Name: Étude spectrométrique de masse à multiples facettes des neuropeptides chez Callinectes sapidus (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-05-31T13:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 22 s
Description: Découvrez une approche par spectrométrie de masse pour caractériser les neuropeptides chez Callinectes sapidus. Cette méthode permet la séquence, la quantification et la localisation des peptides endogènes.

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Cette recherche a été soutenue par la National Science Foundation (CHE-1710140 et CHE-2108223) et les National Institutes of Health (NIH) grâce à la subvention R01DK071801. A.P. a été soutenu en partie par la subvention de formation à l’interface chimie-biologie des NIH (T32 GM008505). N.V.Q. a été soutenu en partie par les National Institutes of Health, dans le cadre du Ruth L. Kirschstein National Research Service Award du National Heart Lung and Blood Institute au Centre de recherche cardiovasculaire de l’Université du Wisconsin-Madison (T32 HL007936). L.L. tient à remercier les subventions R56 MH110215, S10RR029531 et S10OD025084 des NIH, ainsi que le soutien financier d’une chaire Vilas Distinguished Achievement et d’une chaire Charles Melbourne Johnson avec un financement fourni par la Wisconsin Alumni Research Foundation et l’Université du Wisconsin-Madison School of Pharmacy.

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’identification, la quantification et la localisation précises des neuropeptides et des peptides endogènes présents dans le système nerveux sont cruciales pour comprendre leur fonction23,24. La spectrométrie de masse est une technique puissante qui peut permettre d’accomplir tout cela, même dans des organismes sans génome entièrement séquencé. La capacité de ce protocole à détecter, quantifier et localiser les neuropeptides des tissus prélevés sur C. sapidus...

