Name: À Ovo Injection intravasculaire dans des embryons de poulet (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Découvrez l'injection intravasculaire in ovo dans des embryons de poulet pour la biologie du développement. Cette méthode permet d'étudier la fonction des gènes et la transfection génique.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31972547). Nous apprécions la révision de Jing Wang et la voix off de Malik Donlic à la Washington State University, aux États-Unis.

Toutes les procédures impliquant le soin et l’utilisation d’animaux étaient conformes aux directives de l’Institut national de la santé des États-Unis (NIH Pub. n° 85-23, révisée en 1996) et les protocoles sur les embryons de poulet ont été approuvés par le Comité de gestion des animaux de laboratoire et d’éthique des animaux expérimentaux de l’Université de Yangzhou, en Chine (n° 201803124).
1. Collecte et préparation des ovules fécondés
REMARQUE: Contrairement aux mammifères, le poulet a des millions de follicules dans un seul ovaire, mais seuls quelques-uns de ces follicules sont assez matures pour ovuler. Chaque follicule contient un ovocyte ou une cellule germinale. Dès que le follicule mûrit et libère son jaune, il est incorporé dans l’entonnoir de la trompe de Fallope. Lorsque le follicule pénètre dans l’abdomen jugulaire de l’oviducte, le sperme se lie à l’œuf dans le corps de la poule et le calcium dans le corps de la poule forme une coquille qui enveloppe l’œuf fécondé, formant un œuf à carapace molle dans le corps. La coquille de calcium s’épaissit progressivement jusqu’à ce que l’œuf soit produit.
<ol><li>Recueillez les œufs fécondés auprès d’un vendeur ou d’une institution locale, qui peuvent être conservés à 16 ° C pendant 1 semaine. REMARQUE: La température de stockage élevée aidera l’embryon à se développer, tandis que la basse température diminuera la viabilité de l’embryon. Les embryons ne se développeront pas si le temps de stockage est trop long.</li>
	<li>Frottez la coquille d’œuf doucement et lentement avec de l’éthanol à 75% avant de transférer les œufs dans l’incubateur.</li>
	<li>Placez les œufs sur le côté, soigneusement sur une grille dans un incubateur à 37,8 °C et 60% d’humidité. Après 60 h d’incubation (stade HH 17), les embryons développeront des vaisseaux sanguins visibles et le cœur commencera à battre15. REMARQUE: Après 2 jours d’incubation, de petits points primordiaux, au stade précoce du cœur, apparaissent. Ce processus est appelé perlage de cerise. À ~ 2,5 jours, le cœur et d’autres segments du corps sont formés avec des vaisseaux visibles.</li>
</ol>2. Préparation avant injection
<ol><li>Préparez des capillaires en verre qui seront utilisés comme aiguilles. Avant l’injection, tirez des capillaires en verre de 90 mm d’un diamètre extérieur de 1 mm et d’un diamètre intérieur de 0,6 mm à l’aide de l’extracteur. Casser les pointes à l’aide de pinces (l’angle du capillaire en verre est généralement de 45°) et stériliser les capillaires sous la lumière UV pendant 2 h.</li>
	<li>Préparez des matériaux exogènes tels que des plasmides, des lentivirus emballés et des PGC.<ol>
<li>Mélanger doucement le plasmide pEGFP-N1 (un plasmide exprimant le GFP amélioré, 1μg/μL) avec le liposome à un rapport de 1:3 (m/v). Ajouter de l’eau pour obtenir une concentration finale d’ADN de 10 ng/μL. Laisser reposer le mélange d’ADN à 37 °C pendant 20 min avant l’injection.</li>
