Name: Guérison des plaies cornéennes du poisson-zèbre: de l’abrasion à l’analyse d’imagerie de fermeture de plaie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-03-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 19 s
Description: Découvrez la technique d'abrasion cornéenne chez le poisson-zèbre Danio rerio pour étudier la cicatrisation oculaire. Cette méthode permet d'analyser les changements cellulaires par microscopie électronique et d'évaluer les effets de molécules thérapeutiques.

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Les auteurs remercient Pertti Panula pour l’accès à l’unité Zebrafish et Henri Koivula pour les conseils et l’aide pour les expériences sur le poisson-zèbre. Cette recherche a été soutenue par l’Académie de Finlande, la Fondation Jane et Aatos Erkko, la Fondation culturelle finlandaise et le programme ATIP-Avenir. L’imagerie a été réalisée à l’unité de microscopie électronique et à l’unité de microscopie optique de l’Institut de biotechnologie, avec le soutien de HiLIFE et du Biocenter Finland.

Toutes les expériences ont été approuvées par le conseil national de l’expérimentation animale.
1. Préparatifs
<ol><li>Préparer à l’avance la solution mère de tricaïne utilisée pour l’anesthésie26 (solution mère à 0,4 % utilisée dans ce protocole). Utilisez des gants et conservez les matériaux dans une hotte chaque fois que possible.<ol>
<li>Pour 50 mL d’une solution à 0,4%, peser 200 mg de poudre de tricaïne dans un tube de 50 mL. Dissoudre la poudre dans environ 45 mL d’eau double distillée.</li>
		<li>Ajuster le pH de la solution mère de tricaïne à 7 avec 1 M Tris (pH 8,8, ~1,25 mL). Ajouter la solution de Tris au bouillon de tricaïne en aliquotes, bien mélanger le bouillon après chaque aliquote et vérifier le pH après chaque ajout de Tris.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Avant l’expérience, préparez une solution de travail à 0,02% de tricaïne.<ol>
<li>Décongeler 2 mL de solution mère à 0,4 % et ajouter à 40 mL d’eau de système (concentration finale 0,02 %). Placez la solution dans un petit récipient.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Avant l’expérience, préparez l’eau de récupération contenant un analgésique. Utilisez des gants et gardez les matériaux dans la hotte chaque fois que possible.<ol>
<li>Pour un litre d’eau de récupération, peser 2,5 mg de poudre de chlorhydrate de lidocaïne et la dissoudre dans de l’eau douce du système. Vérifiez le pH et ajustez-le à 7 si nécessaire.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Avant l’expérience, préparer la solution fixatrice (2,5% de glutaraldéhyde dans une solution de phosphate de sodium (Na-PO4) à 0,1 M à pH 7,4). Utilisez des gants et conservez les matériaux dans une hotte aspirante.<ol>
<li>Pour 10 mL de la solution de fixation, pipeter 5 mL de 0,2 M Na-PO4 dans un tube. Ajouter 0,5 mL de glutaraldéhyde à 50 % et ajouter de l’eau double distillée pour obtenir le volume final de 10 mL. Protégez la solution de la lumière et conservez-la sur la glace ou au réfrigérateur avant utilisation. REMARQUE: Si les échantillons doivent être prélevés pendant plusieurs heures après la blessure, préparez la solution de fixation juste avant utilisation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer l’équipement pour la blessure (Figure 1).<ol>
<li>Remplissez les réservoirs de récupération ou les petits contenants avec de l’eau du système.</li>
		<li>Préparez la bavure ophtalmique. Vérifiez que la pointe de la bavure est propre. Si nécessaire, enlevez les débris cellulaires avec un coton-tige humide.</li>
		<li>Faites une incision sur le côté d’une éponge molle et humidifiez l’éponge avec de l’eau du système. Placez l’éponge sur la base/la scène d’un microscope à dissection. Assurez-vous d’avoir suffisamment d’espace de travail pour utiliser la bavure et suffisamment d’éclairage sur les côtés et/ou au-dessus pour voir correctement la surface des yeux.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Anesthésie
<ol><li>Transférer un poisson de l’aquarium à la solution de tricaïne à 0,02% avec un filet aussi doucement que possible.</li>
	<li>Surveillez l’anesthésie, en vérifiant l’absence de réponse au stimulus mécanique léger. REMARQUE: Pour une anesthésie uniforme, une exposition de 2 minutes à la tricaïne est utilisée avant l’abrasion avec les poissons AB adultes de type sauvage. Avec des poissons d’un autre fond génétique, une durée différente peut être nécessaire.</li>
</ol>3. Abrasion
<ol><li>Placez doucement le poisson anesthésié avec une cuillère dans l’incision sur l’éponge, la tête dépassant de la surface de l’éponge.</li>
	<li>Allumez la bavure et concentrez la vue du microscope sur la surface de l’œil.</li>
	<li>Approchez-vous soigneusement de la surface des yeux avec la pointe de la bavure. Lorsque vous touchez la surface de l’œil, commencez à déplacer la pointe de la bavure sur la surface de l’œil avec un mouvement circulaire. Évitez les mouvements brusques, car cela pourrait entraîner l’inclinaison de l’œil dans l’alvéole et le glissement de la pointe de la bavure.</li>
	<li>Lorsque l’abrasion est terminée, placez soigneusement le poisson dans l’eau du système contenant l’analgésique pour la récupération.</li>
	<li>Nettoyez la bavure juste après utilisation avec un coton-tige humide.</li>
</ol>4. Prélèvement d’échantillons
<ol><li>Au moment souhaité, ramassez le poisson avec un filet et placez-le dans une solution de tricaïne à 0,02%. Gardez l’animal dans la solution jusqu’à ce que le mouvement operculaire ait complètement cessé et que le poisson ne réagisse pas au toucher.</li>
	<li>Placez le poisson sur une boîte de Pétri avec une cuillère et tenez-le avec une pince à épiler. Décapitez le poisson avec des ciseaux disséquants. Évitez de faire des rayures sur la surface des yeux lorsque vous manipulez l’échantillon.</li>
	<li>Placer le tissu dans un tube d’échantillonnage contenant 0,1 M de Na-PO4.<ol>
<li>Rincez le tissu en remplaçant le Na-PO4 de 0,1 M par un tampon propre afin qu’il ne reste pas de sang dans la solution.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Traitement des échantillons pour la microscopie électronique
<ol><li>Fixer le tissu dans 2,5 % de glutaraldéhyde/0,1 M Na-PO4 (pH 7,4) pendant ~24 h à +4 °C. Conservez l’échantillon sur un porte-échantillon rotatif ou agité pour assurer une bonne fixation.</li>