Le système nerveux est complexe et nécessite un réseau de neurones pour transmettre des signaux dans tout un organisme. Le système nerveux coordonne l’information sensorielle et la réponse biologique. Les interactions complexes et alambiquées impliquées dans la transmission du signal nécessitent de nombreuses molécules de signalisation différentes telles que les neurotransmetteurs, les stéroïdes et les neuropeptides. Comme les neuropeptides sont les molécules de signalisation les plus diverses et les plus puissantes qui jouent un rôle clé dans l’activation des réponses physiologiques au stress et à d’autres stimuli, il est intéressant de déterminer leur rôle spécifique dans ces processus physiologiques. La fonction des neuropeptides est liée à leur structure en acides aminés, qui détermine la mobilité, l’interaction des récepteurs et l’affinité1. Des techniques telles que l’histochimie, qui est importante parce que les neuropeptides peuvent être synthétisés, stockés et libérés dans différentes régions du tissu, et l’électrophysiologie ont été utilisées pour étudier la structure et la fonctiondes neuropeptides 2,3,4, mais ces méthodes sont limitées par le débit et la spécificité pour résoudre la grande diversité de séquences des neuropeptides.
La spectrométrie de masse (SEP) permet l’analyse à haut débit de la structure et de l’abondance des neuropeptides. Cela peut être effectué par différentes techniques MS, le plus souvent la chromatographie liquide-ionisation par électropulvérisation MS (LC-ESI-MS)5 et la désorption/ionisation laser assistée par matrice MS (MALDI-MS)6. En utilisant des mesures de masse de haute précision et la fragmentation de la SEP, la SEP offre la possibilité d’attribuer la séquence d’acides aminés et le statut de modification post-traductionnelle (PTM) aux neuropeptides de mélanges complexes sans connaissance a priori pour aider à déterminer leur fonction 7,8. En plus de l’information qualitative, la SEP permet l’information quantitative des neuropeptides grâce à la quantification sans étiquette (LFQ) ou à des méthodes basées sur l’étiquette telles que le marquage isotopique ou isobare9. Les principaux avantages de LFQ comprennent sa simplicité, son faible coût d’analyse et la diminution des étapes de préparation des échantillons, ce qui peut minimiser la perte d’échantillons. Cependant, les inconvénients de LFQ comprennent l’augmentation des coûts de temps d’instrument, car il nécessite plusieurs répétitions techniques pour traiter les erreurs quantitatives de la variabilité d’une exécution à l’autre. Cela conduit également à une diminution de la capacité à quantifier avec précision les petites variations. Les méthodes basées sur l’étiquette sont soumises à des variations moins systématiques, car plusieurs échantillons peuvent être marqués différemment à l’aide d’une variété d’isotopes stables, combinés en un seul échantillon et analysés simultanément par spectrométrie de masse. Cela augmente également le débit, bien que les étiquettes isotopiques puissent prendre beaucoup de temps et être coûteuses à synthétiser ou à acheter. La complexité spectrale des spectres de masse à balayage complet (MS1) augmente également à mesure que le multiplexage augmente, ce qui diminue le nombre de neuropeptides uniques pouvant être fragmentés et donc identifiés. Inversement, le marquage isobare n’augmente pas la complexité spectrale au niveau MS1, bien qu’il présente des défis pour les analytes de faible abondance tels que les neuropeptides. Comme la quantification isobare est effectuée au niveau des spectres de masse d’ions fragmentaires (MS2), les neuropeptides de faible abondance peuvent ne pas être en mesure d’être quantifiés car des composants de matrice plus abondants peuvent être sélectionnés pour la fragmentation et ceux sélectionnés peuvent ne pas avoir une abondance suffisamment élevée pour être quantifiés. Avec le marquage isotopique, la quantification peut être effectuée sur chaque peptide identifié.
En plus de l’identification et de la quantification, les informations de localisation peuvent être obtenues par MS par le biais de l’imagerie MALDI-MS (MALDI-MSI)10. En raster un laser sur une surface d’échantillon, les spectres MS peuvent être compilés dans une image de carte thermique pour chaque valeur m/z . La cartographie de l’intensité du signal neuroptidique transitoire dans différentes régions à travers les conditions peut fournir des informations précieuses pour la détermination de la fonction11. La localisation des neuropeptides est particulièrement importante car la fonction des neuropeptides peut différer selon l’emplacement12.
Les neuropeptides se trouvent en plus faible abondance in vivo que d’autres molécules de signalisation, telles que les neurotransmetteurs, et nécessitent donc des méthodes sensibles pour la détection13. Cela peut être réalisé par l’élimination des composants de la matrice d’abondance plus élevée, tels que les lipides11,14. Des considérations supplémentaires pour l’analyse des neuropeptides doivent être prises en compte par rapport aux flux de travail protéomiques courants, principalement parce que la plupart des analyses neuropeptidomiques omettent la digestion enzymatique. Cela limite les options logicielles pour l’analyse des données sur les neuropeptides, car la plupart ont été construites avec des algorithmes basés sur des données protéomiques et des correspondances de protéines informées par la détection de peptides. Cependant, de nombreux logiciels tels que PEAKS15 sont plus adaptés à l’analyse des neuropeptides en raison de leurs capacités de séquençage de novo. Plusieurs facteurs doivent être pris en compte pour l’analyse des neuropeptides, de la méthode d’extraction à l’analyse des données sur la SEP.
Les protocoles décrits ici comprennent des méthodes de préparation d’échantillons et de marquage isotopique diméthylique, d’acquisition de données et d’analyse de données de neuropeptides par LC-ESI-MS, MALDI-MS et MALDI-MSI. Grâce aux résultats représentatifs de plusieurs expériences, l’utilité et la capacité de ces méthodes à identifier, quantifier et localiser les neuropeptides des crabes bleus, Callinectes sapidus, sont démontrées. Pour mieux comprendre le système nerveux, des systèmes modèles sont couramment utilisés. De nombreux organismes n’ont pas de génome entièrement séquencé disponible, ce qui empêche la découverte complète de neuropeptides au niveau peptidique. Afin d’atténuer ce défi, un protocole d’identification de nouveaux neuropeptides et d’extraction de transcriptomes afin de générer des bases de données pour les organismes sans informations complètes sur le génome est inclus. Tous les protocoles présentés ici peuvent être optimisés pour des échantillons de neuropeptides de n’importe quelle espèce, ainsi que pour l’analyse de tous les peptides endogènes.