		<li>Décongeler les virus sur la glace avant l’injection. Le titre du lentivirus utilisé pour l’injection doit être supérieur à 5 x 106 Tu/mL.</li>
		<li>Diluer les PGC gonivaux parentaux ou modifiés (E4.5, HH stade 24) à 2 000-5 000 cellules/μL. REMARQUE: Ici, nous avons montré la procédure d’injection en utilisant le bleu de trypan.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Fenêtrage
<ol><li>Avant d’exposer les embryons, stérilisez-les en essuyant doucement et doucement la surface des coquilles d’œufs avec 75% d’alcool à l’aide d’une boule de coton, en veillant à stériliser soigneusement le bord émoussé des œufs.</li>
	<li>Après la stérilisation, tapotez doucement l’extrémité émoussée avec une pince pour créer une petite fenêtre (0,5 cm x 0,5 cm) sur la surface de la coquille d’œuf pour exposer l’embryon. Retirez la membrane embryonnaire, puis placez l’œuf sur le support sous le microscope à dissection.</li>
</ol>4. Injection
<ol><li>Recherchez les vaisseaux sanguins sous le microscope et ajustez la mise au point du microscope à dissection pour localiser l’embryon, puis trouvez le vaisseau sanguin prêt à être injecté.</li>
	<li>Remplissez l’aiguille en verre avec la solution exogène (plasmide, lentivirus ou PGC) à l’aide d’une pipette lentement, en évitant les bulles d’air dans l’aiguille.</li>
	<li>Dirigez l’aiguille avec une solution exogène vers le vaisseau sanguin, l’aiguille étant parallèle au vaisseau sanguin injecté.</li>
	<li>Insérez doucement l’aiguille remplie dans le récipient et allumez la pompe pour éjecter la solution (généralement le volume injecté est d’environ 1-5 μL) sous le microscope. La pression de la pompe à air doit être suffisamment basse pour empêcher la destruction des vaisseaux, car la pression d’air excessivement élevée endommagerait les vaisseaux sanguins conduisant à un débit à grande vitesse.<ol>
<li>Une fois la solution exogène injectée dans le récipient, assurez-vous que la couleur du récipient se transforme en couleur de la solution et redonne au rouge en 2-5 s, indiquant que la solution exogène est livrée avec succès au vaisseau. À ce stade, la solution pénètre dans l’artère et, avec le battement du cœur, est renvoyée à l’embryon par l’artère, puis à la veine. REMARQUE: Il existe deux sites d’injection vasculaire (Figure 1B): l’un est la tête, où la solution exogène est injectée de la veine dans la tête de l’embryon et dans le cœur par le flux sanguin, puis circule vers l’embryon entier avec le cœur battant (Figure 1B, Flèche 1). Un autre est à travers l’aorte dorsale du sang embryonnaire; la solution exogène est injectée et se propage à l’embryon entier (Figure 1B. Flèche 2) avec le battement du cœur embryonnaire.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après l’injection, retirez l’œuf du stéréomicroscope et déposez 200 μL de solution de pénicilline à l’intérieur de la coquille de l’œuf. Coupez un morceau de ruban adhésif médical de 3 cm de long et scellez la fenêtre. Grattez doucement le ruban adhésif avec des ciseaux pour extraire les bulles d’air, puis coupez un autre morceau pour sceller l’ouverture.</li>
	<li>Étiquetez et replacez l’œuf injecté dans l’incubateur et incubez jusqu’au stade de développement ou d’éclosion requis.</li>
</ol>

