Name: Les gerbilles de Mongolie comme modèle animal de cicatrisation des plaies (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 54 s
Description: Découvrez un modèle animal utilisant les gerbilles de Mongolie pour étudier l'anatomie et la cicatrisation cornéenne. Cette méthode offre des avantages significatifs grâce aux similitudes avec la cornée humaine.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous tenons à remercier l’ingénieur Rodrigo de la Fuente pour son aide précieuse et son soutien technique. Nous remercions également María Eugenia Corbela pour la narration et Priscilla Hazrún pour l’édition des figures. Hugo Luján nous a permis d’utiliser les installations du Centre de recherche et de développement en immunologie et maladies infectieuses (CIDIE).

Toutes les procédures de recherche ont été approuvées par la « Commission institutionnelle pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire » de l’Universidad Católica de Córdoba et ont suivi le Guide du Conseil national de recherches pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Ces procédures ont également été approuvées par les autorités de la « Facultad de Ciencias de la Salud » de l’Universidad Católica de Córdoba et de l'"Instituto de la Visión Cerro ».
1. Manipulation des gerbilles et anesthésie
NOTE: Tous les animaux étaient des gerbilles mongoles mâles exemptes d’agents pathogènes spécifiques (SFP) et étaient gardés dans les installations du Centre de recherche et de développement en immunologie et maladies infectieuses (CIDIE) (Córdoba, Argentine). Ils ont été obtenus de l’Université de La Plata (Buenos Aires, Argentine).
<ol><li>Abritez les gerbilles socialement dans des cages en polysulfone recouvertes d’une litière en épi de maïs. Fournir de la nourriture et de l’eau du robinet filtrée dans des bouteilles d’eau ad libitum. Assurez-vous que la plage de température ambiante est comprise entre 18 °C et 24 °C et qu’un cycle lumière-obscurité de 12:12 h est utilisé.</li>
	<li>Pesez chaque gerbille séparément et identifiez-les pour éviter toute confusion. Faites une marque avec un marqueur d’encre indélébile sur la base de la queue de la gerbille. Utilisez une pince à épiler pour tenir l’oreille de la gerbille et faites une marque en utilisant le marqueur indélébile sur l’oreille du rongeur. Si un laboratoire et un grand biotherium sont disponibles, attribuer une cage unique à chaque rongeur avec l’identification correspondante.</li>
	<li>Désinfectez la hotte à flux laminaire avec une solution d’éthanol à 70%. Placez tous les instruments chirurgicaux et jetables, y compris les aiguilles, les seringues et les racks, dans la zone de travail à l’intérieur de la hotte. Placez également une mousse chirurgicale jetable dans la cagoule.</li>
	<li>Utilisez un petit récipient en plastique ouvert pour maintenir le rongeur sur la balance de précision afin de faciliter la mesure.</li>
	<li>Utilisez trois gerbilles mongoles mâles de 6 mois de tailles et de poids similaires (~ 80 g) pour cette expérience. Une à la fois, placez chaque cage avec le rongeur à l’intérieur de la hotte à flux laminaire. Ouvrez les cages, identifiez chacune des gerbilles et pesez-les sur la balance. NOTE: Les gerbilles sont des animaux inoffensifs mais délicats. Portez des gants jetables lorsque vous manipulez les gerbilles.</li>
	<li>Saisissez la gerbille avec la main non dominante pour la tenir fermement par la queue. Utilisez la main dominante, avec le pouce et l’index derrière les oreilles, pour tenir l’animal avec la région ventrale tournée vers le haut. Utilisez le petit doigt pour tenir la queue.</li>
