Name: Administration de médicaments par pompe osmotique pour la recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 7 s
Description: Découvrez l'administration de médicaments par pompe osmotique pour la recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central. Cette méthode permet une libération soutenue et ciblée de thérapeutiques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail a été soutenu par des subventions de la National Nature Science Foundation of China (NSFC 32070964, 31871045) à J.N. et de la Shenzhen Basic Research Foundation (JCYJ20210324121214039) à Y.S.

Toutes les procédures animales ont été menées selon des directives et des protocoles institutionnels approuvés par le comité de bien-être animal et d’éthique de la troisième université médicale militaire.
1. Établissement du modèle murin de démyélinisation induite par la lysolécithine
<ol><li>Préparer une solution de lysolécithine à 1 % (également appelée L-α-Lysophosphatidylcholine) avec du PBS stérile.</li>
	<li>Stériliser les ciseaux, les pinces, l’hémostat incurvé et d’autres instruments chirurgicaux par stérilisation autoclave. Stériliser la zone chirurgicale et déposer des feuilles stériles. Tous les matériaux et réactifs utilisés pour la chirurgie doivent être préparés de manière aseptique. Il est important de garder la zone chirurgicale stérile tout au long de la procédure.</li>
	<li>Anesthésiez une souris C57BL6 postnatale jour 56 (P56) comme suit.<ol>
<li>Placez la souris dans la chambre d’isoflurane de l’appareil d’anesthésie pour petits animaux. Ajuster le débitd’O2 à 300-500 mL/min et l’isoflurane à 3%-4%. Après une anesthésie suffisante, lorsque la souris devient immobile avec une respiration lente et stable, transférez la souris à l’appareil stéréotaxique avec un coussin chauffant.</li>
		<li>Basculez la sortie de gaz de la chambre vers le masque d’anesthésie et ajustez l’isoflurane à 1% - 1,5% pour maintenir la souris dans l’état d’anesthésie. Attendez que la souris soit complètement anesthésiée, injectez du kétoprofène (3 à 5 mg / kg) par voie intrapéritonéale pour soulager la douleur. Avant l’opération, pincez les orteils de la souris et vérifiez sa réaction pour confirmer la réussite de l’anesthésie8.</li>
		<li>Lorsque la souris est anesthésiée, elle ne peut pas réguler sa température corporelle. Par conséquent, surveillez et régulez la température corporelle de la souris pendant la chirurgie. Pour garder les globes oculaires de la souris humides sous anesthésie, couvrez la surface des globes oculaires avec une pommade pour les yeux à l’érythromycine.</li>
	</ol></li>
	<li>Fixez la tête de la souris dans l’appareil stéréotaxique avec une barre dentaire et des barres d’oreille. (Figure 1A).</li>
	<li>Utilisez un rasoir pour enlever les poils du haut de la tête. Désinfectez la peau de la tête avec trois cycles de bétadine et 75% d’éthanol. Pour des raisons éthiques, couvrez le corps de l’animal à l’exception du site de la chirurgie. À l’aide d’un scalpel, faites une incision mi-sagittale de 1 cm de long de la peau de la base du cou jusqu’entre les yeux pour exposer le crâne (Figure 1B).</li>
	<li>Essuyez doucement la surface du crâne avec un coton-tige stérile contenant 30 % de peroxyde d’hydrogène pour visualiser les sutures crâniennes (Figure 1C). Ajustez la hauteur de la barre dentaire et des barres auriculaires pour placer le point lambda et le point bregma à la même hauteur (c.-à-d. avec les mêmes coordonnées de l’axe Z lorsque la pointe de l’aiguille touche les points), de sorte que la suture sagittale soit horizontale.</li>
	<li>Placez doucement l’extrémité de l’aiguille de la seringue en microlitre (10 μL, 33 G) au point bregma et réinitialisez les coordonnées x, y et z à 0 (Figure 1D). Déplacez la seringue vers le site d’injection (x : 1,04 ; y : 1,0, c’est-à-dire 1,04 mm latéralement vers la ligne médiane et 1,0 mm postérieure vers le point bregma) en fonction de l’invite de la lecture numérique (Figure 1E).</li>
	<li>Percer lentement un petit trou de bavure à travers le crâne au site d’injection sans pénétrer dans la dure-mère à l’aide d’une aiguille de seringue de 1 mL (26 G, 0,45 mm) (figure 1F). Insérez lentement l’aiguille de la seringue microlitre dans le tissu cérébral à travers le trou jusqu’à ce qu’une certaine profondeur soit atteinte (z = -1,62 mm pour la plupart des souris P56) (Figure 1G). REMARQUE: Empiriquement, la profondeur d’insertion de -1,62 mm permet à la pointe de l’aiguille d’atteindre le milieu du corps calleux de la plupart des souris P56 afin que la lysolécithine puisse être directement délivrée dans le corps calleux pour induire la démyélinisation.</li>