	<li>Retirez la solution de fixation et rincez l’échantillon plusieurs fois avec 0,1 M Na-PO4.</li>
	<li>Disséquez l’échantillon à ce stade.<ol>
<li>Placer l’échantillon sur une goutte de 0,1 M Na-PO4 sur une plaque de dissection. Si les deux yeux du même poisson doivent être imagés, coupez l’échantillon de tête en deux avec de fins ciseaux à disséquer.</li>
		<li>Alternativement, collectez les yeux uniquement en plaçant soigneusement les pointes de la pince à épiler fine dans l’orbite du côté de l’œil, en prenant soin de ne pas rayer la surface de l’œil. Ensuite, retirez l’œil de l’orbite.</li>
		<li>Transférer l’échantillon disséqué dans un tube contenant 0,1 M de Na-PO4. Assurez-vous qu’il n’y a pas de tissu supplémentaire dans le tube d’échantillonnage, car il peut adhérer au sommet de l’œil pendant le traitement de l’échantillon.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Conserver l’échantillon dans 0,1 M Na-PO4 (maximum une semaine) à +4 °C.</li>
	<li>Traiter les échantillons pour l’imagerie par microscopie électronique.<ol>
<li>Postfixer les échantillons dans du tétroxyde d’osmium à 2 % dans un tampon Na-PO4 de 0,1 M pendant 1 h à température ambiante (RT).</li>
		<li>Lavez les échantillons 3 fois pendant 5 minutes chaque lavage dans 0,1 M Na-PO4 à RT.</li>
		<li>Déshydrater les échantillons successivement dans de l’éthanol à 30%, 50% et 70% pendant 1 h dans chaque solution à TA.</li>
		<li>Immerger les échantillons dans de l’éthanol à 96% pendant 2-3 h à TA.</li>
		<li>Ensuite, incuber les échantillons deux fois dans de l’éthanol à 100 %, d’abord pendant 1 h, puis dans de l’éthanol frais à 100 % pendant la nuit à +4 °C.</li>
		<li>Soumettez les échantillons à 30 cycles dans un sécheur automatisé de points critiques.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Intégrez et recouvrez les échantillons de platine.<ol>
<li>Placez une languette adhésive sur un support. Si l’échantillon doit être marqué sur le dessus de la monture, laissez un morceau de papier de couverture d’onglet sur l’onglet et écrivez l’ID de l’échantillon sur le papier.</li>
		<li>Placez la monture avec la languette sur la base d’un microscope à dissection.</li>
		<li>Placez doucement l’échantillon de tissu sur la monture avec une pince à épiler fine, la cornée vers le haut.</li>
		<li>Enduire l’échantillon de platine à l’aide du dispositif approprié. Après le revêtement, conservez les échantillons à température ambiante jusqu’à l’imagerie.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. Imagerie (Figure 2)
<ol><li>Utilisez les appareils comme conseillé dans le manuel de l’utilisateur et par des experts en imagerie.</li>
	<li>Acquérez des images du grossissement souhaité et utilisez des images 2 000 à 2 500x pour l’analyse.</li>
	<li>Ajustez la luminosité et le contraste de sorte qu’il n’y ait pas de zones surexposées dans l’image, et que les bordures de cellules et les micro-réfrigérateurs soient vus aussi clairement que possible. REMARQUE: La position et l’angle du tissu affectent les paramètres de luminosité et de contraste. Ils peuvent avoir besoin d’être ajustés d’un échantillon à l’autre et entre différentes régions du tissu.</li>
</ol>7. Mesure de la forme, de la taille et du motif de microgravure de la cellule
<ol><li>Ouvrez l’image TIFF dans Fiji ImageJ 1.5327. Définissez l’échelle à l’aide de la barre d’échelle de l’image : créez une ligne de taille égale à la barre d’échelle à l’aide de l’outil Ligne . Sélectionnez Analyser | Définissez l’échelle et tapez la distance connue. Ouvrez le gestionnaire de retour sur investissement à partir de la | Analyser Menu Outils .</li>
	<li>Pour la taille et l’arrondi des cellules, sélectionnez Analyser | Définir les | de mesures Descripteurs de forme. Utilisez l’outil Loupe pour voir les cellules sous grossissement. Sélectionnez des cellules à l’aide de l’outil Polygone et ajoutez chaque sélection au gestionnaire de retour sur investissement. Enfin, mesurez les cellules sélectionnées et enregistrez la mesure.</li>
	<li>Analyse de microridge (Figure 3 et Figure 4)<ol>
<li>Assurez-vous que l’image est au format 8 bits à partir de l’image | Tapez menu.</li>
		<li>Sélectionnez une cellule à l’aide de l’outil Polygone et effacez l’arrière-plan de la | Modifier Clair à l’extérieur.</li>
		<li>Lissez l’image une à trois fois en sélectionnant Traiter | Lissez et ajustez la luminosité et le contraste à partir de l’image | Ajuster | Luminosité/Contraste pour que les microgravures se démarquent le plus clairement possible.</li>
		<li>Convolve l’image de Process | Filtres | Convolve, transformez en binaire à partir de Process | | binaire Rendez binaire et squelettez l’image en noir et blanc en sélectionnant Traiter | | binaire Squeletter.</li>
		<li>Utilisez la fonction Analyser le squelette dans le | Analyser Menu squelette pour mesurer les paramètres de la microgravure et enregistrer les valeurs. REMARQUE: Dans SEM, les images individuelles peuvent différer en luminosité et en contraste. Ainsi, les étapes de l’analyse peuvent nécessiter des ajustements d’image en image.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Baden, T., Euler, T., Berens, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+the+retinal+basis+of+vision+across+species%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Understanding the retinal basis of vision across species.</a> Nature Reviews.Neuroscience. 21 (1), 5-20 (2020).</li>
<li>Nishida, T., Saika, S., Morishige, N. Cornea and sclera: Anatomy and physiology. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNishida%2C+T+%22Cornea%3A+Fundamentals%2C+diagnosis+and+management%2C+4th+ed%22">Cornea: Fundamentals, diagnosis and management, 4th ed</a>. Manis, M. J., Holland, E. J. , Elsevier. 1-22 (2017).</li>
<li>Wilson, S. E., Liu, J. J., Mohan, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stromal-epithelial+interactions+in+the+cornea%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Stromal-epithelial interactions in the cornea.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 18 (3), 293-309 (1999).</li>