	<li>Remplissez une seringue avec une aiguille de 30 G avec 1 mL de kétamine et de xylazine. Administrer l’anesthésie par voie intrapéritonéale au rongeur (50-100 mg/kg de kétamine et 2 mg/kg de xylazine)9 avec la main dominante. La durée de l’effet sera d’environ 20-50 min (des variations peuvent survenir).</li>
	<li>Pour vous assurer que la gerbille est complètement anesthésiée, vérifiez avec un pincement d’orteil, un pincement de la queue et un reflet cornéen, etc., avant de faire des incisions dans la cornée. REMARQUE: Effectuez toutes les procédures dans l’œil droit uniquement.</li>
</ol>2. Tomographie par cohérence optique (TCO) de la cornée
<ol><li>Placez des champs chirurgicaux stériles pour protéger l’équipement des sécrétions ou des poils d’animaux.</li>
	<li>Assurez-vous que l’un des opérateurs tient l’animal pendant qu’un autre opérateur prend les images. L’opérateur doit reposer ses mains sur l’équipement tout en tenant la gerbille afin que l’œil de la gerbille soit aussi stable et immobile que possible à étudier. Posez la main tenant la gerbille sur le repose-menton.</li>
	<li>Démarrez le logiciel qui contrôle l’OPO, appuyez sur Prendre l’image , puis sur Enregistrer l’image souhaitée. Effectuer plusieurs tranches sagittales et coronales de la cornée. Imagez l’œil sous l’OCT et faites plusieurs tranches pour voir le segment antérieur de la cornée du rongeur. REMARQUE: Si l’image obtenue n’est pas nette et que l’œil a légèrement bougé, répétez la procédure plusieurs fois pour obtenir suffisamment d’images.</li>
	<li>À l’aide du logiciel OCT, effectuer des mesures pachymétriques des régions centrales et périphériques. Dans l’écran principal du logiciel, appuyez sur Prendre l’image, puis appuyez sur le bouton Enregistrer l’image souhaitée.</li>
	<li>Effectuer des mesures sur l’œil normal ou témoin et immédiatement après la kératectomie photothérapeutique sur les autres yeux de rongeurs.</li>
</ol>3. Kérérectomie photothérapeutique au laser excimer (PTK)
<ol><li>Placez des champs chirurgicaux stériles sur le dispositif laser excimer pour protéger l’équipement des sécrétions ou des poils d’animaux.</li>
	<li>Instiller une goutte de chlorhydrate de proparacaïne topique (0,5%) dans l’œil à traiter 5 min avant l’intervention chirurgicale.</li>
	<li>Utilisez la main non dominante pour tenir fermement la gerbille. Avec la main dominante, ouvrez les paupières de l’animal afin que les images puissent être capturées correctement. Pour pouvoir faire la mise au point et obtenir une image nette, assurez-vous que les mains de la personne tenant la gerbille reposent sur la tête de l’équipement. Placez les mains tenant l’animal à l’endroit où un patient placerait son cou.</li>
	<li>Effectuer l’ablation PTK sur l’œil droit. Utilisez les paramètres suivants : une ablation entre 60 μm et 62 μm d’épaisseur, une zone optique de 3 mm, une durée de 4 s et un total de 1 867 impulsions. REMARQUE: PTK est effectué uniquement sur gerbille 2 et gerbille 3. Dans cette étape, le deuxième opérateur prépare et active le laser pour ablater le tissu cornéen.</li>
	<li>Immédiatement après l’intervention, prendre des photos et effectuer une analyse OCT pour enregistrer et documenter les changements de surface dans les yeux traités.</li>
	<li>Une fois la procédure terminée, replacez le rongeur dans la cage, surveillez les signes vitaux (fréquence cardiaque : 360 battements par minute ; température rectale : 37-38,5 °C ; fréquence respiratoire : 90 respirations par minute) et laissez l’animal se remettre de l’anesthésie.</li>
</ol>4. Réveil des gerbilles après PTK cornéenne
<ol><li>Administrer de la buprénorphine (0,1 mg / kg à 0,05 mg / kg) et de l’atipamézole (0,1-1 mg / kg) par injections intrapéritonéales.</li>