	<li>Injecter 1,5 μL de lysolécithine à 1 % à une vitesse de 0,3 μL/min. Après l’injection, attendez 5 minutes avant de retirer lentement la seringue en microlitre pour éviter la fuite de liquide le long du chemin de l’aiguille d’injection.</li>
	<li>Coudre la peau avec 5-0 sutures chirurgicales (Figure 1H).</li>
	<li>Placez la souris sur un coussin chauffant pour éviter une chute de la température corporelle. Administrer une injection sous-cutanée de 5 mg/kg de carprofène toutes les 24 h pour soulager la douleur. Appliquez une pommade à l’érythromycine sur l’incision tous les jours pour vous assurer que la plaie guérit correctement. Placez la souris qui a subi une intervention chirurgicale dans une cage seule et nourrissez-la avec de la nourriture humide jusqu’à ce qu’elle soit complètement rétablie. Surveillez la souris quotidiennement après l’opération.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63343/63343fig01.jpg"> Figure 1: Établissement du modèle murin de démyélinisation induite par la lysolécithine. (A) Fixer la souris dans l’appareil stéréotaxique. (B) Ouvrez une incision mi-sagittale de 1 cm pour exposer le crâne. (C) Visualiser les sutures crâniennes. (D) Réinitialisez les coordonnées x, y et z à 0 sur le point de Bregma. (E) Déplacer la seringue vers le site d’injection. (F) Percer un trou dans le crâne au site d’injection. (G) Insérez lentement l’aiguille dans le tissu cérébral et injectez de la lysolécithine. (H) Coudre la peau. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63343/63343fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
2. Préparation de la pompe osmotique
REMARQUE : Les principaux composants de la pompe sont illustrés à la figure 2A.
<ol><li>Déterminer la profondeur d’insertion de la canule de perfusion cérébrale dans le cerveau. Assurez-vous que l’aiguille de la canule de perfusion cérébrale utilisée mesure 3 mm de long et que chaque espaceur de réglage de la profondeur mesure 0,5 mm. Pour obtenir une profondeur d’injection de 1,5 mm (près du callosum), fixez trois entretoises de réglage de la profondeur à l’aiguille de la canule de perfusion cérébrale avec un adhésif tissulaire (Figure 2B, C).</li>
	<li>Pour remplir la pompe osmotique, fixez l’aiguille de la seringue fournie avec l’emballage de la pompe à une seringue de 1 mL et aspirez le médicament. Tenez la pompe à la verticale, insérez la seringue dans l’ouverture en haut de la pompe et injectez lentement le médicament, en prenant soin de ne pas créer de bulles9 (voir la figure 2D). Lorsque le liquide s’écoule hors de l’ouverture, retirez lentement la seringue.</li>
	<li>Retirez la bride blanche du régulateur de débit avec des ciseaux ou des pinces en veillant à ne pas plier ou écraser le modérateur de débit. Insérez ensuite le modérateur de débit dans la pompe (Figure 2E). Pour déterminer s’il y a des bulles dans la pompe osmotique, pesez la pompe osmotique séparément avant et après le remplissage.</li>
	<li>Coupez le cathéter à une certaine longueur en fonction de la taille de l’animal (cathéters de 20-25 mm pour les souris P56 pesant environ 25 g). Fixez le cathéter à la canule de perfusion cérébrale.</li>
	<li>Remplissez le cathéter avec des médicaments à l’aide de la seringue sans introduire d’air (Figure 2F).</li>
	<li>Connectez le cathéter au modérateur de débit. Après la fixation, assurez-vous que le cathéter recouvre environ 4 mm du modérateur de débit exposé (Figure 2G).</li>
	<li>Pour s’assurer que la pompe osmotique peut fonctionner instantanément après l’implantation, immergez les pompes remplies dans une solution saline stérile à 0,9 % ou PBS à 37 °C pendant au moins 4 à 6 h (de préférence jusqu’à la nuit) pour pré-mouiller la membrane semi-perméable à la surface de la pompe avec des solutions ayant la même pression osmotique que l’environnement tissulaire (Figure 2H).</li>
