Name: Approches de phénotypage à plusieurs volets pour caractériser les systèmes racinaires de la canne à sucre (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 21 s
Description: Découvrez les approches de phénotypage des systèmes racinaires de la canne à sucre utilisant des techniques d'excavation et d'imagerie numérisée. Ces méthodes permettent d'étudier les traits racinaires pour améliorer les stratégies de sélection conventionnelle et moléculaire.

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1. Excavation sur le terrain par échantillonnage en tranchée
<ol>
	<li>Cultiver au champ des hybrides commerciaux de canne à sucre (ci-après appelés « variétés ») à partir de semis à deux bourgeons espacés de 120 cm, dont 90 cm à l’intérieur des rangs, en suivant l’ensemble des pratiques recommandées pour assurer une bonne implantation et une bonne croissance de la culture.</li>
	<li>À la fin de la phase de maturité de la culture, utilisez une excavatrice pour creuser une tranchée (1,5 m de profondeur et 1,0 m de largeur) dans le champ. Grâce à un jet d’eau continu, assurez-vous que les sols des zones racinaires sont dégagés sans endommager les racines (figure 1).</li>
	<li>Lorsque le sol adhérent se détache, déracinez la canne avec le système racinaire et apportez-la au laboratoire pour une mesure manuelle du nombre de racines, de la longueur des racines, du volume et du poids.</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig01.jpg"> 
Figure 1 : Méthode d’échantillonnage de la tranchée pour l’excavation des racines sur le terrain. (A) Tranchée latérale creusée le long du champ, (B) jet d’eau et (C) vue intérieure montrant la profondeur de la tranchée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
2. Échantillonneur de carottes de racines pour réduire les erreurs d’échantillonnage
<ol>
	<li>Utiliser un échantillonneur de carottes de racines cylindriques de 61 cm de hauteur et de 16 cm de diamètre pesant 8 kg, fabriqué à partir d’acier doux (MS) pour l’échantillonnage des racines de canne à sucre sur le terrain. Fournissez un bord tranchant sur le bord inférieur de l’échantillonneur pour faciliter la pénétration lors de son insertion dans le sol. Pourvoir le dessus de colliers de 3 cm de diamètre pour soulever l’échantillonneur (figure 2).</li>
	<li>Cultivez les variétés de canne à sucre sur le terrain à partir de semis à deux bourgeons espacés de 120 cm, avec 90 cm à l’intérieur des rangs, en suivant le POP recommandé pour assurer un bon établissement et une bonne croissance de la culture.</li>
	<li>À la phase de maturité de la culture, fixez le bord supérieur de l’échantillonneur à la pousse/tige primaire et enfoncez continuellement pour atteindre la profondeur de sol souhaitée (45 cm). Soulevez toute la masse de sol dans l’échantillonneur et lavez-la soigneusement à l’eau courante pour séparer les racines adhérentes.</li>
	<li>Après un lavage minutieux des racines, enregistrez le volume, la surface, la longueur et le poids par mesure manuelle, ainsi qu’en étalant les racines sur des plateaux transparents pour scanner et analyser les images numérisées correspondantes à l’aide du logiciel référencé (voir la Table des matériaux).</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig02.jpg"> 
Figure 2 : Échantillonneur de carottes racines. (A) les dimensions, (B) la vue de dessus et (C) le site de l’échantillonnage. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
3. Structure de phénotypage racinaire pour faciliter l’échantillonnage à différentes phénophases
<ol>
	<li>Construire une structure de phénotypage racinaire comprenant trois compartiments adjacents de dimensions 4,5 m x 10,1 m pour l’échantillonnage des racines de canne à sucre, avec des dispositions pour le démantèlement manuel des parois latérales afin de révéler le système racinaire souterrain (jusqu’à une profondeur de 80 à 100 cm) (figure 3). Construire les murs latéraux avec des dalles préfabriquées de 1,8 m de longueur, 30 cm de largeur et 4 cm d’épaisseur.</li>
	<li>Remplissez et compactez la structure avec de la terre de champ, en laissant un espace libre de ~20 cm, avec des trous de drainage adéquats pour faciliter l’aération du sol.</li>
	<li>Semez les éclats de bourgeons de clones de germoplasme comprenant Saccharum officinarum L., Saccharum spontaneum L., Saccharum barberi Jesw., Saccharum sinense Roxb. et Saccharum robustum Brandes et Jeswiet ex Grassl. (ci-après dénommés « clones de Saccharum spp. ») et les laisser germer pendant 30 jours dans des protrayeurs composés de milieux racinaires (terre rouge : fumier de ferme : sable = 2:2:1). Repiquer les stabilisations uniformes et saines sur la structure à un espacement de 90 cm, avec 60 cm à l’intérieur des rangs, en suivant le POP recommandé pour assurer un bon établissement et une bonne croissance de la culture.</li>
	<li>Pendant les phases de formation (60 à 120 jours après la plantation [DAP]) et de grande croissance (120 à 150 DAP), retirez manuellement les parois latérales en dalles préfabriquées, puis pulvérisez continuellement le jet d’eau pour exposer les racines.</li>