<table><tbody><tr><td></td><td></td> Matrice <td></td><td>d’acide ></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td>2,5-dihydroxybenzoïque (DHB) < forte <> Chemical Optima <td></td></tr><tr><td>Optima LC/MS Fisher</td><td>Chemical</td><td>A955-500</td><td></td>Bicarbonate d’ammonium Sigma-Aldrich</tr><tr><td></td> 9830 <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Borane, pyridine</td><td>, Sigma-Aldrich</td><td>, 179752</td><td></td></tr><tr><td>Bruker, mélange d’étalonnage peptidique</td>, <td>Bruker Daltonics</td><td>NC9846988</td><td></td></tr><tr><td>Capillaire</td>, <td>Polymicro</td><td>1068150019</td><td>pour fabriquer une colonne nano-flux (75 &micro ; m diamètre intérieur x 360 & micro ; m diamètre extérieur)</td></tr><tr><td>Tasse cryostat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E6032</td><td>n’importe quelle tasse ou moule devrait fonctionner</td></tr><tr><td>&nbsp ; Tubes de microcentrifugation</td><td>Eppendorf</td><td>30108434</td><td></td></tr><tr><td>Formaldéhyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>252549</td><td></td></tr><tr><td>Formaldéhyde - D2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>492620</td><td></td></tr><tr><td>Acide formique Optima LC/MS grade</td><td>Fisher Chemical</td><td>A117-50</td><td></td></tr><tr><td>Gélatine</td><td>Difco</td><td>214340</td><td>place dans 37 &deg ; C Bain d’eau pour fondre</td></tr><tr><td>Stylo barrière hydrophobe</td><td>Vector Labs</td><td>15553953</td><td></td></tr><tr><td>Lames de verre recouvertes d’oxyde d’indium et d’étain (ITO)</td> Delta <td>Technologies</td><td>CB-90IN-S107</td><td>25 mm x 75 mm x 0,8 mm (largeur x longueur x épaisseur)</td></tr><tr><td>Flacons LC-MS</td><td>Thermo</td><td>TFMSCERT5000-30LVW</td><td></td></tr><tr><td>Méthanol Optima LC/MS Grade</td><td>Fisher Chemical</td><td>A456-500</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P7793</td><td>Film hydrophobe</td></tr><tr><td>Bandes indicatrices de pH</td><td>Supelco</td><td>109450</td><td></td></tr><tr><td>Grappes de phosphore rouge</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>343242</td><td></td></tr><tr><td>Matériau C18 en phase inverse</td><td>Waters</td><td>186002350</td><td>emballé manuellement dans une colonne nanoflow</td></tr><tr><td>Stylo Wite-out</td><td>BIC</td><td>150810</td><td></td></tr><tr><td>ZipTip</td><td>Millipore</td><td>Z720070</td><td></td></tr><tr><td>Instruments and Tools</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Système de pulvérisation matricielle automatique- M5</td><td>HTX Technologies, LLC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse - 5424 R</td><td>Eppendorf</td><td>05-401-205</td><td></td></tr><tr><td>Cryostat- HM 550</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>956564A</td><td></td></tr><tr><td>Dessiccant</td><td>Dessicante</td><td>2088701</td><td></td></tr><tr><td>Pince</td><td>WPI</td><td>501764</td><td></td></tr><tr><td>MALDI plaque cible en acier inoxydable</td><td>Bruker Daltonics</td><td>8280781</td><td></td></tr><tr><td>Pipet-Lite XLS</td><td>Rainin</td><td>17014391</td><td>200 &micro ; L</td></tr><tr><td>Q Exactive Plus Hybrid Quadrupole-Orbitrap</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>IQLAAEGAAPFALGMBDK</td><td></td></tr><tr><td>RapifleX MALDI-TOF/TOF</td><td>Bruker Daltonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SpeedVac - SVC100</td><td>Savant</td><td>SVC-100D</td><td></td></tr><tr><td>Nettoyeur à ultrasons</td><td>Bransonic</td><td>2510R-MTH</td><td>pour sonication</td></tr><tr><td>Homogénéisateur à ultrasons</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB120110</td><td>FB120 Sonic Dismembrator avec sonde CL-18</td></tr><tr><td>Pompe à vide - Alcatel 2008 A</td><td>Ideal Vacuum Products</td><td>P10976</td><td>pression ultime = 1 x 10-4 Torr</td></tr><tr><td>Vortex Mixer</td><td>Corning</td><td>6775</td><td></td></tr><tr><td>Bain-marie (37C) - Isotemp 110</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-460-10</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’analyse de données</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Expasy</td><td>https://web.expasy.org/translate/</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>FlexAnalysis</td><td>Bruker Daltonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FlexControl</td><td>Bruker Daltonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FlexImaging</td><td>Bruker Daltonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PEAKS Studio</td><td>Bioinformatics Solutions, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SCiLS Lab</td><td>https://scils.de/</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>SignalP 5.0</td><td>https://services.healthtech.dtu.dk/service.php?SignalP-5.0</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tBLASTn</td><td>http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi?PROGRAM=tblastn&BLAST_ PROGRAMMES=tblastn& PAGE_ TYPE=BlastSearch& SHOW_ DEFAULTS=on& LINK_LOC =blasthome</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