	<li>Toutes les solutions chargées dans les pompes doivent être stériles. Les pompes ALZET sont fournies stériles, après avoir été exposées à une dose stérilisante de 60Co. Cependant, en cas de contamination extérieure, la surface de la pompe peut être nettoyée en l’essuyant avec de l’alcool isopropylique (70% dans l’eau).</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63343/63343fig02.jpg"> Figure 2: Préparation de la pompe osmotique. (A) Composants clés de la pompe osmotique. (B,C) Fixez des entretoises de réglage de la profondeur à l’aiguille de la canule de perfusion cérébrale. (D) Remplissez la pompe osmotique à l’aide d’une seringue de 1 mL. (E) Insérez le modérateur de débit dans la pompe. (F) Remplissez le cathéter à l’aide de la seringue. (G) Connectez le cathéter au modérateur de débit. (H) Immerger les pompes remplies dans une solution saline stérile à 0,9 % ou PBS à 37 °C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63343/63343fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>
3. Implantation de la pompe osmotique
<ol><li>Attendez 3 jours après l’établissement du modèle de démyélinisation du corps calleux. Allumez le système d’anesthésie pour petits animaux. Désinfectez les ciseaux, les pinces à épiler et les pinces hémostatiques et faites-les tremper dans une solution d’alcool à 75%. Posez des feuilles stériles dans la zone chirurgicale.</li>
	<li>Anesthésiez et fixez à nouveau les souris sur l’appareil stéréotaxique. Couvrez la surface des globes oculaires avec une pommade pour les yeux pour prévenir la sécheresse.</li>
	<li>Désinfectez la plaie d’origine avec 75% d’alcool. Ouvrez l’incision chirurgicale qui a été cousue précédemment (Figure 3A) et étendez l’incision aux omoplates (Figure 3B).</li>
	<li>Séparez la peau du tissu conjonctif sous-cutané à l’aide d’une pince hémostatique ou d’une pince à épiler au niveau de l’omoplate pour ouvrir une cavité (figure 3C). Placez la pompe osmotique dans la cavité (Figure 3D,E).</li>
	<li>À l’aide d’un coton-tige, essuyez doucement et exposez le sténopé à la surface du crâne créé lors de l’établissement du modèle de démyélinisation (voir étape 1.8). Insérez la canule de perfusion cérébrale à travers ce sténopé perpendiculairement et fixez-la rapidement sur le crâne avec de l’adhésif tissulaire (Figure 3F).</li>
	<li>Retirez la languette amovible au-dessus de la canule de perfusion cérébrale avec une paire de ciseaux (Figure 3G, H). Alternativement, retirez d’abord la languette avant d’insérer la canule pour éviter de secouer dans ce processus.</li>
	<li>Coudre l’incision ou la fixer avec de l’adhésif tissulaire (Figure 3I).</li>
	<li>Après la chirurgie, placez la souris sur un coussin chauffant pour éviter une chute de la température corporelle. Administrer une injection sous-cutanée de 5 mg/kg de carprofène toutes les 24 h pour soulager la douleur. Appliquez une pommade à l’érythromycine sur l’incision tous les jours pour vous assurer que la plaie guérit correctement. Placez l’animal seul dans une cage et nourrissez-le avec de la nourriture humide jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli. Surveillez les souris tous les jours et vérifiez si la canule de perfusion cérébrale était fermement attachée.</li>
	<li>Euthanasier la souris 11 jours après la chirurgie en injectant 150-200 mg/kg de Pentobarbital sodique par voie intrapéritonéale suivie d’une perfusion transcardique avec 4% de formaldéhyde.</li>
	<li>Pour vérifier que la solution est administrée normalement, retirez soigneusement la pompe osmotique et mesurez le volume résiduel dans le réservoir de la pompe avant la dissection cérébrale.<ol>
<li>Pour mesurer le volume résiduel, retirez la canule de perfusion cérébrale, fixez une seringue de 1 mL au cathéter, puis aspirez la solution restante pour déterminer son volume. Comparez le volume résiduel réel au volume résiduel théorique (volume initial - débit de pompage moyen * durée de perfusion). REMARQUE: Un volume résiduel excessif indique une perfusion infructueuse, ce qui peut être dû à une occlusion du cathéter ou à un dysfonctionnement de la pompe.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63343/63343fig03.jpg"> Figure 3 : Implantation de la pompe osmotique. (A) Ouvrez l’incision chirurgicale. (B) Étendez l’incision aux omoplates. (C) Séparer la peau du tissu conjonctif sous-cutané pour former une cavité. (D,E) Placez la pompe osmotique dans la cavité. (F) Insérez la canule de perfusion cérébrale dans le sténopé à la surface du crâne et fixez-la fermement sur le crâne. (G,H) Retirez la languette amovible de la canule. (I) Coudre l’incision. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63343/63343fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