	<li>Déracinez l’ensemble du système racinaire et emmenez-le au laboratoire pour une mesure manuelle de la longueur, du volume et du poids, et étalez les racines sur des plateaux transparents pour scanner et analyser les images numérisées correspondantes dans le logiciel référencé (voir la table des matériaux).</li>
	<li>Imposez un stress hydrique en retenant l’irrigation dans l’un des compartiments et bouchez les trous de drainage dans le deuxième compartiment pour maintenir la saturation du sol afin de simuler le stress de l’engorgement. Irriguer le troisième compartiment selon le POP recommandé pour maintenir la capacité du champ et servir de contrôle.</li>
</ol>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig03.jpg"> 
Figure 3 : Structure du phénotypage racinaire (A) Dimensions, (B) vue d’ensemble des trois compartiments et (C) vue d’un compartiment. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
4. Culture hydroponique de plantes pour étudier la biologie de la rhizosphère
<ol>
	<li>Fabriquez un système hydroponique interne dans une serre à environnement contrôlé propice à la culture de la canne à sucre pour étudier les détails les plus fins de la biologie des racines. Ajouter ~15 L de solution nutritive de Hoagland modifiée (tableau 1) dans des réservoirs en verre de 20 cm x 20 cm x 50 cm, avec aération assurée par des pompes d’aquarium (figure 4).</li>
	<li>Semez les éclats de bourgeons des variétés de canne à sucre et des clones de Saccharum spp. et laissez-les germer pendant 30 jours dans des plateaux composés de moelle de coco compostée. Repiquez des décantations uniformes et saines dans des cuves hydroponiques à la fréquence de trois décantations par cuve, en prenant soin de placer toute la racine dans la solution nutritive. Couvrez les réservoirs avec un chiffon noir pour vous assurer que les racines ne sont pas exposées à la lumière. Utilisez un filet en plastique (20 cm x 20 cm) au bord des réservoirs en verre pour soutenir les plantes à la verticale.</li>
	<li>À la fin de la phase de germination (60 jours), recueillir les exsudats racinaires en immergeant les racines des plantes intactes dans 50 mL de solution piège (eau stérile doublement distillée) pendant 4 h (0800 h à 1200 h) pendant la période de pic d’activité photosynthétique. Filtrez la solution collectée à travers du papier filtre Whatman, puis passez-la dans des colonnes de verre remplies d’échange d’anions suivies de résines échangeuses de cations12. Évaporez les fractions éluées jusqu’à ce qu’elles soient sèches et conservez-les à -20 °C jusqu’à ce qu’elles soient traitées.</li>
	<li>Analyser les échantillons d’exsudat radiculaire traités par HPLC pour la détermination des acides organiques12 et par spectrophotométrie pour l’estimation des composés phénoliques totaux13, des protéines14, des sucres15 et des acides aminés16 selon le protocole standard.</li>
	<li>Surveillez la croissance des racines à intervalles hebdomadaires pour enregistrer la pigmentation de l’extrémité de la racine et la densité des poils racinaires. Évaluer l’activité des enzymes, la peroxydase17 et la superoxyde dismutase18, et la teneur phénolique totale19 au 3ème mois selon le protocole standard.</li>
	<li>Évaluez la réponse à une lésion radiculaire en infligeant une coupe longitudinale dans la racine primaire jusqu’à l’extrémité de la racine à l’aide d’une lame chirurgicale stérile, et surveillez les changements périodiquement.</li>
</ol>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chimique</td>
			<td>Concentration finale</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrate de potassium</td>
			<td>0,608 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrate de calcium</td>
			<td>1,415 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dihydrogénophosphate de potassium</td>
			<td>0,164 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfate de magnésium</td>
			<td>0,560 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sel monosodique ferrique EDTA</td>
			<td>6,00 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acide borique</td>
			<td>1,43 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorure de manganèse tétrahydraté</td>
			<td>0,91 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfate de zinc</td>
			<td>0,11 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suphate cuivrique</td>
			<td>0,04 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acide molybdique</td>
			<td>0,01 g250L-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau 1 : Composition de la solution nutritive modifiée pour la culture hydroponique de la canne à sucre.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig04.jpg"> 
Figure 4 : Configuration de la culture hydroponique. La configuration (A) est adaptée à la culture de la canne à sucre et (B) à la récolte de 5 mois (tissu noir retiré à des fins de photographie uniquement). Cette figure a été modifiée à partir de Hari et al.9. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