	<li>Placez chaque gerbille dans sa cage respective et surveillez les signes vitaux pour un réveil normal (la température corporelle normale est de 37-39 ° C).</li>
	<li>Appliquez une pommade à l’érythromycine pour garder la surface propre et prévenir l’infection. Effectuez cette procédure deux fois par jour.</li>
	<li>Administrer la buprénorphine (toutes les 6 à 12 h) par voie sous-cutanée (0,01 à 0,05 mL) pour l’analgésie et la pommade oculaire deux jours consécutifs après la PTK.</li>
</ol>5. Méthode d’euthanasie
<ol><li>Pratiquez l’euthanasie dans la cage familiale dans la mesure du possible.</li>
	<li>Introduisez du dioxyde de carbone comprimé (CO2) dans la cage domestique. Un taux de remplissage de 30 % à 70 % du volume de la chambre par minute avec du CO2 ajouté à l’air existant dans la cage domestique est suffisant pour obtenir un mélange qui répond à l’objectif (pour une chambre de volume de 10 L, utiliser un débit de 3-7 L/min). Utilisez la luxation cervicale (comme méthode secondaire d’euthanasie) pour assurer la mort du rongeur.</li>
	<li>À 24 h et 96 h après la chirurgie de la gerbille 2 et de la gerbille 3, respectivement, retirez l’animal de la cage domestique pour effectuer l’énucléation du globe oculaire (à la fois le globe oculaire normal et celui subissant une intervention chirurgicale) pour observer la cicatrisation cornéenne.</li>
	<li>Placez l’animal sur la table d’opération et vérifiez l’absence de battement de cœur pendant environ 1 min.</li>
</ol>6. Chirurgie oculaire
<ol><li>Retirez les paupières supérieures et inférieures pour accéder au globe oculaire. Utilisez des pinces chirurgicales et des ciseaux pour enlever les paupières. La taille de la zone de travail est si petite et délicate que l’élimination des paupières permet d’énucléer le globe oculaire sans l’endommager.</li>
	<li>Pour énucléer le globe oculaire, faites une incision dans le canthus externe et guidez les ciseaux dans une direction postérieure. Répétez cette procédure à partir du canthus interne en séparant le globe oculaire de l’orbite.</li>
	<li>Section du nerf optique à l’arrière du globe oculaire. Il convient de préciser que le plexus orbitaire postérieur génère généralement de légers saignements lors de l’exécution de cette technique, ce qui rend le travail difficile.</li>
	<li>Introduisez le globe oculaire dans un tube microcentrifuge avec une solution saline stérile pendant 30 s à 1 min pour éliminer tout sang résiduel.</li>
	<li>Placer le globe oculaire dans un tube microcentrifuge contenant 10% de formaldéhyde pour une analyse anatomo-pathologique ultérieure comme décrit ci-dessous. Prenez plusieurs images et photographies.</li>
</ol>7. Analyse anatomo-pathologique
<ol><li>Incorporer l’œil entier dans du formol tamponné à 10% pendant 6-24 h.</li>
	<li>Couper le tissu à l’aide d’un microtome. Assurez-vous que le tissu coupé a une épaisseur de 3 mm.</li>
	<li>Trempez le tissu dans de l’alcool à 96% pendant 30-90 min, et répétez cette procédure deux fois.</li>
	<li>Placez le tissu dans de l’alcool isopropylique pendant 30-90 min, et répétez cette procédure deux fois.</li>
	<li>Mettez le tissu dans du xylène ou un substitut de xylène pendant 1-3 h.</li>
	<li>Encastrer le tissu dans du kérosène liquide pendant 1 h minimum.</li>
	<li>Utilisez un bloc pour placer le tissu et l’incorporer dans de la paraffine liquide. Laissez-le se solidifier (placez-le dans un endroit froid) et coupez-le.</li>
	<li>Préparer le microtome pour la section selon les instructions du fabricant.</li>
	<li>Par la suite, utilisez des colorants tels que l’hématoxyline et l’éosine.</li>
	<li>Obtenez des images avec l’appareil photo ajouté au microscope.</li>
</ol>