<li>Wilson, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+injury+induces+keratocyte+apoptosis%3A+hypothesized+role+for+the+interleukin-1+system+in+the+modulation+of+corneal+tissue+organization+and+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Epithelial injury induces keratocyte apoptosis: hypothesized role for the interleukin-1 system in the modulation of corneal tissue organization and wound healing.</a> Experimental Eye Research. 62 (4), 325-327 (1996).</li>
<li>Zieske, J. D., Guimaraes, S. R., Hutcheon, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+keratocyte+proliferation+in+response+to+epithelial+debridement%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Kinetics of keratocyte proliferation in response to epithelial debridement.</a> Experimental Eye Research. 72 (1), 33-39 (2001).</li>
<li>West-Mays, J. A., Dwivedi, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+keratocyte%3A+corneal+stromal+cell+with+variable+repair+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22The+International+Journal+of+Biochemistry+%26+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">The keratocyte: corneal stromal cell with variable repair phenotypes.</a> The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 38 (10), 1625-1631 (2006).</li>
<li>Ahmed, F., House, R. J., Feldman, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+abrasions+and+corneal+foreign+bodies%5BTitle%5D)+AND+%22Primary+Care%22%5BJournal%5D)">Corneal abrasions and corneal foreign bodies.</a> Primary Care. 42 (3), 363-375 (2015).</li>
<li>Ben-Eli, H., Erdinest, N., Solomon, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenesis+and+complications+of+chronic+eye+rubbing+in+ocular+allergy%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Allergy+and+Clinical+Immunology%22%5BJournal%5D)">Pathogenesis and complications of chronic eye rubbing in ocular allergy.</a> Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 19 (5), 526-534 (2019).</li>
<li>Wilson, S. A., Last, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+corneal+abrasions%5BTitle%5D)+AND+%22American+Family+Physician%22%5BJournal%5D)">Management of corneal abrasions.</a> American Family Physician. 70 (1), 123-128 (2004).</li>
<li>Nagata, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((JBP485+promotes+corneal+epithelial+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">JBP485 promotes corneal epithelial wound healing.</a> Scientific Reports. 5, 14776(2015).</li>
<li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MANF+promotes+diabetic+corneal+epithelial+wound+healing+and+nerve+regeneration+by+attenuating+hyperglycemia-induced+endoplasmic+reticulum+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">MANF promotes diabetic corneal epithelial wound healing and nerve regeneration by attenuating hyperglycemia-induced endoplasmic reticulum stress.</a> Diabetes. 69 (6), 1264-1278 (2020).</li>
<li>Li, F. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+AlgerBrush+II+rotating+burr+as+a+tool+for+inducing+ocular+surface+failure+in+the+New+Zealand+White+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the AlgerBrush II rotating burr as a tool for inducing ocular surface failure in the New Zealand White rabbit.</a> Experimental Eye Research. 147, 1-11 (2016).</li>
<li>Kalha, S., Kuony, A., Michon, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+epithelial+abrasion+with+ocular+burr+as+a+model+for+cornea+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3AJoVE%22%5BJournal%5D)">Corneal epithelial abrasion with ocular burr as a model for cornea wound healing.</a> Journal of Visualized Experiments:JoVE. (137), e58071(2018).</li>
<li>Kalha, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bmi1%2B+progenitor+cell+dynamics+in+murine+cornea+during+homeostasis+and+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Bmi1+ progenitor cell dynamics in murine cornea during homeostasis and wound healing.</a> Stem Cells. 36 (4), 562-573 (2018).</li>
<li>Park, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+the+contribution+of+keratin-14%28%2B%29+limbal+epithelial+precursors+in+corneal+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Visualizing the contribution of keratin-14(+) limbal epithelial precursors in corneal wound healing.</a> Stem Cell Reports. 12 (1), 14-28 (2019).</li>
<li>Kuony, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ectodysplasin-A+signaling+is+a+key+integrator+in+the+lacrimal+gland-cornea+feedback+loop%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Ectodysplasin-A signaling is a key integrator in the lacrimal gland-cornea feedback loop.</a> Development. 146 (14), (2019).</li>
<li>Farrelly, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+live+imaging+of+single+corneal+stem+cells+reveals+compartmentalized+organization+of+the+limbal+niche%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Two-photon live imaging of single corneal stem cells reveals compartmentalized organization of the limbal niche.</a> Cell Stem Cell. 28 (7), 1233-1247 (2021).</li>
<li>Ikkala, K., Michon, F., Stratoulias, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unilateral+Zebrafish+corneal+injury+induces+bilateral+cell+plasticity+supporting+wound+closure%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Unilateral Zebrafish corneal injury induces bilateral cell plasticity supporting wound closure.</a> Scientific Reports. , (2021).</li>
<li>Ormerod, L. D., Abelson, M. B., Kenyon, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+models+of+corneal+injury+using+alkali-immersed+filter+discs%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Standard models of corneal injury using alkali-immersed filter discs.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 30 (10), 2148-2153 (1989).</li>
<li>Anderson, C., Zhou, Q., Wang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+alkali-burn+injury+model+of+corneal+neovascularization+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">An alkali-burn injury model of corneal neovascularization in the mouse.</a> Journal of visualized experiments: JoVE. (86), e51159(2014).</li>
<li>Choi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+modeling+of+corneal+alkali+injury+in+the+rat+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Comprehensive modeling of corneal alkali injury in the rat eye.</a> Current Eye Research. 42 (10), 1348-1357 (2017).</li>