Étude spectrométrique de masse à multiples facettes des neuropeptides chez callinectes sapidus

Multi-Faceted Mass Spectrometric Investigation of Neuropeptides in Callinectes sapidus

Les neuropeptides sont des molécules de signalisation qui régulent presque tous les processus physiologiques et comportementaux, tels que le développement, la reproduction, l’apport alimentaire et la réponse aux facteurs de stress externes. Pourtant, les mécanismes biochimiques et l’ensemble des neuropeptides et leurs rôles fonctionnels restent mal compris. La caractérisation de ces peptides endogènes est entravée par l’immense diversité au sein de cette classe de molécules de signalisation. De plus, les neuropeptides sont bioactifs à des concentrations 100x - 1000x inférieures à celles des neurotransmetteurs et sont sujets à la dégradation enzymatique après libération synaptique. La spectrométrie de masse (SEP) est un outil analytique très sensible qui permet d’identifier, de quantifier et de localiser les analytes sans connaissances a priori approfondies. Il est bien adapté pour profiler globalement les neuropeptides et aider à la découverte de nouveaux peptides. En raison de la faible abondance et de la grande diversité chimique de cette classe de peptides, plusieurs méthodes de préparation d’échantillons, paramètres d’acquisition de SEP et stratégies d’analyse de données ont été adaptés à partir de techniques protéomiques pour permettre une caractérisation optimale des neuropeptides. Ici, des méthodes sont décrites pour isoler les neuropeptides de tissus biologiques complexes pour la caractérisation, la quantification et la localisation de séquences à l’aide de la chromatographie liquide (LC)-MS et de la désorption/ionisation laser assistée par matrice (MALDI)-MS. Un protocole pour la préparation d’une base de données de neuropeptides à partir du crabe bleu, Callinectes sapidus, un organisme sans informations génomiques complètes, est inclus. Ces flux de travail peuvent être adaptés pour étudier d’autres classes de peptides endogènes chez différentes espèces à l’aide d’une variété d’instruments.

Le flux de travail pour la préparation des échantillons et l’analyse de la SEP est illustré à la figure 1. Après la dissection du tissu neuronal, l’homogénéisation, l’extraction et le dessalement sont effectués pour purifier les échantillons de neuropeptides. Si une quantification isotopique basée sur l’étiquette est souhaitée, les échantillons sont ensuite étiquetés et dessalés à nouveau. L’échantillon résultant est analysé par LC-MS/MS pour l’identification et la quantification des neurope...

La caractérisation par spectrométrie de masse des neuropeptides fournit des informations de séquence, de quantification et de localisation. Ce flux de travail optimisé est non seulement utile pour les études de neuropeptides, mais aussi pour d’autres peptides endogènes. Les protocoles fournis ici décrivent la préparation des échantillons, l’acquisition de la SEP, l’analyse de la SEP et la génération de bases de données de neuropeptides à l’aide de l’imagerie LC-ESI-MS, MALDI-MS et MALDI-MS.

Étude spectrométrique de masse à multiples facettes des neuropeptides chez Callinectes sapidus

Neuropeptides are signaling molecules that regulate almost all physiological and behavioral processes, such as development, reproduction, food intake, and ...