<ol><li>Kuo, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Corneal wound healing.</a> Current Opinion in Ophthalmology. 15 (4), 311-315 (2004).</li>
<li>Agrawal, V. B., Tsai, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+epithelial+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Corneal epithelial wound healing.</a> Indian Journal of Ophthalmology. 51 (1), 5-15 (2003).</li>
<li>Lu, L., Reinach, P. S., Kao, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+epithelial+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Biology+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Corneal epithelial wound healing.</a> Experimental Biology and Medicine. 226 (7), 653-664 (2001).</li>
<li>Rathi, V. M., Vyas, S. P., Sangwan, V. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phototherapeutic+keratectomy%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Phototherapeutic keratectomy.</a> Indian Journal of Ophthalmology. 60 (1), 5-14 (2012).</li>
<li>Baumeister, M., Bühren, J., Ohrloff, C., Kohnen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+re-epithelialization+following+phototherapeutic+keratectomy+for+recurrent+corneal+erosion+as+in+vivo+model+of+epithelial+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Corneal re-epithelialization following phototherapeutic keratectomy for recurrent corneal erosion as in vivo model of epithelial wound healing.</a> Ophthalmologica. 223 (6), 414-418 (2009).</li>
<li>Fagerholm, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phototherapeutic+keratectomy%3A+12+years+of+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Ophthalmologica+Scandinavica%22%5BJournal%5D)">Phototherapeutic keratectomy: 12 years of experience.</a> Acta Ophthalmologica Scandinavica. 81 (1), 19-32 (2003).</li>
<li>Mohan, R. R., Stapleton, W. M., Sinha, S., Netto, M. V., Wilson, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+generating+corneal+haze+in+anterior+stroma+of+the+mouse+eye+with+the+excimer+laser%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">A novel method for generating corneal haze in anterior stroma of the mouse eye with the excimer laser.</a> Experimental Eye Research. 86 (2), 235-240 (2008).</li>
<li>Shah, D., Aakalu, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+corneal+epithelial+wound+modeling%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Murine corneal epithelial wound modeling.</a> Methods in Molecular Biology. 2193, 175-181 (2021).</li>
<li>Gerbil-Specific Anesthesia Guidance. Animal Resources Center. The University of Texas at Austin. , Available from: 
 <a target="_blank" href="research.utexas.edu/wp-content/uploads/sites/7/2020/02/Gerbil_Anesthesia_Guidance_ARC_112519.pdf">research.utexas.edu/wp-content/uploads/sites/7/2020/02/Gerbil_Anesthesia_Guidance_ARC_112519.pdf</a> (2020).</li>
<li>Zorio, D. A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((De+novo+sequencing+and+initial+annotation+of+the+Mongolian+gerbil+%28Meriones+unguiculatus%29+genome%5BTitle%5D)+AND+%22Genomics%22%5BJournal%5D)">De novo sequencing and initial annotation of the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus) genome.</a> Genomics. 111 (3), 441-449 (2019).</li>
<li>Kalha, S., Kuony, A., Michon, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+epithelial+abrasion+with+ocular+burr+as+a+model+for+cornea+wound%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Corneal epithelial abrasion with ocular burr as a model for cornea wound.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), e58071(2018).</li>
<li>Yang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+electroretinogram+of+Mongolian+gerbil+%28Meriones+unguiculatus.%29%3A+Comparison+to+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">The electroretinogram of Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus.): Comparison to mouse.</a> Neuroscience Letters. 589, 7-12 (2015).</li>
<li>Baker, A. G., Emerson, V. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Grating+acuity+of+the+Mongolian+gerbil+%28Meriones+unguiculatus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Grating acuity of the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus).</a> Behavioural Brain Research. 8 (2), 195-209 (1983).</li>
<li>Govardovskii, V. I., Röhlich, P., Szél, A., Khokhlova, T. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cones+in+the+retina+of+the+Mongolian+gerbil%2C+Meriones+unguiculatus%3A+An+immunocytochemical+and+electrophysiological+study%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Research%22%5BJournal%5D)">Cones in the retina of the Mongolian gerbil, Meriones unguiculatus: An immunocytochemical and electrophysiological study.</a> Vision Research. 32 (1), 19-27 (1992).</li>
<li>Zanandréa, L. I., Oliveira, G. M., Abreu, A. S., Pereira, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ocular+lesions+in+gerbils+%28Meriones+unguiculatus%29+infected+with+low+larval+burden+of+Toxocara+canis%3A+Observations+using+indirect+binocular+ophthalmoscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Revista+da+Sociedade+Brasileira+de+Medicina+Tropical%22%5BJournal%5D)">Ocular lesions in gerbils (Meriones unguiculatus) infected with low larval burden of Toxocara canis: Observations using indirect binocular ophthalmoscopy.</a> Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. 41 (6), 570-574 (2008).</li>
<li>Cheng, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancement+of+de+novo+sequencing%2C+assembly+and+annotation+of+the+Mongolian+gerbil+genome+with+transcriptome+sequencing+and+assembly+from+several+different+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Genomics%22%5BJournal%5D)">Enhancement of de novo sequencing, assembly and annotation of the Mongolian gerbil genome with transcriptome sequencing and assembly from several different tissues.</a> BMC Genomics. 20 (1), 903(2019).</li>
<li>Henriksson, J. T., McDermott, A. M., Bergmanson, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dimensions+and+morphology+of+the+cornea+in+three+strains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+and+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Dimensions and morphology of the cornea in three strains of mice.</a> Investigative Ophthalmology and Visual Science. 50 (8), 3648-3654 (2009).</li>
<li>Panagiotopoulos, M., Gan, L., Fagerholm, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stroma+remodelling+during+healing+of+corneal+surface+irregularities+induced+by+PTK%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Ophthalmologica+Scandinavica%22%5BJournal%5D)">Stroma remodelling during healing of corneal surface irregularities induced by PTK.</a> Acta Ophthalmologica Scandinavica. 85 (4), 387-394 (2007).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La physiologie de la cicatrisation des plaies cornéennes est un équilibre entre la régénération tissulaire et le maintien de l’homéostasie. Une cicatrisation excessive des plaies peut entraîner une fibrose et des cicatrices, ce qui peut finalement entraîner la perte de la fonction des organes. Avec l’évolution rapide des interventions chirurgicales cornéennes, l’importance de comprendre la cicatrisation des plaies cornéennes et les événements physiologiques et pathologiques impliqués ne peut être surestimée<sup class="xr...