<ol><li>Theeuwes, F., Yum, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+the+design+and+operation+of+generic+osmotic+pumps+for+the+delivery+of+semisolid+or+liquid+drug+formulations%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Principles of the design and operation of generic osmotic pumps for the delivery of semisolid or liquid drug formulations.</a> Annals of Biomedical Engineering. 4 (4), 343-353 (1976).</li>
<li>Herrlich, S., Spieth, S., Messner, S., Zengerle, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osmotic+micropumps+for+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Drug+Delivery+Reviews%22%5BJournal%5D)">Osmotic micropumps for drug delivery.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1617-1627 (2012).</li>
<li>Wei, E., Loh, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+dependence+of+opiate-like+peptides%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Physical dependence of opiate-like peptides.</a> Science. 193 (4259), 1262-1263 (1976).</li>
<li>Pettigrew, J. D., Kasamatsu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+perfusion+of+noradrenaline+maintains+visual+cortical+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Local perfusion of noradrenaline maintains visual cortical plasticity.</a> Nature. 271 (5647), 761-763 (1978).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+oligodendrocyte+precursor+cell+impairs+astrocytic+development+in+early+life+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Science+%28Weinheim%29%22%5BJournal%5D)">Reduced oligodendrocyte precursor cell impairs astrocytic development in early life stress.</a> Advanced Science (Weinheim). 8 (16), 2101181(2021).</li>
<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+stem+cells+behave+as+a+functional+niche+for+the+maturation+of+newborn+neurons+through+the+secretion+of+PTN%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neural stem cells behave as a functional niche for the maturation of newborn neurons through the secretion of PTN.</a> Neuron. 101 (1), 32-44 (2019).</li>
<li>Watanabe, S., Komine, O., Endo, F., Wakasugi, K., Yamanaka, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebroventricular+administration+of+Cystatin+C+ameliorates+disease+in+SOD1-linked+amyotrophic+lateral+sclerosis+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">Intracerebroventricular administration of Cystatin C ameliorates disease in SOD1-linked amyotrophic lateral sclerosis mice.</a> Journal of Neurochemistry. 145 (1), 80-89 (2018).</li>
<li>DeVos, S. L., Miller, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+intraventricular+delivery+of+drugs+to+the+rodent+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. , e50326(2013).</li>
<li>Tang, C., Guo, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+a+mini-osmotic+pump+plus+stereotactical+injection+of+retrovirus+to+study+newborn+neuron+development+in+adult+mouse+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protocols%22%5BJournal%5D)">Implantation of a mini-osmotic pump plus stereotactical injection of retrovirus to study newborn neuron development in adult mouse hippocampus.</a> STAR Protocols. 2 (1), 100374(2021).</li>
<li>Niu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oligodendroglial+ring+finger+protein+Rnf43+is+an+essential+injury-specific+regulator+of+oligodendrocyte+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Oligodendroglial ring finger protein Rnf43 is an essential injury-specific regulator of oligodendrocyte maturation.</a> Neuron. 109 (19), 3104-3118 (2021).</li>
<li>Breitschopf, H., Suchanek, G., Gould, R. M., Colman, D. R., Lassmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+hybridization+with+digoxigenin-labeled+probes%3A+sensitive+and+reliable+detection+method+applied+to+myelinating+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">In situ hybridization with digoxigenin-labeled probes: sensitive and reliable detection method applied to myelinating rat brain.</a> Acta Neuropathologica. 84 (6), 581-587 (1992).</li>
<li>Cree, B. A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clemastine+rescues+myelination+defects+and+promotes+functional+recovery+in+hypoxic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Clemastine rescues myelination defects and promotes functional recovery in hypoxic brain injury.</a> Brain. 141 (1), 85-98 (2018).</li>
<li>Eckenhoff, B., Yum, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+osmotic+pump%3A+novel+research+tool+for+optimizing+drug+regimens%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The osmotic pump: novel research tool for optimizing drug regimens.</a> Biomaterials. 2 (2), 89-97 (1981).</li>
<li>Thoenen, H., Sendtner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotrophins%3A+from+enthusiastic+expectations+through+sobering+experiences+to+rational+therapeutic+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Neurotrophins: from enthusiastic expectations through sobering experiences to rational therapeutic approaches.</a> Nature Neuroscience. 5, 1046-1050 (2002).</li>
<li>Hagg, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebral+infusion+of+neurotrophic+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Intracerebral infusion of neurotrophic factors.</a> Methods in Molecular Biology. 399, 167-180 (2007).</li>
<li>Bittner, B., Thelly, T., Isel, H., Mountfield, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+co-solvents+and+the+composition+of+experimental+formulations+on+the+pump+rate+of+the+ALZET+osmotic+pump%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">The impact of co-solvents and the composition of experimental formulations on the pump rate of the ALZET osmotic pump.</a> International Journal of Pharmaceutics. 205 (1-2), 195-198 (2000).</li>
<li>Arnot, M. I., Bateson, A. N., Martin, I. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dimethyl+sulfoxide%2Fpropylene+glycol+is+a+suitable+solvent+for+the+delivery+of+diazepam+from+osmotic+minipumps%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Dimethyl sulfoxide/propylene glycol is a suitable solvent for the delivery of diazepam from osmotic minipumps.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 36 (1), 29-31 (1996).</li>
<li>Gullapalli, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+ALZET+osmotic+pump+compatible+solvent+compositions+to+solubilize+poorly+soluble+compounds+for+preclinical+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Delivery%22%5BJournal%5D)">Development of ALZET osmotic pump compatible solvent compositions to solubilize poorly soluble compounds for preclinical studies.</a> Drug Delivery. 19 (5), 239-246 (2012).</li>
<li>White, J. D., Schwartz, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+osmotic+minipumps+for+intracranial+delivery+of+amino+acids+and+peptides%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Using osmotic minipumps for intracranial delivery of amino acids and peptides.</a> Methods in Neurosciences. 21, 187-200 (1994).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Ce protocole décrit la pompe osmotique comme une nouvelle technique d’administration de médicaments pour la recherche sur la régénération de la myéline, qui peut administrer des médicaments directement au site de traitement et permettre une administration constante de médicaments pendant une période prolongée, créant une concentration de médicament stable dans le micro-environnement du système nerveux central pendant toute la durée expérimentale. Par rapport à d’autres méthodes d’administration de médicaments, la pompe o...

