Approches de phénotypage à plusieurs volets pour caractériser les systèmes racinaires de la canne à sucre

En tant que principal conducteur d’eau et de nutriments, les racines sont indispensables à la croissance et au développement. Une compréhension approfondie du système racinaire est importante pour la canne à sucre car il faut un an pour terminer son cycle de vie. L’approche holistique intègre ici les plates-formes viables pour le phénotypage, ce qui permettra de faire progresser les connaissances sur les systèmes racinaires de la canne à sucre et leurs réponses pour s’attaquer aux conditions de travail.

Cette méthodologie est spécifique à la culture de la canne à sucre car elle possède un système racinaire unique en tant que culture longue. Cependant, avec des modifications mineures, cette méthode peut être adaptée à d’autres cultures. Pour commencer, cultivez les hybrides ou les variétés de canne à sucre commerciaux dans le champ à l’aide de deux ensembles à bouts plantés à un espacement de 120 centimètres et de 90 centimètres à l’intérieur des rangs.

Suivez l’ensemble des pratiques recommandées pour assurer un bon établissement et une bonne croissance des cultures. À la fin de la phase de maturité, utilisez une excavatrice pour creuser une tranchée de 1,5 mètre de profondeur et 1,0 mètre de large dans le champ. Nettoyez le sol des zones racinaires sans endommager les racines avec des jets d’eau continus.

Une fois que le sol adhérent se détache en raison du jet, déracinez la canne avec le système racinaire et emmenez-la au laboratoire pour une mesure manuelle des paramètres de croissance, à savoir le nombre de racines, la longueur des racines, le volume et le poids. Utilisez un échantillonneur de carottes de racines cylindriques de 61 centimètres de hauteur, 16 centimètres de diamètre, pesant huit kilogrammes et fabriqué à l’aide d’acier doux ou d’un matériau MS pour l’échantillonnage des racines de canne à sucre sur le terrain. Il est pourvu d’un bord tranchant en bas pour une pénétration facile et possède des colliers de trois centimètres de diamètre en haut pour soulever l’échantillonneur.

À la phase de maturité de la culture commerciale de canne à sucre, fixez le bord supérieur de l’échantillonneur à la goulotte primaire ou à la canne et martelez continuellement pour atteindre la profondeur de sol souhaitée de 45 centimètres. Ensuite, soulevez toute la masse de sol dans l’échantillonneur et lavez-la soigneusement sous l’eau courante pour séparer les racines adhérentes. Mesurez les paramètres physiques de la plante, comme la hauteur de la plante et la surface des feuilles en laboratoire.

Ensuite, étalez les racines sur des plateaux transparents pour numériser et analyser les images numérisées correspondantes à l’aide du logiciel. Construire une structure de phénotypage racinaire comprenant trois compartiments adjacents de 4,5 mètres sur 10,1 mètres pour l’échantillonnage des racines de canne à sucre. Prévoyez un démontage manuel des parois latérales pour révéler le système racinaire souterrain jusqu’à une profondeur de 80 à 100 centimètres.

Remplissez et compactez la structure avec de la terre de champ, en laissant un espace libre d’environ 20 centimètres et en ayant des trous de drainage adéquats pour faciliter l’aération du sol. Salve les éclats de bourgeons de clones de germoplasme comprenant saccharum officinarum, saccharum spontaneum, saccharum barberri, saccharum sinense et saccharum robustum. Laissez-les germer pendant 30 jours dans des plateaux comprenant un substrat d’enracinement.

Après 30 jours de germination, transplantez les stabilisations uniformes et saines sur la structure dans les rangées avec un espacement de 90 centimètres et une distance de 60 centimètres à l’intérieur des rangées. Suivez le POP recommandé pour assurer un bon établissement et une bonne croissance de la culture. Pendant la phase de formation de 60 à 120 jours après la plantation et la grande phase de croissance de 120 à 150 jours après la plantation, retirez manuellement les parois latérales en dalles préfabriquées avant de pulvériser continuellement le jet d’eau pour exposer les racines.