<ol><li>Bednarczyk, M., Dunislawska, A., Stadnicka, K., Grochowska, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chicken+embryo+as+a+model+in+epigenetic+research%5BTitle%5D)+AND+%22Poultry+Science%22%5BJournal%5D)">Chicken embryo as a model in epigenetic research.</a> Poultry Science. 100 (7), 101164(2021).</li>
<li>Darnell, D. K., Schoenwolf, G. C. The chick embryo as a model system for analyzing mechanisms of development. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDarnell%2C+DK+%22Developmental+Biology+Protocols%22">Developmental Biology Protocols</a>. , Humana Press. New York, NY. 25-29 (2000).</li>
<li>Fauzia, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chick+embryo%3A+a+preclinical+model+for+understanding+ischemia-reperfusion+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Chick embryo: a preclinical model for understanding ischemia-reperfusion mechanism.</a> Frontiers in Pharmacology. 9, 1034(2018).</li>
<li>Fonseca, B. B., da Silva, M. V., de Morais Ribeiro, L. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+chicken+embryo+as+an+in+vivo+experimental+model+for+drug+testing%3A+Advantages+and+limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">The chicken embryo as an in vivo experimental model for drug testing: Advantages and limitations.</a> Lab Animal. 50 (6), 138-139 (2021).</li>
<li>Blank, M. C., Chizhikov, V., Millen, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+ovo+electroporations+of+HH+stage+10+chicken+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">In ovo electroporations of HH stage 10 chicken embryos.</a> Journal of Visualized Experiments. (9), e408(2007).</li>
<li>Islam, M. M., Doh, S. T., Cai, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+ovo+electroporation+in+embryonic+chick+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">In ovo electroporation in embryonic chick retina.</a> Journal of Visualized Experiments. (60), e3792(2012).</li>
<li>Lu, T., Cohen, A. L., Sanchez, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+ovo+electroporation+in+the+chicken+auditory+brainstem%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">In ovo electroporation in the chicken auditory brainstem.</a> Journal of Visualized Experiments. (124), e55628(2017).</li>
<li>van de Lavoir, M. -C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Germline+transmission+of+genetically+modified+primordial+germ+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Germline transmission of genetically modified primordial germ cells.</a> Nature. 441 (7094), 766-769 (2006).</li>
<li>Ballantyne, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Avian+primordial+germ+cells+are+bipotent+for+male+or+female+gametogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cell+and+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Avian primordial germ cells are bipotent for male or female gametogenesis.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 726827(2021).</li>
<li>Park, T. S., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((piggyBac+transposition+into+primordial+germ+cells+is+an+efficient+tool+for+transgenesis+in+chickens%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">piggyBac transposition into primordial germ cells is an efficient tool for transgenesis in chickens.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 109 (24), 9337-9341 (2012).</li>
<li>Lee, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+gene+insertion+into+Z+chromosome+of+chicken+primordial+germ+cells+for+avian+sexing+model+development%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Targeted gene insertion into Z chromosome of chicken primordial germ cells for avian sexing model development.</a> The FASEB Journal. 33 (7), 8519-8529 (2019).</li>
<li>Han, J. Y., Lee, B. R. Isolation and characterization of chicken primordial germ cells and their application in transgenesis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHan%2C+JY+%22Avian+and+Reptilian+Developmental+Biology%3A+Methods+and+Protocols%22">Avian and Reptilian Developmental Biology: Methods and Protocols</a>. , Humana Press. New York, NY. 229-242 (2017).</li>
<li>Naito, M., Harumi, T., Kuwana, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+culture+of+chicken+primordial+germ+cells+isolated+from+embryonic+blood+and+production+of+germline+chimaeric+chickens%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Reproduction+Science%22%5BJournal%5D)">Long-term culture of chicken primordial germ cells isolated from embryonic blood and production of germline chimaeric chickens.</a> Animal Reproduction Science. 153, 50-61 (2015).</li>
<li>Yu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation%2C+characterization+and+germline+chimera+preparation+of+primordial+germ+cells+from+the+Chinese+Meiling+chicken%5BTitle%5D)+AND+%22Poultry+Science%22%5BJournal%5D)">Isolation, characterization and germline chimera preparation of primordial germ cells from the Chinese Meiling chicken.</a> Poultry Science. 98 (2), 566-572 (2019).</li>
<li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Morphology%22%5BJournal%5D)">A series of normal stages in the development of the chick embryo.</a> Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).</li>
<li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crucial+genes+and+pathways+in+chicken+germ+stem+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Crucial genes and pathways in chicken germ stem cell differentiation.</a> The Journal of Biological Chemistry. 290 (21), 13605-13621 (2015).</li>
<li>Jin, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((UBE2I+stimulates+female+gonadal+differentiation+in+chicken+%28Gallus+gallus%29+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Integrative+Agriculture%22%5BJournal%5D)">UBE2I stimulates female gonadal differentiation in chicken (Gallus gallus) embryos.</a> Journal of Integrative Agriculture. 20 (11), 2986-2994 (2021).</li>
<li>Shi, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HMGCS1+promotes+male+differentiation+of+chicken+embryos+by+regulating+the+generate+of+cholesterol%5BTitle%5D)+AND+%22All+Life%22%5BJournal%5D)">HMGCS1 promotes male differentiation of chicken embryos by regulating the generate of cholesterol.</a> All Life. 14 (1), 577-587 (2021).</li>
<li>Jiang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spin1z+induces+the+male+pathway+in+the+chicken+by+down-regulating+Tcf4%5BTitle%5D)+AND+%22Gene%22%5BJournal%5D)">Spin1z induces the male pathway in the chicken by down-regulating Tcf4.</a> Gene. 780, 145521(2021).</li>
<li>Zhao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+viable+chicken+by+allogeneic+transplantation+of+primordial+germ+cells+induced+from+somatic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Production of viable chicken by allogeneic transplantation of primordial germ cells induced from somatic cells.</a> Nature Communications. 12 (1), 2989(2021).</li>
</ol>