<li>Singh, P., Tyagi, M., Kumar, Y., Gupta, K. K., Sharma, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ocular+chemical+injuries+and+their+management%5BTitle%5D)+AND+%22Oman+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Ocular chemical injuries and their management.</a> Oman Journal of Ophthalmology. 6 (2), 83-86 (2013).</li>
<li>Pal-Ghosh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BALB%2Fc+and+C57BL6+mouse+strains+vary+in+their+ability+to+heal+corneal+epithelial+debridement+wounds%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">BALB/c and C57BL6 mouse strains vary in their ability to heal corneal epithelial debridement wounds.</a> Experimental Eye Research. 87 (5), 478-486 (2008).</li>
<li>Chen, J. J., Tseng, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abnormal+corneal+epithelial+wound+healing+in+partial-thickness+removal+of+limbal+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Abnormal corneal epithelial wound healing in partial-thickness removal of limbal epithelium.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 32 (8), 2219-2233 (1991).</li>
<li>Xeroudaki, M., Peebo, B., Germundsson, J., Fagerholm, P., Lagali, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RGTA+in+corneal+wound+healing+after+transepithelial+laser+ablation+in+a+rabbit+model%3A+a+randomized%2C+blinded%2C+placebo-controlled+study%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">RGTA in corneal wound healing after transepithelial laser ablation in a rabbit model: a randomized, blinded, placebo-controlled study.</a> Acta Ophthalmologica. 94 (7), 685-691 (2016).</li>
<li>Westerfield, M. The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://zfinorg/zf_info/zfbook/zfbk.html">https://zfinorg/zf_info/zfbook/zfbk.html</a> (2000).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Xu, C., Volkery, S., Siekmann, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intubation-based+anesthesia+for+long-term+time-lapse+imaging+of+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Intubation-based anesthesia for long-term time-lapse imaging of adult zebrafish.</a> Nature Protocols. 10 (12), 2064-2073 (2015).</li>
<li>Crosson, C. E., Klyce, S. D., Beuerman, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+wound+closure+in+the+rabbit+cornea.+A+biphasic+process%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Epithelial wound closure in the rabbit cornea. A biphasic process.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 27 (4), 464-473 (1986).</li>
<li>Parlanti, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+debris+accumulates+in+corneal+epithelial+cells+after+intraepithelial+corneal+nerves+are+damaged%3A+A+focused+Ion+Beam+Scanning+Electron+Microscopy+%28FIB-SEM%29+study%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Axonal debris accumulates in corneal epithelial cells after intraepithelial corneal nerves are damaged: A focused Ion Beam Scanning Electron Microscopy (FIB-SEM) study.</a> Experimental Eye Research. 194, 107998(2020).</li>
<li>Zhao, X. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish+cornea%3A+structure+and+development%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">The zebrafish cornea: structure and development.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (10), 4341-4348 (2006).</li>
<li>Richardson, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Re-epithelialization+of+cutaneous+wounds+in+adult+zebrafish+combines+mechanisms+of+wound+closure+in+embryonic+and+adult+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Re-epithelialization of cutaneous wounds in adult zebrafish combines mechanisms of wound closure in embryonic and adult mammals.</a> Development. 143 (12), 2077-2088 (2016).</li>
<li>van Loon, A. P., Erofeev, I. S., Maryshev, I. V., Goryachev, A. B., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+contraction+drives+the+3D+patterning+of+epithelial+cell+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Cortical contraction drives the 3D patterning of epithelial cell surfaces.</a> The Journal of Cell Biology. 219 (3), (2020).</li>
<li>Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-induced+rod+and+cone+cell+death+and+regeneration+in+the+adult+albino+zebrafish+%28Danio+rerio%29+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina.</a> Journal of Neurobiology. 44 (3), 289-307 (2000).</li>
<li>Poss, K. D., Wilson, L. G., Keating, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+regeneration+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Heart regeneration in zebrafish.</a> Science. 298 (5601), 2188-2190 (2002).</li>
<li>Becker, T., Wullimann, M. F., Becker, C. G., Bernhardt, R. R., Schachner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+regrowth+after+spinal+cord+transection+in+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Axonal regrowth after spinal cord transection in adult zebrafish.</a> The Journal of Comparative Neurology. 377 (4), 577-595 (1997).</li>
<li>Hu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sirt6+deficiency+impairs+corneal+epithelial+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Aging%22%5BJournal%5D)">Sirt6 deficiency impairs corneal epithelial wound healing.</a> Aging. 10 (8), 1932-1946 (2018).</li>
<li>Ksander, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ABCB5+is+a+limbal+stem+cell+gene+required+for+corneal+development+and+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">ABCB5 is a limbal stem cell gene required for corneal development and repair.</a> Nature. 511 (7509), 353-357 (2014).</li>
<li>Pan, Y. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrabow%3A+multispectral+cell+labeling+for+cell+tracing+and+lineage+analysis+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Zebrabow: multispectral cell labeling for cell tracing and lineage analysis in zebrafish.</a> Development. 140 (13), 2835-2846 (2013).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Les blessures physiques cornéennes sont la cause la plus fréquente de visites de patients en ophtalmologie à l’hôpital. Par conséquent, il est important d’établir des modèles pertinents pour l’étude de différents aspects de la physiopathologie cornéenne. Jusqu’à présent, la souris est le modèle le plus couramment utilisé pour l’étude de la cicatrisation des plaies cornéennes. Cependant, l’ajout de gouttes oculaires sur les yeux blessés murins pour valider l’impact de médicaments spécifiques sur la cicatrisation des plaie...