Certains des aspects les plus importants de la cicatrisation des plaies cornéennes, qui sont des préoccupations clés pour la chirurgie du segment antérieur, sont l’intégrité de l’architecture épithéliale, le maintien de la transparence du stroma cornéen et, enfin, le résultat en termes de propriétés réfractives de la cornée1.
La cornée est le tissu clair le plus externe à l’avant du globe oculaire et est donc sensible aux traumatismes, aux infections et aux brûlures; L’altération de la cicatrisation de ces plaies peut compromettre la santé visuelle2.
À l’heure actuelle, plusieurs modèles animaux sont disponibles pour étudier la cicatrisation cornéenne, et certains d’entre eux sont meilleurs que d’autres, selon les espèces et le type de mécanisme à étudier1. Il existe quelques enregistrements d’investigations antérieures sur la rétine des gerbilles2. Cependant, jusqu’à présent, il n’existe aucune littérature publiée sur les processus de cicatrisation dans la cornée de ces rongeurs.
Ici, nous présentons Meriones unguiculatus (gerbille de Mongolie) comme un modèle animal de cicatrisation des plaies dans la cornée. Les procédures pour provoquer la cicatrisation cornéenne après la kératectomie photoréfractive sont décrites, ce qui nous permet d’étudier les différents types de processus de cicatrisation cornéenne, de comprendre la cicatrisation des plaies en termes de phases dynamiques des tissus vivants et, enfin, de planifier les traitements futurs appropriés3. La kératectomie photothérapeutique est une technique hautement reproductible avec la possibilité de contrôler avec précision des paramètres tels que la profondeur et le diamètre de la lésion cornéenne4. De plus, cette technique ne nécessite pas de procédures avec des instruments chirurgicaux ou des solutions chimiques (par exemple, solution saline, formol, alcool, etc.) qui peuvent ajouter des variables spécifiques aux instruments ou à l’opérateur effectuant l’intervention5.
Trois gerbilles mâles de 6 mois de tailles et de poids similaires (environ 90 g) ont été utilisées pour l’expérience présentée dans cet article. Les procédures n’ont été effectuées que dans les yeux droits. Une gerbille (appelée gerbille 1 ou témoin) n’a pas subi de kératectomie photothérapeutique et a été énucléée pour évaluer toutes les structures oculaires normales. La kératectomie photothérapeutique implique l’administration contrôlée de la lumière ultraviolette excimère générée par laser à la cornée et a été développée afin d’effectuer une chirurgie réfractive6. Il a été utilisé chez d’autres rongeurs, tels que les souris7. Les deux autres gerbilles ont subi une kératectomie photothérapeutique. L’un d’eux a été énucléé à 24 h (appelé gerbille 2) et l’autre à 96 h après la chirurgie (appelé gerbille 3).
Pour réaliser cette expérience, une gerbille sélectionnée au hasard a été filmée pour chaque condition à étudier, mais cette expérience a déjà été réalisée avec 16 gerbilles au total pour chaque condition. Pour des raisons d’édition, il a été décidé d’utiliser une gerbille choisie au hasard pour chaque condition (trois gerbilles au total) comme exemple.
L’objectif principal de cette recherche est d’explorer le meilleur modèle animal disponible. Cependant, il est important de noter que toutes les espèces n’ont pas des caractéristiques oculaires similaires à celles de l’œil humain8. Cet article décrit la méthodologie utilisée pour étudier la cornée de Meriones unguiculatus et la procédure effectuée pour générer la lésion cornéenne, ce qui nous permet d’étudier le processus de guérison.