Aucun conflit d’intérêts n’a été déclaré.

La méthode d’injection inovo-intravasculaire d’embryons de poulet est optimisée pour que des matériaux exogènes (vecteurs, viraux ou PGC) soient transférés dans l’embryon. Sur la base de cette méthode, nous avons construit des modèles d’embryons de poulet avec une surexpression ou une interférence génétique stable (SpinZ, JUN, UBE2I, etc.) 17,18,19. Ces modèles bien établis prouvent la faisabilité de cette approche. De...

Les embryons de poulet sont largement utilisés depuis des siècles dans des applications développementales, immunologiques, pathologiques et biologiques 1,2,3. Ils présentent de nombreux avantages inhérents par rapport aux autres modèles animaux dans l’étude de la toxicologie et de la biologie cellulaire4. Les embryons de poulet sont facilement accessibles et peuvent être manipulés in vitro et directement observés à n’importe quel stade de développement, ce qui fournit un système pratique de modèle de recherche sur les embryons.
En général, les méthodes actuelles d’administration d’embryons de poulet telles que l’électrotransfection et l’injection de cavité sous-germinale ont des limites telles que l’exigence d’un équipement spécialisé et d’un programme conçu, et l’inefficacité due à la présence de jaune et d’albumine 5,6,7. Nous montrons ici une méthode de manipulation simple et efficace pour délivrer des matériaux exogènes dans des embryons de poulet. Cela peut être un outil puissant utilisé dans l’étude de la biologie du développement. Les matières injectées se propagent à l’embryon entier par circulation sanguine. Au cours du développement précoce des embryons de poulet, les PGC pourraient migrer dans le sang, coloniser la crête génitale, puis se développer en gamètes, ce qui constitue un moyen précieux de délivrer des matériaux exogènes8. Maintenant, cette méthode a été largement utilisée dans l’étude de la fonction des gènes, de la biologie embryonnaire et du développement, et de la production de poulet chimérique et transgénique 9,10,11.
L’injection intravasculaire inovo dans des embryons de poulet est une méthode bien établie et couramment utilisée 12,13,14. Dans cet article, nous montrons une description complète de ce protocole, y compris les matériaux d’injection, les sites, la posologie et les résultats représentatifs.

<table><tbody><tr><td>Macro-microscope à fluorescence</td><td>OLYMPUS</td><td>MVX10</td><td></td></tr><tr><td>Capillaires en verre</td><td>Narishige</td><td>G1</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Invitrogen</td><td>12566014</td><td>liposome</td></tr><tr><td>pEGFP-N1 vecteur</td><td>Clontech</td><td>#6085-1</td><td></td></tr><tr><td>PKH26 Kit de liaison de cellules fluorescentes rouges&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>PKH26GL</td><td></td></tr><tr><td>pLVX-EGFP vecteur lentiviral</td><td>Addgene</td><td>128652</td><td></td></tr><tr><td>Micro-injecteur pneumatique</td><td>Narishige</td><td>IM-11-2</td><td></td></tr><tr><td>Extracteur</td><td>Narishige</td><td>PC-100</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue Stain</td><td>Gibco</td><td>15250061</td><td></td></tr></tbody></table>

