Name: Injections intravitréennes dans l’œil d’ovins (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-07-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 37 s
Description: Découvrez les injections intravitréennes chez l'ovin pour la thérapie génique rétinienne. Cette méthode moins invasive permet de traiter la dégénérescence rétinienne et de tester l'efficacité des agents thérapeutiques oculaires.

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Les auteurs tiennent à remercier le Dr Steve Heap (BVSc, CertVOphthal) pour son aide dans l’établissement de ce protocole et la réalisation des injections décrites par Murray et coll.15. Les auteurs reconnaissent également le financement de CureKids New Zealand, de la Canterbury Medical Research Foundation, de Neurogene Inc et de la Batten Disease Support and Research Association.

Tous les protocoles expérimentaux ont été approuvés par le comité d’éthique animale de l’Université Lincoln et sont conformes aux directives des National Institutes of Health des États-Unis pour le soin et l’utilisation des animaux dans la recherche et à la loi néo-zélandaise sur le bien-être des animaux (1999). Les moutons Borderdale ont été diagnostiqués à la naissance14 et maintenus dans les fermes de recherche de l’Université Lincoln. Trois brebis homozygotes (CLN5-/-) âgées de 3 mois ont reçu une seule injection de TIV à l’œil gauche, l’œil droit non traité agissant comme un contrôle interne. Les données d’électrorétinographie et de pathologie ont été comparées aux données historiques sur les témoins sains et affectés. Le vecteur viral utilisé dans cette étude était un virus adéno-associé auto-complémentaire de sérotype 9, contenant le promoteur de l’action bêta du poulet (CBh) et le CLN5 ovin optimisé pour les codons (scAAV9/CBh-oCLN5opt). Le vecteur viral a été fourni par le Vector Core de l’Université de Caroline du Nord, NC, États-Unis.
1. Préopératoire
<ol><li>Autoclaver la trousse chirurgicale (Figure 1).</li>
	<li>Jeûnez les moutons pendant 24 h avant la chirurgie.</li>
	<li>Enregistrer les poids vifs avant la chirurgie.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63823/63823fig01.jpg"> Figure 1 : Kit de chirurgie intravitréenne. Les instruments requis pour la chirurgie IVT comprennent (1) un spéculum pour maintenir les paupières ouvertes et (2) une paire de pinces nasales incurvées pour saisir la conjonctive bulbaire et faire pivoter l’œil. (3) Un hémostatique à nez droit est également inclus comme instrument alternatif pour saisir la conjonctive bulbaire et maintenir l’œil en place s’il a roulé dans l’orbite oculaire. Ce kit est autoclavé avant la chirurgie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63823/63823fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
2. Intervention chirurgicale
<ol><li>Attachez l’animal et, à l’aide de tondeuses électroniques, rasez la laine d’un côté du cou sur la veine jugulaire.</li>
	<li>Obstruez la veine jugulaire en appliquant une pression à la base de la rainure jugulaire et visualisez la veine surélevée.</li>
	<li>Prélever la quantité appropriée de diazépam (0,3 mg/kg) et de kétamine (7,5 mg/kg) dans une seringue stérile et fixer une aiguille stérile de 20 G. Insérez l’aiguille dans la veine jugulaire et retirez doucement sur le piston pour vous assurer que le sang pénètre dans le moyeu et que l’aiguille est à l’intérieur de la veine. Une fois confirmé, induire par administration intraveineuse (jugulaire).</li>
	<li>Immédiatement après l’induction, placez l’animal en position couchée dorsale, étendez le cou et tenez la langue vers le haut et vers l’avant, à l’aide d’un laryngoscope pour visualiser le larynx. Effectuer une intubation endotrachéale en insérant doucement un tube endotrachéal (taille 6,0-9,0 selon la taille du mouton) entre les cordes vocales lorsque l’animal expire. Gonflez immédiatement le brassard endotrachéal et fixez le tube avec une attache autour de la mâchoire inférieure. Confirmez le débit d’air à travers le tube.</li>
	<li>Transférer le mouton sur la table chirurgicale et le placer en position couchée latérale.</li>
	<li>Connectez immédiatement le tube endotrachéal aux tuyaux de l’appareil d’anesthésie pour l’administration d’isoflurane dans 100% d’oxygène. Commencez d’abord avec 3% à 4% d’isoflurane puis réduisez à 2%-3% pour l’entretien. Observez la ventilation spontanée des moutons.</li>