<table><tbody><tr><td>Anesthésie</td><td>Tododrogas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubes d’Eppendorf</td><td>Tododrogas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Excimer Laser</td><td>Technolas</td><td>2022445</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescéine</td><td>Poen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Ofcor</td><td>3339</td><td></td></tr><tr><td>Formaldéhyde</td><td>Tododrogas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gants</td><td>Tododrogas Tododrogas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kétamine&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tomographie par cohérence optique</td><td>Optovue</td><td>659007</td><td></td></tr><tr><td>Proparacaine</td><td>Poen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scisors</td><td>Ofcor</td><td>3336</td><td></td></tr><tr><td>Champs stériles</td><td>Soporte hospitalario</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gazes stériles</td><td>Soporte hospitalario</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seringues et aiguilles</td><td>Tododrogas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

les gerbilles de mongolie comme modèle animal de cicatrisation des plaies

Mongolian Gerbils as an Animal Model of Wound Healing

Les études sur la cicatrisation des plaies cornéennes sont menées depuis longtemps et ont permis de réduire la souffrance et de développer des traitements qui contribuent à améliorer la santé oculaire des patients. Historiquement, la guérison cornéenne a été étudiée chez des rongeurs tels que les souris et les rats, mais ces modèles pourraient ne pas imiter complètement les troubles humains. Cependant, les informations sur d’autres rongeurs tels que les gerbilles de Mongolie (Meriones unguiculatus) sont rares dans la recherche cornéenne.
Ici, nous décrivons une technique pour développer un nouveau modèle animal pour étudier la cicatrisation cornéenne après une kératectomie photoréfractive. En raison de la littérature limitée disponible sur la cornée de M. unguiculatus, nous décrivons également une analyse histologique de la cornée normale. Ces techniques de recherche peuvent également être utilisées dans l’étude des maladies oculaires en raison de la similitude entre les cornées des gerbilles mongoles et les humains en termes de génétique, d’anatomie et de physiologie.