À ovo injection intravasculaire dans des embryons de poulet

In Ovo Intravascular Injection in Chicken Embryos

En tant que système modèle classique de biologie embryonnaire, l’embryon de poulet a été utilisé pour étudier le développement embryonnaire et la différenciation. L’administration de matériaux exogènes dans des embryons de poulet présente un grand avantage pour l’étude de la fonction des gènes, de la reproduction transgénique et de la préparation de chimères pendant le développement embryonnaire. Nous montrons ici la méthode d’injection intravasculaire inovo par laquelle des matériaux exogènes tels que des vecteurs plasmidiques ou des cellules germinales primordiales modifiées (PGC) peuvent être transférés dans des embryons de poulet donneurs à des stades précoces de développement. Les résultats montrent que l’injection intravasculaire à travers l’aorte dorsale et la tête permet aux matériaux injectés de diffuser dans l’embryon entier à travers le système circulatoire sanguin. Dans le protocole présenté, l’efficacité de l’introduction de plasmides exogènes et de vecteurs lentiviraux, ainsi que la colonisation des PGC exogènes injectés dans la gonade receveuse, ont été déterminées en observant la fluorescence dans les embryons. Cet article décrit les procédures détaillées de cette méthode, fournissant ainsi une excellente approche pour étudier la fonction des gènes, la biologie embryonnaire et du développement, et la production de poulet gonade-chimérique. En conclusion, cet article permettra aux chercheurs d’effectuer en injection ovo-intravasculaire de matériaux exogènes dans des embryons de poulet avec beaucoup de succès et de reproductibilité.

Nous montrons ici l’injection in ovo intravasculaire d’embryons de poulet. Un processus schématique de l’injection intravasculaire est illustré à la figure 1; dans notre étude, nous avons utilisé diverses solutions exogènes pour tester et vérifier l’injection.
Pour mieux visualiser les matériaux injectés, Trypan Blue (0,4%) a été injecté comme traceur dans l’embryon. On a observé que le traceur (bleu) diffusait vers l’embryon entier par circulati...

L’objectif global de cet article est de décrire comment effectuer une injection intracellulaire ovo de matériaux exogènes dans des embryons de poulet. Cette approche est très utile pour étudier la biologie du développement des embryons de poulet.

À Ovo Injection intravasculaire dans des embryons de poulet

As a classical model system of embryo biology, the chicken embryo has been used to investigate embryonic development and differentiation. Delivering ...