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<li>Arruda, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+and+morphological+traits+of+sugarcane+roots+in+relation+to+phosphorus+uptake%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Soil+Science+and+Plant+Nutrition%22%5BJournal%5D)">Biological and morphological traits of sugarcane roots in relation to phosphorus uptake.</a> Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 16 (4), 901-915 (2016).</li>
<li>Sharma, S., Borah, P., Meena, M. K., Bindraban, P., Pandey, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+genotypic+variation+for+growth+of+rice+seedlings+under+optimized+hydroponics+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Genetics+and+Plant+Breeding%22%5BJournal%5D)">Evaluation of genotypic variation for growth of rice seedlings under optimized hydroponics medium.</a> Indian Journal of Genetics and Plant Breeding. 78 (3), 292-301 (2018).</li>
<li>Soumya, P. R., Singh, D., Sharma, S., Singh, A. M., Pandey, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+diverse+wheat+%28Triticum+aestivum%29+and+triticale+%28%C3%97+Triticosecale%29+genotypes+for+low+phosphorus+stress+tolerance+in+soil+and+hydroponic+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Soil+Science%22%5BJournal%5D)">Evaluation of diverse wheat (Triticum aestivum) and triticale (× Triticosecale) genotypes for low phosphorus stress tolerance in soil and hydroponic conditions.</a> Journal of Soil Science. 21, 1236-1251 (2021).</li>
<li>Ganie, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolite+profiling+and+network+analysis+reveal+coordinated+changes+in+low-N+tolerant+and+low-N+sensitive+maize+genotypes+under+nitrogen+deficiency+and+restoration+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Plants%22%5BJournal%5D)">Metabolite profiling and network analysis reveal coordinated changes in low-N tolerant and low-N sensitive maize genotypes under nitrogen deficiency and restoration conditions.</a> Plants. 9 (11), 1459(2020).</li>
<li>Venkatraman, T. S., Thomas, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+contrivances+for+studying+root+development+in+agricultural+crops%5BTitle%5D)+AND+%22Agricultural+Journal+of+India%22%5BJournal%5D)">Simple contrivances for studying root development in agricultural crops.</a> Agricultural Journal of India. 18, 509-514 (1923).</li>
<li>Clark, R. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+two-dimensional+root+system+phenotyping+platform+facilitates+genetic+analysis+of+root+growth+and+development%5BTitle%5D)+AND+%22Plant%2C+Cell+and+Environment%22%5BJournal%5D)">High-throughput two-dimensional root system phenotyping platform facilitates genetic analysis of root growth and development.</a> Plant, Cell and Environment. 36 (2), 454-466 (2013).</li>
<li>Chopart, J. L., Rodrigues, S. R., Azevedo, M. C. B., Medina, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+sugarcane+root+length+density+through+root+mapping+and+orientation+modelling%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Soil%22%5BJournal%5D)">Estimating sugarcane root length density through root mapping and orientation modelling.</a> Plant and Soil. 313, 101-112 (2008).</li>
<li>Chopart, J. L., Azevedo, M. C. B., Le Mezo, L., Marion, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+relationship+between+sugarcane+root+biomass+and+length+for+cropping+system+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Sugar+Tech%22%5BJournal%5D)">Functional relationship between sugarcane root biomass and length for cropping system applications.</a> Sugar Tech. 12 (3-4), 317-321 (2010).</li>
<li>De Silva, A. L. C., De Costa, W. A. J. M., Bandara, D. M. U. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+root+system+and+the+patterns+of+soil+moisture+utilization+in+sugarcane+under+rain-fed+and+irrigated+conditions+in+Sri+Lanka%5BTitle%5D)+AND+%22Sugar+Tech%22%5BJournal%5D)">Growth of root system and the patterns of soil moisture utilization in sugarcane under rain-fed and irrigated conditions in Sri Lanka.</a> Sugar Tech. 13 (3), 198-205 (2011).</li>