	<li>Surveillez la fréquence cardiaque (pouls), la fréquence respiratoire, la saturation en oxygène, les niveaux de CO2 en fin de marée et la température corporelle rectale tout au long de la procédure. Voir le tableau 1 pour les valeurs physiologiques de ces paramètres chez les moutons anesthésiés (variables, mais à utiliser à titre indicatif).</li>
	<li>Placez un grand champ carré stérile sur un chariot d’opération chirurgicale, suivi des instruments stériles.</li>
	<li>Placez un champ chirurgical fenestré stérile sur l’œil à injecter.</li>
	<li>Désinfecter l’œil de façon aseptique à l’aide d’une seringue stérile de 20 ml pour irriguer l’œil avec une solution de povidone iodée à 1-5%.</li>
	<li>Appliquer 1-2 gouttes Alcaine 0,5% W / V solution ophtalmique, comme anesthésique local, sur l’œil.</li>
	<li>Ajuster un spéculum oculaire Nopa Barraquer-Colibri (10 mm) aux paupières pour maintenir l’œil ouvert.</li>
	<li>Saisissez la conjonctive bulbaire sur la face dorsolatérale de l’œil avec une pince et faites pivoter le globe oculaire ventromédialement.</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Conscient</td>
			<td>Anesthésiés</td>
			<td>Point d’intervention critique recommandé</td>
		</tr><tr><td>Fréquence cardiaque (battements/min)</td>
			<td>50-80 (repos) à 280 (actif)</td>
			<td>50-80</td>
			<td>&lt;50, &gt;100</td>
		</tr><tr><td>Fréquence respiratoire (respirations/min)</td>
			<td>15-40 (repos) à 350 (surchauffé)</td>
			<td>10-30</td>
			<td>&lt;8, &gt;40</td>
		</tr><tr><td>Saturation en oxygène (mm Hg)</td>
			<td>95-100</td>
			<td>98-100</td>
			<td>&lt;90</td>
		</tr><tr><td>CO2 en fin de marée (mm Hg)</td>
			<td>35-45</td>
			<td>35-45</td>
			<td>&gt;55</td>
		</tr><tr><td>Température corporelle (°C)</td>
			<td>38.5-39.5</td>
			<td>38.5-39.5</td>
			<td>&lt;36, &gt;40</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 1: Valeurs physiologiques des paramètres à surveiller chez les ovins anesthésiés.
3. Préparation virale
<ol><li>Conserver les aliquotes du vecteur AAV à −80 °C jusqu’à utilisation.</li>
	<li>Le jour de la chirurgie, décongelez le nombre requis de flacons pour l’administration de la IVT sur glace.</li>
	<li>Immédiatement avant l’administration, faire tourbillonner l’aliquote du vecteur viral et centrifuger à 400 × g pendant 10 s pour recueillir le contenu.</li>
	<li>Diluer chaque aliquote de vecteur viral dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) 1x filtrée stérile à la dose désirée dans un volume final de 100 μL. Préparer les dilutions vectorielles dans un tube microcentrifuge stérile de 1,5 mL à faible liaison aux protéines à l’aide d’embouts de pipette filtrants stériles. Éliminer tous les consommables qui ont été en contact avec le vecteur viral dans une solution désinfectante (voir le tableau des matières). NOTE: Dans la publication originale15 , la dose de l’agent thérapeutique (AAV9. CLN5) était 1,9 x 1010 génomes viraux. La posologie recommandée varie en fonction de l’agent thérapeutique administré; Par conséquent, une posologie n’a pas été incluse dans le protocole standard présenté ici.</li>
	<li>Aspirer les 100 μL de la préparation du vecteur AAV dans une seringue stérile de 1 mL à faible espace mort avec une aiguille de 28 G x 1/2 po fixée en permanence pour injection immédiate. Assurez-vous que le temps entre la préparation et l’injection est inférieur à 2 min.</li>
</ol>4. Administration virale
<ol><li>Insérez l’aiguille à environ 7 mm en arrière de la sclérotique sur la face latérale de l’œil et inclinée vers l’arrière pour éviter la lentille (figure 2 et figure 3). Administrer l’injection unique de 100 μL sous forme de bolus aussi près que possible de la rétine sans perturber la surface rétinienne.</li>
	<li>Rincer l’œil avec environ 10 à 15 mL de solution de povidone iodée à 1-5 %, suivie de 10 mL de solution saline avant de retirer le spéculum et le drapé.</li>
	<li>Retournez le mouton et répétez avec l’autre œil si nécessaire.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63823/63823fig02.jpg"> Figure 2 : Rotation ventromédiale du globe oculaire. (A) Saisir la conjonctive bulbaire à l’aide d’une pince non dentée et (B) tourner ventromédialement (c.-à-d. vers le bas et vers le museau) pour exposer la surface dorsolatérale de l’œil pour injection. Abréviations : V = ventrale, D = dorsale, M = médiale, L = latérale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63823/63823fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63823/63823fig03.jpg"> Figure 3 : Emplacement et profondeur de l’injection. L’aiguille est injectée sur la face dorsolatérale du globe oculaire et toute la longueur de la tige de l’aiguille (0,5 po/12,7 mm) est insérée dans l’œil. Notez l’angle de l’aiguille vers la partie postérieure de l’œil pour éviter le cristallin et injectez le plus près possible de la rétine. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63823/63823fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