Comme la plupart des épithéliums sont en contact avec l’environnement extérieur, ils sont sujets aux blessures physiques, ce qui les rend bien adaptés à l’étude des processus de cicatrisation des plaies. Parmi les tissus bien étudiés, la cornée est un modèle extrêmement utile dans l’étude des aspects cellulaires et moléculaires de la cicatrisation des plaies. En tant que surface externe transparente, il fournit une protection physique à l’œil et est le premier élément à concentrer la lumière sur la rétine. Bien que la structure et la composition cellulaire de la rétine diffèrent d’une espèceà l’autre, ces éléments de la cornée sont généralement similaires dans tous les yeux de type caméra, quelle que soit l’espèce.
La cornée est composée de trois couches principales2. La première couche et la plus externe est l’épithélium, qui est constamment renouvelé pour assurer sa transparence. La deuxième couche est le stroma, qui contient des cellules dispersées, appelées kératocytes, dans une épaisse couche de fibres de collagène strictement organisées. La troisième couche, la plus interne, est l’endothélium, qui permet la diffusion des nutriments et des liquides de la chambre antérieure vers les couches externes. Les cellules épithéliales et stromales interagissent via des facteurs de croissance et des cytokines3. Cette interaction est mise en évidence par l’apoptose rapide et la prolifération subséquente des kératocytes après une lésion épithéliale 4,5. En cas de plaie plus profonde, telle qu’une ponction, les kératocytes participent activement au processus de guérison6.
Étant en contact avec l’environnement extérieur, les blessures physiques cornéennes sont fréquentes. Beaucoup d’entre eux sont causés par de petits corps étrangers7, tels que le sable ou la poussière. Le réflexe de frottement des yeux peut entraîner des abrasions épithéliales étendues et un remodelage cornéen8. Selon la taille et la profondeur de la plaie, ces blessures physiques sont douloureuses et prennent plusieurs jours pour guérir9. Les caractéristiques optimales de cicatrisation d’un modèle facilitent la compréhension des aspects cellulaires et moléculaires de la fermeture de la plaie. En outre, de tels modèles se sont également révélés utiles pour tester de nouvelles molécules ayant le potentiel d’accélérer la guérison de la cornée, comme démontré précédemment10,11.
Le protocole décrit ici vise à utiliser le poisson-zèbre comme modèle pertinent pour étudier les lésions physiques cornéennes. Ce modèle est très pratique pour les études de dépistage pharmacologique car il permet d’ajouter des molécules directement à l’eau du réservoir et, par conséquent, d’entrer en contact avec une cornée cicatrisante. Les détails fournis ici aideront les scientifiques à effectuer leurs études sur le modèle du poisson-zèbre. La blessure in vivo est réalisée avec une bavure oculaire émoussée. L’impact sur les cellules épithéliales adjacentes ou éloignées de celui-ci peut être analysé en enlevant spécifiquement l’épithélium cornéen central. Au cours des dernières années, de nombreux rapports se sont concentrés sur une telle méthode sur la cornée de rongeurs 12,13,14,15,16,17; toutefois, à ce jour, un seul rapport a appliqué cette méthode au poisson-zèbre18.
En raison de sa simplicité, la plaie physique est utile pour délimiter le rôle des cellules épithéliales dans la fermeture de la plaie. Un autre modèle bien établi de lésion cornéenne est la brûlure chimique, en particulier la brûlure alcaline 19,20,21. Cependant, une telle approche endommage indirectement toute la surface de l’œil, y compris la cornée périphérique et le stroma cornéen19. En effet, les brûlures alcalines induisent potentiellement des ulcères cornéens, des perforations, une opacification épithéliale et une néovascularisation rapide22, et le résultat incontrôlable des brûlures alcalines disqualifie cette approche pour les études générales de cicatrisation des plaies. De nombreuses autres méthodes sont également utilisées pour étudier la cicatrisation des plaies cornéennes en fonction de l’objectif particulier de l’étude en question (par exemple, le débridement épithélial complet23, la combinaison de lésions chimiques et mécaniques pour la plaied’épaisseur partielle 24, l’ablation au laser excimère pour les plaies s’étendant jusqu’au stroma25). L’utilisation d’une bavure oculaire limite le point focal à la réponse épithéliale à la plaie et fournit une plaie hautement reproductible.
Comme pour chaque méthode d’infliction de plaie, l’utilisation d’une bavure oculaire présente des avantages et des inconvénients. Le principal inconvénient est que la réponse étant principalement épithéliale, elle ne reflète pas parfaitement les abrasions observées dans le cadre clinique. Cependant, cette méthode présente de nombreux avantages, notamment la facilité avec laquelle elle peut être mise en place et exécutée, sa précision, sa reproductibilité et le fait qu’elle est non invasive, ce qui en fait une méthode bien tolérée par les animaux.