L’analyse des peptides endogènes, qui sont plus petits que la plupart des protéines, mais plus grands que de nombreux peptides digérés, est un domaine sous-examiné. Ce protocole traite le scap dans les flux de travail basés sur la spectrométrie de masse. La spectrométrie de masse est très sensible et peut être utilisée pour cibler des neuropeptides spécifiques d’intérêt ou peut capturer et détecter une gamme de neuropeptides dans un échantillon.La quantification et la localisation de l’expression des neuropeptides par spectrométrie de masse peuvent conduire au développement de thérapies peptidiques et à la découverte de biomarqueurs neuropeptides pour diverses maladies. Pour commencer l’extraction des neuropeptides, prélevez le tissu cérébral du crustacé et, à l’aide de pinces, placez immédiatement un tissu chacun dans un tube de 0,6 millilitre contenant 20 microlitres de méthanol acidifié. Ajouter 150 microlitres de méthanol acidifié à l’échantillon.Réglez le temps total du patient Sonic sur 24 secondes, le temps d’impulsion sur huit secondes. Temps de pause à 15 secondes et amplitude à 50% sur un homogénéisateur à ultrasons et homogénéiser les échantillons sur la glace. Centrifuger l’échantillon à quatre degrés Celsius à 20 000 GS pendant 20 minutes.Avec une pipette, transférez le surnageant dans un tube et séchez-le dans un concentrateur sous vide à environ 35 degrés Celsius. Pour le dessalement reconstituer l’échantillon de tissu extrait dans 20 microlitres d’acide formique à 0,1%. Vortex la solution et sonicate dans un bain-marie à température ambiante pendant une minute.Appliquez 0,5 microlitre d’échantillon sur une bande de pH pour confirmer que le pH est inférieur à quatre. Centrifuger à quatre degrés Celsius et 20 000 GS pendant 30 secondes. Préparez un lavage d’équilibrage mouillant dans des solutions d’illusion.Obtenez une pointe de dessalement de 10 microlitres avec de la résine C18. Placez la pointe de dessalage sur une pipette de 20 microlitres réglée sur 15 microlitres. Aspirer la pointe trois fois avec une solution de mouillage et trois fois avec une solution de collaboration équique.Aspirer dans l’échantillon 10 fois suivi d’un lavage trois fois en solution de lavage en jetant chaque lavage. Éluez en aspirant 10 fois dans chacune des solutions d’illusion dans l’ordre d’augmenter l’acétonitrile. Sécher les neuropeptides évoqués dans un concentrateur sous vide.Reconstituer les neuropeptides dessalés séchés dans cinq microlitres d’acide formique à 0,1%. Vortex la solution et sonique dans un bain-marie à température ambiante pendant une minute. Centrifuger brièvement à 2000 GS. Pour repérer les neuropeptides et les tissus de la croûte, pipeter une gouttelette d’échantillon de trois microlitres sur un film hydrophobe.Pipette trois microlitres de matrice DHB directement sur la gouttelette d’échantillon. Mélangez les solutions en pipetant de haut en bas. Pipette un microlitre de l’échantillon et du mélange matriciel dans un puits de la plaque cible en acier inoxydable MALDI et utiliser la pointe de la pipette pour étaler chaque mélange sur les bords du puits d’échantillonnage.Repérez un microlitre de calibre un à un et un mélange matriciel dans un puits près de l’échantillon. Insérez la plaque cible contenant des points d’échantillon séchés dans l’instrument de temps de vol tandem MALDI. Avec la matrice DHB, réglez la puissance laser à 95 %, sélectionnez le gain optimal automatique du détecteur et le mode de mouvement intelligent du porte-échantillon complet.Acquérir des spectres MS dans la gamme de 200 à 3, 200 M sur Z et ajouter plusieurs spectres de chaque point ensemble pour augmenter le rapport signal neuropeptide sur bruit. Remplissez la moitié d’une tasse de cryostat avec de la gélatine et laissez-la se solidifier à température ambiante. Gardez les restes de gélatine liquide au chaud dans un bain-marie à 37 degrés Celsius.Prélevez le tissu neuronal souhaité de l’animal et utilisez une pince pour plonger immédiatement le tissu dans un tube de 0,6 millilitre contenant de l’eau désionisée pendant une seconde. Placez le tissu sur la gélatine solide et remplissez le reste de la tasse de cryostat avec de la gélatine liquide. Utilisez des pinces pour