<li>Otto, R., Silva, A. P., Franco, H. C. J., Oliveira, E. C. A., Trivelin, P. C. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+soil+penetration+resistance+reduces+sugarcane+root+system+development%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+and+Tillage+Research%22%5BJournal%5D)">High soil penetration resistance reduces sugarcane root system development.</a> Soil and Tillage Research. 117, 201-210 (2011).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Pompe d’aération avec accessoires de tuyauterie</td><td>Acheté auprès de sources locales</td><td>NA</td><td>Utilisé pour la culture hydroponique de la canne à sucre</td></tr><tr><td>Acide borique</td><td>Laboratoires de recherche Sisco, Inde</td><td>80266</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr><tr><td>Nitrate de calcium</td><td>Maison centrale de la drogue, Inde</td><td>27606</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr><tr><td>Moelle de coco compostée</td><td>Acheté auprès de sources locales</td><td>NA</td><td>Utilisé pour la germination des plantations de canne à sucre</td></tr><tr><td>Sulfate cuivrique</td><td>Laboratoires de recherche Sisco, Inde</td><td>38869</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr><tr><td>DEAE-cellulose</td><td>Laboratoires de recherche Sisco, Inde</td><td>10529</td><td>Résine échangeuse d’anions pour le traitement des exsudats racinaires</td></tr><tr><td>Sel monosodique ferrique EDTA</td><td>Laboratoires de recherche Sisco, Inde</td><td>59389</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr><tr><td>Fumier de ferme</td><td>Acheté auprès de sources locales</td><td>NA</td><td>Utilisé pour la germination des plantations de canne à sucre</td></tr><tr><td>Réservoirs en verre</td><td>Fabriqué en interne</td><td>NA</td><td>Utilisé pour la culture hydroponique de la canne à sucre</td></tr><tr><td>L’HPLC</td><td>Agilent Technologies</td><td>1200 Infini</td><td>Quantification des acides organiques dans les exsudats racinaires</td></tr><tr><td>Sulfate de magnésium</td><td>Laboratoires de recherche Sisco, Inde</td><td>29117</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr><tr><td>Chlorure de manganèse</td><td>Laboratoires de recherche Sisco, Inde</td><td>75113</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr><tr><td>Acide molybdique</td><td>Laboratoires de recherche Sisco, Inde</td><td>49664</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr><tr><td>Dihydrogénophosphate de potassium</td><td>Maison centrale de la drogue, Inde</td><td>29608</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr><tr><td>Nitrate de potassium</td><td>Maison centrale de la drogue, Inde</td><td>29638</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr><tr><td>Chemins de câbles</td><td>Fabriqué en interne</td><td>NA</td><td>Utilisé pour la germination des plantations de canne à sucre</td></tr><tr><td>Terre rouge</td><td>Acheté auprès de sources locales</td><td>NA</td><td>Utilisé pour la germination des plantations de canne à sucre</td></tr><tr><td>Échantillonneur de carottes de racines</td><td>Fabriqué en interne</td><td>NA</td><td>Utilisé pour l’échantillonnage radiculaire in situ</td></tr><tr><td>Sable</td><td>Acheté auprès de sources locales</td><td>NA</td><td>Utilisé pour la germination des plantations de canne à sucre</td></tr><tr><td>Seralite-120</td><td>Laboratoires de recherche Sisco, Inde</td><td>14891</td><td>Résine échangeuse de cations pour le traitement des exsudats racinaires</td></tr><tr><td>Châssis porteur</td><td>Acheté auprès de sources locales</td><td>NA</td><td>Utilisé pour la culture hydroponique de la canne à sucre</td></tr><tr><td>Motopompe à eau</td><td>Acheté auprès de sources locales</td><td>NA</td><td>Utilisé pour la culture hydroponique de la canne à sucre</td></tr><tr><td>Papier filtre Whatman grade 1</td><td>Scientifique universel</td><td>1001090</td><td>Traitement des exsudats radiculaires</td></tr><tr><td>WinRhizo PRO (logiciel)</td><td>Regent Instruments Inc., Canada</td><td>STD4800</td><td>Scanner de racines bidimensionnel avec logiciel pour l’analyse des racines</td></tr><tr><td>Sulfate de zinc</td><td>Laboratoires de recherche Sisco, Inde</td><td>76455</td><td>Préparation de la solution de Hoagland modifiée</td></tr></tbody></table>