5. Prise en charge postopératoire
<ol><li>À la fin de la procédure, arrêtez l’anesthésie par inhalation de gaz isoflurane, rincez la ligne avec de l’oxygène à 100%, débranchez le tuyau du tube endotrachéal et transférez les moutons dans la salle de réveil.</li>
	<li>Placez les moutons en position couchée sternale, les pattes repliées en dessous, et surveillez jusqu’à rétablissement complet. Assurez-vous que la bouche de l’animal est libre de toute obstruction.</li>
	<li>Lorsque le réflexe de déglutition est observé, dégonfler partiellement le brassard du tube endotrachéal et retirer doucement le tube de la bouche.</li>
	<li>Administrer un anti-inflammatoire non stéroïdien intramusculaire dans le muscle biceps fémoral du membre postérieur, des antibiotiques sous-cutanés sur le côté du cou ou derrière l’épaule et des gouttes ophtalmiques à 0,5% de chloramphénicol à la surface du globe oculaire.</li>
	<li>Fournir de l’eau et de la nourriture (granulés de luzerne et paillettes) une fois que les moutons peuvent se tenir debout sans aide.</li>
	<li>Administrer des gouttes ophtalmiques de chloramphénicol à 0,5% 2-3 par jour pendant 7 jours après la chirurgie.</li>
	<li>Gardez les moutons à l’intérieur pendant la nuit avant de retourner dans l’enclos extérieur environ 24 heures après la chirurgie.</li>
	<li>Enregistrez les températures rectales quotidiennes pendant 3 semaines. Surveillez tout changement dans le pouls ou la fréquence respiratoire, la consommation alimentaire, le neurocomportement, la température corporelle, le poids, la posture, la santé oculaire et les signes cliniques de mauvaise santé. Rechercher un traitement vétérinaire approprié s’il y a des signes d’événements indésirables.</li>
</ol>6. Évaluation de l’efficacité in vivo
<ol><li>Si le but de l’injection de TVI est de préserver la vision, surveiller l’efficacité in vivo par des méthodes telles que les tests de labyrinthe ou l’électrorétinographie (ERG) pour évaluer la fonction des cellules rétiniennes ou la tomographie par cohérence optique (OCT) pour évaluer la structure rétinienne. REMARQUE: Ces mesures d’efficacité ont été bien décrites après la thérapie génique IVT11,15,16.</li>
</ol>7. Analyse tissulaire post-mortem
<ol><li>Pratiquer l’euthanasie des moutons par une méthode approuvée à un critère d’évaluation approprié après une chirurgie par injection intravitréenne. REMARQUE : Les méthodes d’euthanasie suggérées, comme les médicaments d’euthanasie vétérinaire intraveineuse ou un boulon perforant à la colonne cervicale suivie d’une exsanguination rapide, sont détaillées ailleurs15,16.</li>
	<li>Récoltez des globes d’yeux de mouton à l’aide de ciseaux chirurgicaux tranchants / émoussés incurvés. Couper le canthus latéral et médial pour augmenter l’ouverture de l’orbite, puis couper systématiquement à travers les plis conjonctivals, le tissu conjonctif, les muscles et le nerf optique pour libérer le globe oculaire de la cavité.</li>
	<li>Fixez par immersion des globes oculaires énucléés intacts dans du formol à 10% pendant 2 h, suivi d’une postfixation dans la solution de Bouin pendant 4 h, en faisant une petite coupe (0,5 cm) dans la sclérotique pour permettre une perfusion suffisante. Sinon, fixez les globes oculaires par immersion dans la solution de Davidson pendant 48 h.</li>
	<li>Traiter des sections de tissu oculaire par incorporation et sectionnement de routine à la cire de paraffine à 3-5 μm. REMARQUE : Les procédures de coloration pour la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H &amp; E) et l’analyse immunohistochimique ont été décrites précédemment15,16.</li>
	<li>Évaluer l’efficacité dans les tissus post-mortem par des mesures telles que l’épaisseur totale de la rétine, l’épaisseur de la couche rétinienne, le nombre de rangées cellulaires de la couche nucléaire externe et la coloration immunohistochimique pour les types de cellules rétiniennes, la glie rétinienne ou les protéines d’intérêt. NOTE: Pour les protocoles de ces analyses, voir les publications précédentes15,16.</li>
</ol>

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<li>Henein, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrodynamics+of+intravitreal+injections+into+liquid+vitreous+substitutes%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Hydrodynamics of intravitreal injections into liquid vitreous substitutes.</a> Pharmaceutics. 11 (8), 371(2019).</li>