Bonjour, je suis Kai Jin de l’Université de Yangzhou. Au nom de notre groupe de recherche, je vais présenter un outil puissant de l’embryon de poulet dans la recherche sur le développement. L’embryon de poulet est un modèle de développement classique qui a été utilisé pour étudier le développement et la différenciation, en fait, les mesures étrangères du laboratoire en embryons de poulet sont un outil précieux pour la biologie du développement, comme la transfection de gènes, la reproduction transgénique et la préparation transmurale gonadique.Dans notre laboratoire, nous avons établi les méthodes d’injection de type mu, mais pour de nombreux chercheurs, les détails de l’injection ne sont pas clairs et difficiles à aligner. Donc, dans cette vidéo, nous allons montrer les détails de l’injection vasculaire au stade précoce du développement de l’embryon de poulet dans ovo. N’hésitez pas à nous contacter si cela vous intéresse.Ici, nous montrons les détails du protocole. Collecte et préparation des ovules fécondés. Tout d’abord, contrairement aux mammifères, le poulet a des millions de follicules dans un seul ovaire, mais seuls quelques-uns de ces follicules sont assez matures pour ovuler.Chaque follicule contient un ovocyte ou une cellule germinale. Dès que le follicule mûrit et libère son jaune, il est incorporé dans l’entonnoir de la trompe de Fallope. Lorsque le follicule pénètre dans l’abdomen jugulaire de l’oviducte, le sperme se lie à l’œuf dans le corps de la poule et le calcium dans le corps de la poule forme une coquille qui enveloppe l’œuf fécondé formant un œuf à coquille molle dans le corps.Les coquilles de calcium s’épaississent progressivement jusqu’à ce que l’œuf soit produit. Recueillez l’œuf fécondé, appelé académiquement œufs embryonnaires et placez-les soigneusement sur un support dans un incubateur à 37,8 degrés Celsius et 60% d’humidité. Les embryons sont incubés dans des conditions appropriées.Après deux jours d’incubation, de petits points rouges pulsés appelés cœurs primordiaux apparaissent. Ce processus est appelé battement de cerise. Vers 2,5 jours, les vaisseaux sanguins sont visibles et les segments du cœur et du corps se sont formés.Préparation d’aiguilles et de plasmides. Nous utilisons des capillaires en verre comme aiguilles. Avant l’injection, préparez des capillaires en verre d’un diamètre extérieur d’un millimètre et d’un diamètre intérieur de 0,6 millimètre.Les matériaux exogènes sont généralement des plasmides, des lentivirus emballés et des cellules germinales primordiales, ou PGC. Dans cette vidéo, nous utilisons le bleu trypan pour montrer la trace des matériaux injectés. Fenêtrage. Avant d’exposer les embryons, nous devons stériliser les embryons pour éviter la contamination germinale.Cela se fait en essuyant doucement la surface des embryons avec une boule de coton à 75% d’alcool sur le site de l’ouverture de l’œuf. Après la désinfection, tapotez doucement l’extrémité émoussée de la coquille d’œuf avec une pince et clipsez soigneusement un trou de 0,5 centimètre sur 0,5 centimètre à la surface de la coquille de l’œuf avec la pince pour exposer l’embryon. Injection intravasculaire in-ovo.Regardez la vue sous le microscope, ajustez la mise au point du microscope pour d’abord localiser l’embryon, puis trouvez les vaisseaux sanguins de l’embryon de poulet prêts à être injectés. Dirigez l’aiguille avec la substance exogène vers le vaisseau sanguin, en notant que l’aiguille est parallèle au vaisseau sanguin injecté. Insérez doucement l’aiguille dans le vaisseau sanguin, puis allumez la pompe à air.À ce stade, la substance étrangère pénètre dans l’artère et, avec le battement du cœur, circule vers l’embryon par l’artère, puis vers la veine. Il existe deux types d’injections vasculaires. La première est une injection de tête où la substance étrangère est injectée à partir d’une veine dans la tête de l’embryon et retourne dans le cœur.L’autre est une injection aortique dorsale où la substance étrangère circule vers l’embryon en battant le cœur. Avec le battement du cœur embryonnaire et la circulation du sang, nous pouvons clairement voir que la matière étrangère est reçue par les capillaires à l’extrémité de l’artère, dans la veine, puis retourne à l’embryon de la veine, indiquant que la matière étrangère injectée est effectivement livrée à chaque partie de l’embryon. Après l’injection, retirez l’œuf du stéréomicroscope, coupez un morceau de ruban médical de trois centimètres de long avec de petits ciseaux et attachez le ruban à l’ouverture.Grattez doucement le ruban adhésif avec les ciseaux pour extraire les bulles d’air, puis coupez un autre morceau de ruban adhésif pour sceller l’ouverture en croix. Après avoir scellé l’ouverture, les embryons injectés sont soigneusement replacés dans l’incubateur. Ici, nous montrons les images représentatives d’embryons de poulet après l’injection.La première image montre le résultat de l’injection de plasmide de lentivirus. La fluorescence verte sous un microscope à fluorescence stéréoscopique indique l’expression réussie du plasmide injecté dans les embryons. Cela suggère la faisabilité de l’injection intravasculaire de plasmides dans des embryons de poulet.La deuxième image montre les résultats de l’injection de PGC. Les PGC ont été étiquetés avec rfp. Sur cette photo, nous avons pu voir les PGC injectés qui sont les points rouges ici, situés dans la gonade des destinataires.Cela indique que les PGC donneurs ont pu entrer et coloniser efficacement la gonade des receveurs. En conclusion, ce protocole présente le processus d’injection in-ovo-intravasculaire de matériaux exogènes, de plasmides ou de PGC dans des embryons de poulet. La méthode montrée ici est facile à suivre et à apprendre et vaut l’application dans de nombreux domaines.C’est tout ce que j’aimerais partager avec vous. J’espère que cette approche facilitera votre travail en tant qu’outil de recherche puissant dans la mise en place d’embryons de poulet et la biologie du développement. Merci d’avoir regardé cette vidéo et bonne chance dans vos recherches.

in-ovo-intravascular-injection-in-chicken-embryos

Research

Recherche

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologie du développement

Poussin dans l'électroporation in ovo est une technique qui permet la manipulation génétique de l'embryon aviaire. Les applications courantes de cette technique comprennent l'analyse fonctionnelle des gènes et des éléments activateurs putatifs. Cette vidéo montre l'électroporation du tube neural chez les embryons de poussins HH 10. Technique d'injection et la manipulation correcte d'œuf sont discutées.