Dans la présente étude, toute la structure cornéenne a été analysée en profondeur à l’aide de techniques histologiques et d’études complémentaires du segment antérieur, telles que la tomographie par cohérence optique. L’analyse d’images par tomographie par cohérence optique des structures du segment antérieur montre un épithélium et un stroma normaux (Figure 1), avec des épaisseurs cornéennes centrale et périphérique de 160 μm et 106 μm ± 2 μm, respectivement. D’autres publications ont égale...

Cet article décrit un nouveau modèle animal développé pour étudier l’anatomie et l’histologie de la cornée et ses processus de guérison. Ce nouveau modèle animal utilise la gerbille de Mongolie, qui a une cornée présentant de nombreuses similitudes avec la cornée humaine.

Les gerbilles de Mongolie comme modèle animal de cicatrisation des plaies

Corneal wound healing studies have been conducted for a long time and have helped to reduce suffering and develop treatments that contribute to improving ...

Des études antérieures montrent que la kératectomie photoréfractive ou PKR transépithéliale est l’un des meilleurs modèles animaux pour l’étude de la cicatrisation cornéenne, ainsi que des changements associés au débridement histopathologique de la cornée épithéliale. Travailler avec des gerbilles mongoles comme modèle animal présente plusieurs avantages par rapport aux autres rongeurs. Premièrement, la cornée a les mêmes couches histologiques que la cornée humaine.Deuxièmement, l’œil est anatomiquement plus grand que l’œil des autres rongeurs, ce qui permet une manipulation plus facile. Toutes ces recherches ont été effectuées dans les installations du Centre de recherche et de développement en immunologie et maladies infectieuses de l’Université Catolica De Cordoba. La première étape consistait à désinfecter la surface de travail de l’armoire à flux laminaire.À cette fin, 70% d’alcool a été utilisé. Instruments chirurgicaux à utiliser. Des matériaux jetables tels que des aiguilles et des seringues, ainsi que des médicaments pour anesthésier le rongeur, ont été placés dans la zone de travail.Un champ chirurgical jetable doit également être placé pour contenir les sécrétions et les

mongolian-gerbils-as-an-animal-model-of-wound-healing

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Nous avons développé une technique mini-invasive pour créer un lapin modèle ischémique plaie oreille en divisant l'artère centrale et le nerf et le paquet vasculo-nerveux crânienne. Un tunnel sous-cutané coupe alors tous les tissus sous-cutanés. Cette procédure entraîne des perturbations minimes et la peau peut être utilisé sans danger chez les animaux diabétiques.

Une technique simplifiée pour produire un modèle de plaie ischémique

Un modèle murin de la cicatrisation cutanée qui peut être utilisé pour évaluer les composés thérapeutiques dans des contextes physiologiques et physiopathologiques.

Modèle murin de la cicatrisation

Nous décrivons une non invasif en vivo imagerie protocole c’est facile et économique, utilisant L-012, un analogue de luminol chimiluminescence, de visualiser et de quantifier les espèces réactives de l’oxygène (ROS) générés dans un modèle murin excisionnelle enroulé.

In Vivo Imagerie des espèces réactives de l’oxygène dans un murin plaie modèle

Ici, nous présentons un protocole pour un test de rayure in vitro utilisant les fibroblastes primaires et pour un test de guérison in vivo de blessure de peau chez les souris. Les deux essais sont des méthodes simples pour évaluer la cicatrisation in vitro et in vivo des plaies.