Déracinez l’ensemble du système racinaire et transférez-le au laboratoire pour mesurer les paramètres physiques. Ensuite, étalez les racines sur des plateaux transparents pour numériser et analyser les images numérisées correspondantes dans un logiciel. Pour étudier la biologie de la rhizosphère et les détails les plus fins de la biologie des racines, fabriquez un système hydroponique interne dans une serre à environnement contrôlé propice à la croissance de la canne à sucre.

Dans les réservoirs de 20 x 20 x 50 centimètres avec pompes d’aquarium pour l’aération, ajoutez environ 15 litres de solution nutritive de Hoagland modifiée. Vendez les copeaux de bourgeons des variétés de canne à sucre et des clones d’espèces de saccharum et laissez-les germer pendant 30 jours dans les plateaux individuels, comprenant de la moelle de noyau compostée, avant de transplanter les décantations uniformes et saines dans des réservoirs hydroponiques à la fréquence de trois décantations par réservoir. Après 60 jours, à la fin de la phase de germination, plongez les racines des plantes intactes dans 50 millilitres d’eau stérile double distillée ou de solution de piège pendant quatre heures, et collectez les exsudats racinaires pendant le pic d’activité photosynthétique.

Évaluer l’activité des enzymes, de la peroxydase et de la superoxyde dismutase et le contenu phénolique total au cours du troisième mois selon le protocole standard. Enfin, évaluez la réponse à une lésion radiculaire en infligeant une coupe longitudinale dans la racine primaire jusqu’à l’extrémité de la racine à l’aide d’une lame chirurgicale stérile et surveillez les changements périodiquement. Dans le phénotypage racinaire, les racines les plus longues du CO 62175 ont démontré un système racinaire supérieur pour la longueur cumulative des racines, la surface des racines, le volume des racines et le diamètre moyen des racines.

Les espèces de Saccharum ont montré des variations significatives dans les traits morphologiques au cours de la phase de formation. Saccharum spontaneous avait la longueur racinaire cumulative la plus élevée par touffe, tandis que Saccharum sinense présentait la plus faible. Saccharum spontaneum a montré la surface racinaire, le poids sec des racines, le volume racinaire et le rapport racine/pousse les plus élevés.

Saccharum robustum a montré le volume racinaire et le diamètre de racine les plus élevés. Des études anatomiques ont révélé que les poils longs de l’exoderme de Schlerenchymidis réduisaient les couches de cellules corticales, augmentaient l’oerinchma cortical et augmentaient la surface de l’acier et le nombre de vaisseaux du xylème de grand diamètre étaient bénéfiques dans des conditions de sécheresse, tandis que sous le stress de l’engorgement, une augmentation du diamètre des racines et une surface de cellules corticales plus élevée avec une augmentation des cellules aerenchymidis ont été observées. Saccharum robustum a montré la plus forte exsudation totale de carboxylates, tandis que la plus faible exsudation a été enregistrée chez Saccharum spontaneum.

Dans les variétés de canne à sucre, une différence significative dans la densité des poils racinaires a été observée avec une variation de la forme et de la pigmentation du chapeau racinaire. L’activité de la peroxydase et la teneur totale en composés phénoliques les plus élevées étaient présentes chez C086032, et les plus faibles chez C062175. Au cours des études de rajeunissement, Cox 671 a montré l’apparition de racines secondaires en trois jours et Co-06022 a pris 10 jours avec des symptômes de sénescence le troisième jour.

Nous devons faire preuve de prudence lorsque nous interrompons les résultats obtenus à partir du protocole individuel. Une étude du système racinaire en institut est idéale pour la canne à sucre, mais les plates-formes de contrôle peuvent être utiles à des fins spécialisées. Comprendre divers aspects du phénotype racinaire est essentiel pour libérer les variétés de canne à sucre.

L’automatisation des techniques et l’intégration de l’analyse des données massives ou de l’intelligence artificielle pour interpréter les résultats permettraient d’élargir notre expertise dans le domaine. Parmi les résultats, la caractérisation des traits du système racinaire dans des situations de stress normales et périodiques ont ouvert la voie à des domaines de recherche exploratoires tels que la plasticité racinaire, les nutriments rayonnants et les stress miotiques.