<table><tbody><tr><td>0,1 M de Na-PO4 (tampon de phosphate de sodium), pH 7,4</td> La solution <td>interne</td><td></td><td>est préparée à partir de 1 M de tampon de phosphate de sodium (1 M de Na2 HPO<>4 ajusté à pH 7,4 avec 1M de NaH2 PO4 ).</td></tr><tr><td>0,2 M de Na-PO4 (tampon de phosphate de sodium), pH 7,4</td> La solution <td>interne</td><td></td><td>est préparée à partir de 1 M de tampon de phosphate de sodium (1 M de Na2 HPO4 ajusté à pH 7,4 avec 1 M de NaH2 PO<>4 ).</td></tr><tr><td>Pointes de meule 0,5 mm</td><td>Alger Equipment Company</td><td>BU-5S</td><td></td></tr><tr><td>1M Tris, pH 8,8</td><td></td> languettes adhésives maison <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Agar Scientific</td><td>G3347N</td><td></td></tr><tr><td>Meule Algerbrush, Instrument complet</td><td>Alger Equipment Company</td><td>BR2-5</td><td></td></tr><tr><td>Échanges de coton</td><td>Heinz Herenz Hamburg</td><td>1030128</td><td></td></tr><tr><td>Plaque</td> <td>de dissection</td> outils de dissection internes <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Outils</td><td></td><td></td>de science fine</tr><tr><td>eau doublement distillée</td><td>tubes Eppedorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>, 2 ml</td><td>tout fournisseur</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sel de méthanesulfonate d’éthyle 3-aminobenzoate</td><td>Sigma</td><td>A5040</td><td>Attention : provoque une irritation.</td></tr><tr><td>Glutaraldéhyde, solution aqueuse à 50 %, grade I</td><td>Sigma</td><td>G7651</td><td>Attention : toxique.</td></tr><tr><td>Chlorhydrate de lidocaïne</td><td>Sigma</td><td>L5647</td><td>Attention : toxique.</td></tr><tr><td>supports</td><td>Agar Scientific</td><td>G301P</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de Pétri</td><td>Thermo Scientific</td><td>101VR20</td><td></td></tr><tr><td>Bandelettes indicatrices de pH</td><td>Macherey-Nagel</td><td>92110</td><td></td></tr><tr><td>Cuillères en plastique</td><td>tout fournisseur</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubes en plastique, 15 ml</td><td>Greiner Bio-One</td><td>188271</td><td></td></tr><tr><td>Tubes en plastique, 50 ml</td><td>Greiner Bio-One</td><td>227261</td><td></td></tr><tr><td>Microscope électronique à balayage</td><td>FEI</td><td>Quanta 250 FEG</td><td></td></tr><tr><td>Éponge douce</td><td>tout fournisseur</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Revêtement par pulvérisation cathodique</td><td>Quorum Technologies</td><td>GQ150TS</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