Scratch Migration Assay et Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing Scratch Migration Assay and Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing Scratch Migration

Ici, deux modèles murins de guérison de blessure sont décrits, l’un conçu pour évaluer les réponses cellulaires et de guérison de blessure de cytokine et l’autre pour quantifier le taux de fermeture de blessure. Ces méthodes peuvent être utilisées avec des modèles complexes de maladies telles que le diabète pour déterminer les mécanismes de divers aspects de la mauvaise cicatrisation des plaies.

Évaluation de la guérison aigue des plaies à l’aide de l’implantation d’éponge d’alcool polyvinyl subcutanée et des modèles excisionaux de blessure de peau de queue.

Le but de cette étude était de développer un modèle murin de la cicatrisation des brûlures. Une brûlure thermique a été induite sur la peau dorsale des souris à l’aide d’un modèle de laiton préchauffé. Le tissu brûlé a été débrided et recouvert d’une greffe de peau récoltée à partir de la queue d’une souris de donneur génétiquement similaire.

Un modèle murine d’une blessure de brûlure reconstruite avec une greffe de peau allogénique

Ce protocole décrit comment générer des blessures excisionnelles bilatérales et pleine épaisseur chez la souris et comment surveiller, récolter et préparer les plaies pour l’analyse morphométrique. On y trouve une description détaillée de la façon d’utiliser les sections histologiques périodiques pour définir, quantifier et détecter avec précision les défauts morphométriques.

Modèle de cicatrisation des plaies excisional murine et analyse histologique des plaies morphométriques

Ici, un protocole pour créer une plaie d’abrasion épithéliale cornéenne centrale chez la souris à l’aide d’une tréphine et d’un spud de club de golf émoussé est décrit. Ce modèle de cicatrisation des plaies cornéennes est hautement reproductible et est maintenant utilisé pour évaluer la cicatrisation des plaies cornéennes compromises dans le contexte de maladies.

Un modèle d’abrasion épithéliale pour étudier la cicatrisation des plaies cornéennes

Le modèle de plaie diabétique induite par la streptozotocine chez les rats SD mâles est actuellement le modèle le plus largement utilisé pour étudier la cicatrisation des plaies dans le diabète sucré de type I. Ce protocole décrit les méthodes utilisées pour construire ce modèle. Il présente et aborde également les défis potentiels et examine la progression et les caractéristiques angiogéniques des plaies diabétiques.

Un protocole pour la construction d’un modèle de plaie de rat du diabète de type 1

Les plaies représentent un défi de santé mondial. Cette étude a mis au point un photomaton standardisé utilisant la planimétrie numérique pour minimiser la variabilité des mesures des plaies. Le suivi des plaies chez la souris pendant 14 jours a révélé une augmentation initiale de la surface et du périmètre de la plaie, suivie d’une fermeture progressive. Cette méthodologie peut aider à évaluer la cinétique de fermeture des plaies dans des modèles précliniques.

Planimétrie numérique pour l’évaluation de la cinétique de fermeture des plaies dans un modèle murin

Un modèle de plaie cutanée de rat permettant l’évaluation de divers agents thérapeutiques dans des conditions physiologiques ou pathologiques à travers les différentes étapes du processus de guérison est décrit. De plus, un protocole pour réaliser la planimétrie manuelle afin de surveiller le taux de contraction de la plaie tout au long de la réparation tissulaire est détaillé.

Un modèle chirurgical de plaie cutanée chez le rat : une approche pour les études de cicatrisation des plaies et l’évaluation des biomatériaux

Découvrez un modèle animal utilisant les gerbilles de Mongolie pour étudier l'anatomie et la cicatrisation cornéenne. Cette méthode offre des avantages significatifs grâce aux similitudes avec la cornée humaine.

Les gerbilles de Mongolie comme modèle animal de cicatrisation des plaies

Explorer plus de vidéos