approches de phénotypage à plusieurs volets pour caractériser les systèmes racinaires de la canne à sucre

Multipronged Phenotyping Approaches to Characterize Sugarcane Root Systems

Variation des traits morphologiques racinaires des variétés de canne à sucre Des images représentatives du système racinaire du Co 62175, excavé du terrain par échantillonnage en tranchée et cultivé dans une installation hydroponique, sont présentées aux figures 5A, B. De longues racines (~100 cm) ont été observées chez les variétés Co 62175 et Co 99006, tandis que Co 99006 a enregistré le poids racinaire le plus élevé (127 g·touffe−1). Les car...

Approches de phénotypage à plusieurs volets pour caractériser les systèmes racinaires de la canne à sucre

Roots are the primary conductors of water and nutrients and play a vital role in sustaining growth and yield under stressful environments. The study of ...

multipronged-phenotyping-approaches-to-characterize-sugarcane-root

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JoVE Journal

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Ce protocole décrit un procédé pour la collecte rapide d'images de jeunes plants d'Arabidopsis répondant à un stimulus de gravité en utilisant des scanners à plat disponibles dans le commerce. La méthode permet de peu coûteuse, la capture de gros volumes d'images haute résolution qui se prêtent à des algorithmes d'analyse en aval.

Utilisation de scanners à plat pour collecter haute résolution temps-caduque Images de la réponse gravitropique Arabidopsis racine

Cet article montre comment la culture de semis de Arabidopsis thaliana en une plate-forme microfluidique de deux couches qui confine la racine principale et les poils absorbants pour un seul plan optique. Cette plate-forme peut être utilisée pour l’imagerie optique en temps réel de la morphologie de racines fines aussi bien en ce qui concerne l’imagerie haute résolution par d’autres moyens.

La morphologie de poils absorbants d’Arabidopsis semis dans une bicouche Microfluidic plateforme d’imagerie

Un protocole expérimental est présenté pour évaluation des sols cultivés des systèmes racinaires plante avec RVB et imagerie hyperspectrale. Combinaison du temps d’image RVB scanne de série avec les informations de Chimiométrie de hyperspectral optimise les aperçus de la dynamique des racines végétales.