guérison des plaies cornéennes du poisson-zèbre: de l’abrasion à l’analyse d’imagerie de fermeture de plaie

Zebrafish Corneal Wound Healing: From Abrasion to Wound Closure Imaging Analysis

En tant que surface transparente de l’œil, la cornée est essentielle à une vision claire. En raison de son emplacement, ce tissu est sujet aux insultes environnementales. En effet, les lésions oculaires les plus fréquemment rencontrées cliniquement sont celles de la cornée. Bien que la cicatrisation des plaies cornéennes ait été largement étudiée chez les petits mammifères (c.-à-d. les souris, les rats et les lapins), les études de physiologie cornéenne ont négligé d’autres espèces, y compris le poisson-zèbre, bien que le poisson-zèbre soit un modèle de recherche classique.
Ce rapport décrit une méthode d’abrasion cornéenne sur le poisson-zèbre. La plaie est réalisée in vivo sur des poissons anesthésiés à l’aide d’une bavure oculaire. Cette méthode permet d’obtenir une plaie épithéliale reproductible, laissant le reste de l’œil intact. Après abrasion, la fermeture de la plaie est surveillée pendant 3 heures, après quoi la plaie est réépithélialisée. En utilisant la microscopie électronique à balayage, suivie du traitement de l’image, la forme des cellules épithéliales et les protubérances apicales peuvent être étudiées pour étudier les différentes étapes de la fermeture de la plaie épithéliale cornéenne.
Les caractéristiques du modèle du poisson-zèbre permettent d’étudier la physiologie du tissu épithélial et le comportement collectif des cellules épithéliales lorsque le tissu est mis à l’épreuve. De plus, l’utilisation d’un modèle privé de l’influence du film lacrymal peut produire de nouvelles réponses concernant la réponse cornéenne au stress. Enfin, ce modèle permet également la délimitation des événements cellulaires et moléculaires impliqués dans tout tissu épithélial soumis à une plaie physique. Cette méthode peut être appliquée à l’évaluation de l’efficacité des médicaments dans les tests précliniques.

Cette étude décrit une méthode utilisant une bavure ophtalmique dans des expériences de cicatrisation des plaies cornéennes du poisson-zèbre. La méthode est modifiée par rapport à des études antérieures sur des souris, où il a été démontré que la bavure enlevait efficacement les couches de cellules épithéliales13. Les défis de la blessure cornéenne du poisson-zèbre comprennent la taille relativement petite de l’œil et, dans le cas d’expériences fastidieuses, la nécessité de maintenir un flux d’eau...

Ce protocole se concentre sur l’endommagement de la surface oculaire du poisson-zèbre par abrasion pour évaluer la fermeture ultérieure de la plaie au niveau cellulaire. Cette approche exploite une bavure oculaire pour enlever partiellement l’épithélium cornéen et utilise la microscopie électronique à balayage pour suivre les changements dans la morphologie cellulaire pendant la fermeture de la plaie.

Guérison des plaies cornéennes du poisson-zèbre: de l’abrasion à l’analyse d’imagerie de fermeture de plaie

As the transparent surface of the eye, the cornea is instrumental for clear sight. Due to its location, this tissue is prone to environmental insults. ...

La transparence cornéenne est essentielle pour avoir la vue dégagée. Dans un contexte pathologique, cette transparence peut être remise en question. L’étude du mécanisme de pathogenèse nécessite des modèles simples ayant une grande similitude avec les organes humains.Dans ces aspects, le poisson-zèbre est un excellent modèle. Et c’est la première description détaillée de l’abrasion cornéenne chez le poisson-zèbre. Cette technique est un moyen simple et rapide d’induire l’entrée de surface dans l’œil.La fermeture de la plaie peut être suivie facilement après abrasion. En outre, des produits chimiques, ou des facteurs spécifiques, peuvent être ajoutés à l’eau du réservoir pour étudier leur impact sur la fermeture de la plaie. Comme la plaie est créée manuellement, la méthode nécessite une certaine pratique pour obtenir des résultats cohérents.Avant l’expérience, préparez une solution de tricaïne à 0,02%. Décongeler 2 mL de solution mère à 0,4 %. Ajouter à 40 mL d’eau de système.Et placez la solution dans un petit récipient. Préparez la bavure ophtalmique en vérifiant si l’extrémité de la bavure est propre. Et si nécessaire, enlevez les débris cellulaires avec un coton-tige humide.Fai

zebrafish-corneal-wound-healing-from-abrasion-to-wound-closure

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JoVE Journal

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Cette vidéo montre une procédure pour induire la dégénérescence rétinienne chez le poisson-zèbre adulte à l’aide d’une lésion laser. Le laser cible les cellules photoréceptrices de la rétine, déclenchant la mort cellulaire et un processus dégénératif. Ces dommages activent les cellules gliales de Müller (MG), entraînant leur dédifférenciation en progéniteurs de cellules souches qui aident à la régénération rétinienne.