La pompe osmotique est un petit dispositif implantable libérant des solutions. Il peut être utilisé pour l’administration systémique lorsqu’il est implanté par voie sous-cutanée ou dans la cavité abdominale. La surface de la pompe osmotique est une membrane semi-perméable et sa face interne est une couche perméable. La pompe osmotique fonctionne en utilisant la différence de pression osmotique entre la couche osmotique et l’environnement tissulaire où la pompe est implantée. L’osmolalité élevée de la couche osmotique fait que l’eau dans le tissu s’écoule dans la couche osmotique à travers la membrane semi-perméable à la surface de la pompe. La couche osmotique dilate et comprime le réservoir flexible à l’intérieur de la pompe, déplaçant ainsi la solution du réservoir flexible à un certain rythme pendant une longue durée1. La pompe a trois volumes de réservoir différents, 100 μL, 200 μL et 2 mL, avec des débits variant de 0,11 μL / h à 10 μL / h. Selon le type de pompe sélectionné, l’appareil peut fonctionner de 1 jour à 6 semaines2. Dans ce protocole, une pompe osmotique de 100 μL avec un taux de transfert de 0,25 μL/h pouvant fonctionner pendant 14 jours est utilisée.
Dans les années 1970, la pompe osmotique avait été utilisée dans la recherche en neurosciences 3,4. Par exemple, Wei et al. ont adopté l’approche de la pompe osmotique pour injecter des peptides opioïdes dans le ventricule dans une étude sur la toxicomanie3. Après une amélioration continue, la pompe osmotique a maintenant été utilisée dans l’étude de l’administration contrôlée de milliers de médicaments, y compris les peptides, les facteurs de croissance, les médicaments addictifs, les hormones, les stéroïdes, les anticorps, etc. En outre, avec des cathéters spéciaux (kits de perfusion cérébrale) attachés, il peut être utilisé pour une perfusion ciblée à des tissus ou organes spécifiques, y compris la moelle épinière, le cerveau, la rate et le foie 5,6,7.
Dans l’étude de la remyélinisation, il a été démontré que de nombreux médicaments favorisent la régénération de la myéline in vitro, mais la plupart d’entre eux n’ont pas obtenu d’effets significatifs in vivo, peut-être en raison de l’absence d’une méthode d’administration appropriée. Les méthodes d’administration traditionnelles telles que l’injection intrapéritonéale, l’injection sous-cutanée et l’administration intragastrique ont des limites dans la biodisponibilité des médicaments. En outre, certains médicaments ont une faible perméabilité de la barrière hémato-encéphalique, ce qui compromet leur accès au parenchyme cérébral. Ensemble, ces limitations exigent une nouvelle méthode de livraison efficace. En combinaison avec les kits de perfusion cérébrale, les pompes osmotiques peuvent contourner la barrière hémato-encéphalique et administrer des médicaments directement au corps calleux, ce qui améliore efficacement la biodisponibilité des médicaments, en particulier pour certains médicaments polypeptidiques et protéiques à courte demi-vie. Par conséquent, la pompe osmotique en tant que nouvelle technique d’administration de médicaments est d’une grande valeur pour le domaine de la recherche sur la régénération de la myéline du système nerveux central. L’application de cette technique sera présentée en détail ci-dessous.