RVB et l’imagerie spectrale racine pour le phénotypage de l’usine et la recherche en physiologie : montage expérimental et des protocoles d’imagerie

Un système d’analyse image logicielle fournit une autre méthode pour étudier la morphologie des espèces stolonifères et rhizomateuses. Ce protocole permet de mesurer de la longueur et le diamètre des stolons et rhizomes et peut être appliqué à des échantillons avec une grande quantité de biomasse et à une grande variété d’espèces.

Mesure des Stolons et Rhizomes de Turfgrasses à l’aide d’un système d’analyse des images numériques

Nous fournissons une méthode originale pour améliorer le contraste d’absorption des rayons x des tissus de maïs adapté pour la numérisation de la tomographie microcomputed ordinaire. Basée sur des images de CT, nous présentons un ensemble de flux de traitement d’image pour différents matériaux de maïs extraire efficacement des phénotypes microscopiques des faisceaux vasculaires du maïs.

Techniques de phénotypage micron-échelle de maïs faisceaux vasculaires issu de tomographie à rayons x Microcomputed

Visualisation et en mesurant la croissance racinaire in situ sont extrêmement difficile. Nous présentons une méthode de rhizobox personnalisable pour suivre le développement racinaire et prolifération au fil du temps en réponse à l’enrichissement en éléments nutritifs. Cette méthode est utilisée pour analyser les différences génotypiques maïs dans la plasticité de la racine en réponse à une source d’azote organique.

Un protocole de Rhizobox optimisé pour visualiser la croissance racinaire et la réceptivité aux nutriments localisées

Parasponia andersonii est un arbre tropical à croissance rapide qui appartient à la famille du cannabis (Cannabaceae) et peut former des nodules de racine fixant l'azote en association avec le rhizobium. Ici, nous décrivons un protocole détaillé pour les analyses génétiques inversées dans P. andersonii basé sur la transformation stable d'Agrobacterium-négociée et l'édition de génome CRISPR/Cas9-basée.

Transforming, Genome Editing and Phenoty the Nitrogen-fixing Tropical Cannabaceae Tree Parasponia andersonii (en plus de la transformation, de l'édition du génome et du phénotypage de l'arbre tropical de Cannabaceae parasponia andersonii)

Le protocole décrit ici les méthodes d’évaluation des modèles et de la stratégie de colonisation mycorhizienne arbusculaire dans les racines de deux espèces: Zea mays et Festuca rubra. L’utilisation de la méthode MycoPatt permet le calcul de paramètres, la conversion de structures mycorhiziennes en données numériques et la cartographie de leur position réelle dans les racines.

Les cartes mycorhiziennes comme outil pour explorer les modèles de colonisation et les stratégies fongiques dans les racines de Festuca rubra et Zea mays

Nous utilisons des outils de laboratoire simples pour examiner l’architecture du système racinaire (RSA) d’Arabidopsis et de Medicago. Les plantules sont cultivées en hydroponie sur des mailles et étalées à l’aide d’un pinceau d’art pour révéler le RSA. Les images sont prises à l’aide d’un balayage ou d’une caméra haute résolution, puis analysées avec ImageJ pour cartographier les traits.

Un protocole simple pour cartographier les caractéristiques de l’architecture du système racinaire végétal

Nous avons conçu un protocole de phénotypage basé sur l’image pour déterminer les réponses morphologiques et physiologiques aux traitements simples et combinés de chaleur, de sécheresse et d’engorgement. Cette approche a permis d’identifier les réponses précoces, tardives et de récupération à l’échelle de l’ensemble de la plante, en particulier dans les parties aériennes, et a mis en évidence la nécessité d’utiliser plusieurs capteurs d’imagerie.

Phénotypage basé sur l’image à haut débit pour déterminer les réponses morphologiques et physiologiques à des stress uniques et combinés chez la pomme de terre

Découvrez les approches de phénotypage des systèmes racinaires de la canne à sucre utilisant des techniques d'excavation et d'imagerie numérisée. Ces méthodes permettent d'étudier les traits racinaires pour améliorer les stratégies de sélection conventionnelle et moléculaire.

Approches de phénotypage à plusieurs volets pour caractériser les systèmes racinaires de la canne à sucre

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