Modélisation de la dégénérescence et de la régénération rétiniennes chez le poisson-zèbre à l’aide d’une lésion focale au laser

Pour faire la lumière sur les mécanismes cellulaires et moléculaires de la neurogenèse et de la régénération du poisson zèbre adulte, nous avons développé un protocole de chirurgie invasive provoquant des lésions mécaniques chez le télencéphale adulte du poisson zèbre et le suivi ultérieur des changements dans l’hémisphère poignardé par immunohistochimie ou hybridation in situ.

Stab blessures plaies du poisson zèbre adulte Télencéphale: Une méthode pour étudier le cerveau des vertébrés neurogenèse et régénération

Kératocytes poisson zèbre migrent en feuilles de cellules à partir d'explants et fournissent un modèle in vitro pour l'étude des mécanismes de la migration cellulaire collective dans le contexte de la guérison de la plaie épithéliale. Ces protocoles détail un moyen efficace de mettre en place des cultures d'explants primaires pour une utilisation dans des essais collectifs de migration cellulaire.

Poisson zèbre kératocyte explants d&#39;étudier la migration cellulaire collective et réépithélialisation dans la cicatrisation cutanée plaies

Nous présentons un protocole pour capturer la dynamique de la régénération de la nageoire caudale des larves de poisson-zèbre à l’échelle de l’ensemble du tissu à l’aide de la stéréomicroscopie basée sur le fond clair. Cette technique permet de capturer la dynamique de régénération avec une résolution de cellule unique. Cette méthodologie peut être adaptée à tout stéréomicroscope équipé d’une caméra CCD et d’un logiciel de time-lapse.

Capture réparation des tissus chez le poisson zèbre larves avec Time-lapse Brightfield stéréomicroscopie

décrit ici l’établissement d’un modèle de chirurgie simulée de la cataracte ex vivo cliniquement pertinent qui peut être utilisé pour étudier les mécanismes de la réponse lésionnelle des tissus épithéliaux dans leur microenvironnement natif.

Création d&#39;une importance clinique<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Mock Chirurgie de la cataracte modèle pour étudier épithéliale Wound Repair dans un microenvironnement maternelle

Ce manuscrit décrit le zWEDGI (poisson-zèbre Wounding et dispositif de piégeage pour la croissance et de l’imagerie), qui est un dispositif compartimenté destiné à orienter et à empêcher les larves de poisson zèbre. La conception permet la transection de la queue et à long terme collection d’images de microscopie de fluorescence à haute résolution de la cicatrisation et de régénération.

À long terme direct Imaging Device pour meilleure Manipulation expérimentale des larves de poisson zèbre

Ce protocole décrit une méthode pour infliger une abrasion de la surface oculaire de la souris et de suivre la processus de cicatrisation par la suite. Le protocole profite d’une bavure oculaire pour éliminer partiellement l’épithélium de surface de le œil chez les souris anesthésiés.

Abrasion épithéliale cornéenne avec oculaire Burr comme modèle pour la cornée, la cicatrisation

Nous décrivons ici les protocoles permettant d’effectuer une imagerie en direct et une analyse quantitative de la dynamique des récepteurs chimioattractifs chez les neutrophiles du...

Imagerie en direct des récepteurs de chimiokine dans les neutrophiles du poisson-zèbre pendant les réponses des plaies

Ici, un protocole pour créer une plaie d’abrasion épithéliale cornéenne centrale chez la souris à l’aide d’une tréphine et d’un spud de club de golf émoussé est décrit. Ce modèle de cicatrisation des plaies cornéennes est hautement reproductible et est maintenant utilisé pour évaluer la cicatrisation des plaies cornéennes compromises dans le contexte de maladies.

Un modèle d’abrasion épithéliale pour étudier la cicatrisation des plaies cornéennes

Un modèle de lésion cérébrale mécanique chez le poisson-zèbre adulte est décrit pour étudier les mécanismes moléculaires régulant leur capacité de régénération élevée. La méthode explique de créer une blessure par arme blanche dans le tectum optique de plusieurs espèces de petits poissons afin d’évaluer les réponses régénératives à l’aide d’immunomarquage fluorescent.

Modèle de blessure par arme blanche du tectum optique adulte à l’aide de poisson-zèbre et de Medaka pour l’analyse comparative de la capacité de régénération

Le présent protocole démontre les différentes étapes impliquées dans la blessure de la cornée d’un poussin embryonnaire in ovo. Les cornées régénérantes ou entièrement restaurées peuvent être analysées pour leur potentiel de régénération à l’aide de diverses techniques cellulaires et moléculaires après la procédure de blessure.

Étude de la régénération tissulaire sans cicatrices dans les cornées de poussins embryonnaires blessés

Découvrez la technique d'abrasion cornéenne chez le poisson-zèbre Danio rerio pour étudier la cicatrisation oculaire. Cette méthode permet d'analyser les changements cellulaires par microscopie électronique et d'évaluer les effets de molécules thérapeutiques.

Guérison des plaies cornéennes du poisson-zèbre: de l’abrasion à l’analyse d’imagerie de fermeture de plaie

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