<table><tbody><tr><td>Pompe à air d’anesthésie</td><td>RWD</td><td>R510-29</td><td>E05818-006</td></tr><tr><td>Kit de perfusion cérébrale 3</td><td>ALZET</td><td>0008851</td><td>1-3 mm</td></tr><tr><td>Carprofène</td><td>Macklin</td><td>C830557-1g</td><td>5 mg/kg toutes les 24 h</td></tr><tr><td>Pommade oculaire à l’érythromycine</td><td>Technologie Along</td><td>YCKJ-RJ-024780</td><td>Couvrir la surface des globes oculaires pendant l’anesthésie</td></tr><tr><td>Pommade à l’érythromycine</td><td>pythonbio</td><td>RG180</td><td></td></tr><tr><td>Appareil d’évacuation</td><td>de gaz RWD</td><td>R546W</td><td>E05518-002</td></tr><tr><td>L-&alpha ;-Lysophosphatidylcholine</td><td>Sigma</td><td>L0906</td><td>Dissoudre à 1 % avec</td></tr> une <tr><td>seringue stérile PBS Microliter</td><td>Hamilton</td><td>65460-05</td><td>Seringue Series :1700, 10 &micro ; L, calibre 33</td></tr><tr><td>Pompe micro-smotique modèle 1002</td><td>ALZET</td><td>0004317</td><td>0.25 &micro ; L par heure, 14 jours</td></tr><tr><td>PBS (pH = 7,3)</td><td>ORIGENE</td><td>ZLI-9061</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodique</td><td>Shanghai Civi</td><td>CAS NO : 57-33-0</td><td>150-200 mg/kg injection intrapéritonéale pour euthanasie</td></tr><tr><td>Appareil d’anesthésie pour petits animaux</td><td>RWD</td><td>R520IE</td><td>E05807-006 M</td></tr><tr><td>Équipement stéréotaxique</td><td>RWD</td><td>E06382</td><td></td></tr><tr><td>Stérilisateur STERI 250 Keller</td><td></td><td>31101</td><td>Stérilisation rapide des instruments chirurgicaux</td></tr><tr><td>Sutures chirurgicales</td><td>Shanghai jinhuan</td><td>F504</td><td>5-0</td></tr><tr><td>Aiguille à seringue (1 mL)</td><td>Shanghai KDL</td><td>6930197811018</td><td>calibre 26 (0,45 mm x 16 mm)</td></tr><tr><td>Analyse des médicaments et des solvants</td><td>Dépendant de l’expérience</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Système de surveillance homéothermique ThermoStar</td><td>RWD</td><td>69026</td><td>Maintien de la température corporelle pendant l’anesthésie</td></tr><tr><td>Vetbond Adhésif tissulaire</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td>Fixez la canule de perfusion cérébrale , Collez l’incision cutanée</td></tr></tbody></table>