positionner le tissu.Placez la tasse de cryostat sur une surface plane et congelez-la avec de la glace carbonique. Pour la préparation du sectionnement, séparez l’échantillon de gélatine incorporée du moule de cryostat en coupant le moule. Montez le tissu incorporé sur un mandrin de cryostat en pipetant une gouttelette d’eau désionisée d’un millilitre sur le mandrin et en pressant immédiatement le tissu incorporé sur la gouttelette.Une fois la pipette congelée, plus d’eau désionisée autour du tissu pour le fixer davantage au mandrin. Coupez le tissu à une épaisseur approximative d’une cellule. Montez chaque section sur une lame en verre revêtue d’oxyde d’indium-étain en plaçant un côté de la glissière près de la section et en plaçant un doigt de l’autre côté de la glissière pour réchauffer lentement le verre et permettre à la section de coller à la glissière.Exportez De Novo uniquement des peptides. CSV à partir de pics avec un score de confiance local moyen supérieur ou égal à 75. Recherchez dans la liste des peptides des motifs de séquence connus indiquant des neuropeptides appartenant à des familles de neuropeptides spécifiques.Choisissez une séquence d’acides aminés pré-pro hormone connue d’intérêt et utilisez TB blast N pour rechercher une séquence d’hormones pré-pro dans une base de données. Sélectionnez l’organisme cible et modifiez les paramètres de l’algorithme de seuil attendus à 1000 pour inclure des alignements de score faible. Exécutez le programme blast, puis vérifiez les résultats pour des scores d’homologie élevés entre les séquences de requête et de sujet produisant des alignements significatifs.Enregistrez le fichier FASTA contenant la séquence nucléotidique. Traduire la séquence nucléotidique de l’hormone pré-pro en séquences peptidiques de l’hormone pré-pro à l’aide de l’outil de traduction Expasy. Pour callinectes sapidus sélectionnez invertébré mitochondrial pour le code génétique et exécutez l’outil.Vérifiez la séquence peptidique du signal et les sites de clivage de l’hormone pro dans les séquences peptidiques à l’aide du signal P.Il s’agit d’un spectre de fragmentation d’un neuropeptide identifié avec une couverture de séquence de 100% dans une erreur de masse de fragment faible avec une limite maximale de 0,02 Dalton. Voici un spectre d’un neuropeptide également identifié avec une couverture de séquence de 100%, mais avec un faible nombre d’ions fragments, donc la confiance de l’identification est faible. Ce sont les chromatogrammes ioniques extraits pour un seul neuropeptide qui a été identifié en deux séries distinctes et consécutives.Même si le temps de rétention diffère légèrement, il peut toujours être utilisé pour la quantification sans étiquette car le décalage temporel est inférieur à une minute. Ceci est un exemple d’un spectre de masse de balayage complet contenant un neuropeptide qui a été marqué Diméthyle, ce qui a entraîné un changement de masse de Dalton de 4,025 entre les formes légères et lourdes du neuropeptide. Le spectre de masse ionique fragmentaire d’un peptide séquencé De Novo démontre une bonne couverture de fragmentation, où l’ion fragment B et ou Y a été observé pour chaque acide aminé avec une erreur de masse faible de 0,02 Dalton.Cela indique qu’un peptide endogène appartenant à la famille des neuropeptides RYMI des crustacés a été observé. Des exemples de bons points qui touchent tous les bords de la gravure du puits sont montrés à gauche. Et des exemples de mauvais points sont montrés à droite.Après l’imagerie MALDI MS de neuropeptides de tissus callinectes sapidus, des images de distribution ionique de diverses valeurs M sur Z ont été obtenues correspondant à différents neuropeptides. L’optimisation des solvants d’extraction pour un type d’analyse particulier est cruciale. Assurez-vous également que l’homogénéisation complète se produit et ajustez la méthode au besoin.Rien ne sera détecté en aval s’il n’est pas extrait. Cette technique peut fournir une liste fondamentale de neuropeptides importants qui peuvent être étudiés plus avant en tant que biomarqueurs potentiels, ainsi que fournir des informations de localisation non ciblées sans avoir besoin d’anticorps.

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