utilisé pour suivre la progression de la maladie ainsi que l’efficacité d’intervention thérapeutique. Nous décrivons ici l’évaluation non invasive, in vivo des muscles dorsifléchisseurs qui peut se répéter au fil du temps dans la même souris.

Évaluation non invasif de la fonction musculaire de dorsifléchisseurs chez la souris

Le test mécanique d’évitement des conflits est utilisé comme une lecture non réflexive de la sensibilité à la douleur chez la souris qui peut être utilisée pour mieux comprendre les réponses affectives-motivationnelles dans une variété de modèles de douleur murine.

Test mécanique d’évitement des conflits pour mesurer le comportement de la douleur chez la souris

Des méthodes d’induction simple et rapide d’un modèle de mal de dos chez la souris sont fournies ici à l’aide d’une injection intraligamentaire d’activateur urinaire du plasminogène.

Modèle de maux de dos de souris induit par l’activateur de plasminogène de type urokinase

Découvrez un protocole terminal pour quantifier le réflexe H chez la souris par stimulation nerveuse directe. Cette méthode réduit la variabilité des mesures électrophysiologiques et facilite l'étude des maladies neurologiques comme les lésions de la moelle épinière.

Mesures terminales du réflexe H chez la souris

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