administration de médicaments par pompe osmotique pour la recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central

Osmotic Pump-based Drug-delivery for In Vivo Remyelination Research on the Central Nervous System

La démyélinisation a été identifiée non seulement dans la sclérose en plaques (SEP), mais aussi dans d’autres maladies du système nerveux central telles que la maladie d’Alzheimer et l’autisme. Comme les preuves suggèrent que la remyélinisation peut améliorer efficacement les symptômes de la maladie, l’accent est de plus en plus mis sur le développement de médicaments pour promouvoir le processus de régénération de la myéline. Ainsi, une technique d’administration de médicaments sélectionnable par région et fiable est nécessaire pour tester l’efficacité et la spécificité de ces médicaments in vivo. Ce protocole introduit l’implant de pompe osmotique comme nouvelle approche d’administration de médicaments dans le modèle murin de démyélinisation induite par la lysolécithine. La pompe osmotique est un petit dispositif implantable qui peut contourner la barrière hémato-encéphalique (BHE) et administrer des médicaments régulièrement et directement à des zones spécifiques du cerveau de la souris. Il peut également améliorer efficacement la biodisponibilité de médicaments tels que les peptides et les protéines avec une courte demi-vie. Par conséquent, cette méthode est d’une grande valeur pour le domaine de la recherche sur la régénération de la myéline du système nerveux central.

Pour vérifier l’effet de la pompe osmotique dans la recherche sur la régénération de la myéline, un modèle de démyélinisation induite par la lysolécithine a été créé chez des souris P56, suivi de l’implantation de pompes osmotiques contenant UM206 (1 mg dans une solution saline à 1,5 mL 0,9%), un peptide avec une demi-vie courte et une faible perméabilité à la BHE qui a récemment été signalé pour favoriser la remyélinisation10 . Une solution saline à 0,9 % a été utilisée comme témoin. Quatorze jou...

La démyélinisation a lieu dans de multiples maladies du système nerveux central. Une technique fiable d’administration de médicaments in vivo est nécessaire pour remyéliniser les tests de dépistage de médicaments. Ce protocole décrit une méthode osmotique à base de pompe qui permet l’administration de médicaments à long terme directement dans le parenchyme cérébral et améliore la biodisponibilité du médicament, avec une large application dans la recherche sur la remyélinisation.

Administration de médicaments par pompe osmotique pour la recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central

Demyelination has been identified in not only multiple sclerosis (MS), but also other central nervous system diseases such as Alzheimer's disease and ...

La pompe osmotique est d’une grande valeur pour la recherche sur la régénération de la myéline, en particulier pour les médicaments ayant une demi-vie courte, une faible perméabilité de la barrière hémato-encéphalique et divers effets secondaires périphériques. La pompe osmotique peut contourner la barrière hémato-encéphalique et administrer des médicaments directement au corps calleux, ce qui améliore efficacement la biodisponibilité des médicaments, en particulier pour certains médicaments à courte demi-vie. Pour commencer, fixez la tête d’une souris anesthésiée dans l’appareil stéréotaxique avec une barre dentaire et des barres d’oreille.Couvrir le corps de l’animal à l’exception du site chirurgical. À l’aide d’un scalpel, faites une incision mi-sacertale d’un centimètre de long de la peau de la base du cou à l’intérieur des yeux pour exposer le crâne. À l’aide d’un coton-tige contenant 30% de peroxyde d’hydrogène, essuyez doucement la surface du crâne pour visualiser les structures crâniennes.Ajustez la hauteur de la barre dentaire et des barres auriculaires pour placer le point lambda et le point bregma à la même hauteur. Placez doucement l’extrémité d’une aiguille de seringue

osmotic-pump-based-drug-delivery-for-vivo-remyelination-research-on

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Approfondie des essais précliniques de médicaments qui agissent sur le système nerveux central implique souvent évaluer et comparer la biodistribution de drogue en association avec des parcours spécifiques de l'administration. Ici, trois méthodes couramment utilisées de l'administration systémique (intraveineuse, intrapéritonéale et orale) ainsi qu'une méthode pour la distribution locale (convection-enhanced delivery) est démontrée chez la souris.