En électroporations Ovo d&#39;embryons au stade de poulet 10 HH

Dans ce papier nous présentons une méthode de transplantation de cellules souches humaines dans les différentes régions du système nerveux central de l'embryon de poulet. Ceci fournit...

La xénotransplantation de cellules souches humaines dans l&#39;embryon de poulet

Utiliser pointe fine micropipettes nous injectons ADN plasmidique dans les sous-domaines de somites de poulet ou de tubes neuraux. La concentration du plasmide est ajustée pour produire seule des cellules transfectées. Nous avons ensuite permettre aux cellules de se développer en des populations clonales.

La transfection seule cellule dans des embryons de poulet

L'objectif global de cette vidéo est de montrer comment effectuer l'injection ciblée de la rétine...

En électroporation Ovo dans la rétine de poussin embryonnaire

Cette vidéo montre la procédure d’injection intraveineuse de cellules cancéreuses dans le système vasculaire de la membrane chorioallantoïde du poulet pour générer un modèle de métastases cancéreuses CAM. Les cellules injectées finissent par former des colonies de cellules cancéreuses uniques dispersées, ce qui permet d’étudier l’invasion du cancer et les métastases.

Injection intraveineuse de cellules cancéreuses dans le système vasculaire de la membrane chorioallantoïde du poulet : une procédure pour établir un modèle de cancer de la membrane chorioallantoïde pour étudier l’invasion du cancer et les métastases

L'expression ectopique est une technique permettant d'éclaircir le rôle des microARN dans le développement du cerveau. Cependant, le ciblage des zones spécifiques à l'aide de l'électroporation in ovo est un défi. Ici, nous montrons de manière efficace à des régions du mésencéphale ventral et dorsal sélectivement l'électroporation.

Dans Expression in ovo de microARN dans ventrale Poussin mésencéphale

Les neurones auditifs du tronc cérébral des oiseaux et des mammifères sont spécialisés pour l'encodage neuronal rapide, un processus fondamental pour les fonctions auditives normales. Ces neurones proviennent de précurseurs distincts du cerveau postérieur embryonnaire. Nous présentons des techniques utilisant l'électroporation pour exprimer des gènes dans le cerveau postérieur d'embryons de poulet pour étudier la fonction des gènes pendant le développement auditif.

Dans Ovo Electroporation dans le Brainstem

Dans cette méthode, les tissus cardiaques embryonnaires sont chirurgicalement microdissected, dissocié, fluorescent étiquetés et implanté dans les tissus embryonnaires de l’hôte. Ceci fournit une plate-forme pour l’étude de l’organisation du développement niveau individuel ou de tissus dans des conditions hémodynamiques ectopiques, et/ou altération paracrine/juxtacrine environnements.

Microinjection-based System for In Vivo l’Implantation des Cardiomyocytes embryonnaires chez l’embryon aviaire

Ce protocole décrit trois méthodes sur la façon d’obtenir et d’utiliser des embryons de poulet âgés de 5 à 8 jours et leur membrane chorio-allantoïdienne (CAM) comme modèle in vivo pour étudier l’imagerie par ultrasons à contraste amélioré et l’administration de médicaments médiée par microbulles.

La préparation d’embryons ex ovo de poulet et de vaisseaux membranaires chorio-allantoïdiens comme modèle in vivo pour l’imagerie par ultrasons à contraste amélioré et les études d’administration de médicaments médiées par microbulles

Les embryons de poulet, en tant que modèle de développement classique, sont utilisés dans notre laboratoire pour évaluer les cardiotoxicités développementales après une exposition à divers contaminants environnementaux. Les méthodes d’exposition et les méthodes d’évaluation morphologique/fonctionnelle établies sont décrites dans ce manuscrit.

Utilisation de l’embryon de poulet comme outil puissant dans l’évaluation des cardiotoxicités développementales

Découvrez l'injection intravasculaire in ovo dans des embryons de poulet pour la biologie du développement. Cette méthode permet d'étudier la fonction des gènes et la transfection génique.

À Ovo Injection intravasculaire dans des embryons de poulet

Explorer plus de vidéos