Drug Delivery systémique et locale pour traiter les maladies du système nerveux central dans les modèles rongeurs

Source : Wang, X. et. al., Osmotic Pump-based Drug-delivery for In Vivo Remyelination Research on the Central Nervous System. J. Vis. Exp. (2021)Cette vidéo montre la méthode d’administration de médicaments neurothérapeutiques à l’aide d’une pompe osmotique dans un modèle de souris démyélinisées. La libération contrôlée du médicament favorise la remyélinisation en activant les cellules productrices de myéline dans le corps calleux.

 Administration de médicaments neurothérapeutiques à l’aide d’une pompe osmotique dans un modèle de souris démyélinisées

Osmotique Drug Delivery à hindlimbs ischémiques et la perfusion de la vascularisation avec Microfil pour Micro-en tomodensitométrie

Un modèle de souris de la reconstruction de la base du crâne humain endoscopique a été développé qui crée une interface semi-perméable entre le cerveau et le nez en utilisant des greffes muqueuses nasales. Cette méthode permet aux chercheurs d'étudier à la livraison du système nerveux central de la thérapeutique de haut poids moléculaire qui sont par ailleurs exclus par la barrière hémato-encéphalique lorsqu'il est administré par voie systémique.

Heterotopic muqueuse procédure de greffe de médicaments Livraison directe au cerveau chez les souris

Une nouvelle préparation ex vivo pour l'imagerie de la moelle épinière de souris. Ce protocole permet l'imagerie à deux photons d'interactions cellulaires vivants tout au long de la moelle épinière.

Deux photons Imaging of Cellular Dynamics dans la moelle épinière de souris

Les maladies démyélinisantes peuvent être modélisées chez les animaux par l’application focale de lysolécithine dans le SNC. Une seule injection de lysolécithine dans la moelle épinière de la souris produit une lésion qui se répare spontanément avec le temps. L’objectif est d’étudier les facteurs impliqués dans la démyélinisation et la remyélinisation, et de tester des agents permettant d’améliorer la réparation.

Expérimental démyélinisation et la remyélinisation de la moelle épinière murin par injection focale de lysolécithine

Afin d’étudier la réorganisation du cerveau dans des conditions pathologiques, nous avons utilisé des pompes miniosmotiques pour l’administration directe de protéines dans le cerveau, en contournant la barrière hémato-encéphalique. Des traceurs de voies sont ensuite injectés pour étudier les altérations de la connectivité cérébrale sous l’influence de la protéine.

Implantation de miniosmotique Pompes et livraison de traceurs pour étudier la réorganisation des secteurs du cerveau dans des conditions physiopathologiques

Pour étudier les effets d’Aβo in vivo, nous avons développé un modèle basé sur des perfusions répétées d’Aβo soluble dans l’hippocampe couplées à une perfusion continue d’anticorps Aβo (6E10) dans l’hippocampe à l’aide de pompes osmotiques pour contrer l’effet neurotoxique d’Aβo.

Neurodégénérescence dans un modèle animal de chronique bêta-amyloïde Oligomère Infusion est contrecarré par Antibody traitement Infused avec les pompes osmotiques

L'accouchement par convection (CED) est une méthode permettant une livraison efficace des produits thérapeutiques dans le cerveau par perfusion directe de grands volumes de tissus. La procédure nécessite l'utilisation de cathéters et une procédure d'injection optimisée. Ce protocole décrit une méthodologie pour LED d'un anticorps dans un cerveau de souris.

Livraison d'anticorps dans le cerveau murine via la livraison convection-améliorée

Cet article décrit un protocole détaillé pour augmenter la concentration de glucose dans le liquide céphalorachidien (LCR) des souris. Cette approche peut être utile pour étudier les effets d’une glycémie élevée dans le LCR sur la neurodégénérescence, la cognition et le métabolisme périphérique du glucose chez la souris.

Implantation d’une minipompe osmotique pour augmenter la concentration de glucose dans le liquide céphalorachidien de souris

Découvrez l'administration de médicaments par pompe osmotique pour la recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central. Cette méthode permet une libération soutenue et ciblée de thérapeutiques.

Administration de médicaments par pompe osmotique pour la recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central (Vidéo) | JoVE Journal

Administration de médicaments par pompe osmotique pour la recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central

Explorer plus de vidéos