<li>Park, I., Park, H. S., Kim, H. K., Chung, W. K., Kim, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+measurement+of+intraocular+pressure+variation+during+automatic+intravitreal+injections%3A+An+ex-vivo+experimental+study+using+porcine+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Real-time measurement of intraocular pressure variation during automatic intravitreal injections: An ex-vivo experimental study using porcine eyes.</a> PloS One. 16 (8), 0256344(2021).</li>
<li>Willekens, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravitreally+injected+fluid+dispersion%3A+Importance+of+injection+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Intravitreally injected fluid dispersion: Importance of injection technique.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (3), 1434-1441 (2017).</li>
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<li>Kiss, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vector+Considerations+for+Ocular+Gene+Therapy.+Adeno-associated+virus+vectors+offer+a+safe+and+effective+tool+for+gene+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Retinal+Physician%22%5BJournal%5D)">Vector Considerations for Ocular Gene Therapy. Adeno-associated virus vectors offer a safe and effective tool for gene delivery.</a> Retinal Physician. 17, 40-45 (2020).</li>
<li>Kleine Holthaus, S. -M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+targeting+the+inner+retina+rescues+the+retinal+phenotype+in+a+mouse+model+of+CLN3+Batten+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Human+Gene+Therapy%22%5BJournal%5D)">Gene therapy targeting the inner retina rescues the retinal phenotype in a mouse model of CLN3 Batten disease.</a> Human Gene Therapy. 31 (13-14), 709-718 (2020).</li>
<li>Kleine Holthaus, S. -M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+brain-directed+gene+therapy+rescues+a+mouse+model+of+neurodegenerative+CLN6+Batten+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Human+Molecular+Genetics%22%5BJournal%5D)">Neonatal brain-directed gene therapy rescues a mouse model of neurodegenerative CLN6 Batten disease.</a> Human Molecular Genetics. 28 (23), 3867-3879 (2019).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Les injections intravitréennes sont l’une des interventions chirurgicales les plus courantes en ophtalmologie humaine et se sont révélées efficaces pour administrer des thérapies géniques médiées par AAV à la rétine des moutons. Nous avions précédemment démontré l’efficacité de l’AAV9. La thérapie génique CLN5 administrée par voie intravitréenne dans l’atténuation du dysfonctionnement rétinien et de la dégénérescence chez les moutons avec CLN5 NCL15. On espère que l’application de cette voie d’adm...

Plusieurs méthodes peuvent être utilisées pour administrer des agents thérapeutiques à la rétine, y compris l’administration intravitréenne (IVT), sous-rétinienne, suprachoroïdienne, périoculaire ou topique. Chaque voie d’administration implique de surmonter des barrières telles que la barrière hémato-rétinienne ou les membranes limitantes internes et externes et a des taux d’efficacité variables selon le médicament administré et la cible rétinienne spécifique 1,2.
L’administration de médicaments IVT implique une injection dans l’humeur vitrée de l’œil, une substance gélatineuse qui occupe la chambre postérieure de l’œil. La fonction principale de l’humeur vitrée est de maintenir la forme du globe oculaire et de maintenir les tissus oculaires, tels que le cristallin et la rétine, en place. L’humeur vitrée est composée en grande partie d’eau, avec de petites quantités de collagène, d’acide hyaluronique et d’autres protéines non collagènes3. L’injection de TVI est une procédure simple et courante utilisée couramment pour traiter un large éventail de conditions oculaires, y compris la dégénérescence maculaire liée à l’âge, l’œdème maculaire diabétique, la rétinopathie diabétique, l’occlusion veineuse rétinienne et plusieurs dystrophies rétiniennes héréditaires 4,5.
Céroïdes lipofuscinoses neuronales (NCL; Maladie de Batten) sont un groupe de maladies mortelles de surcharge lysosomale qui provoquent une dégénérescence sévère du cerveau et de la rétine. Il existe actuellement 13 variantes connues de NCL résultant de mutations dans différents gènes (CLN1-8, CLN10-14) qui affectent principalement les enfants, mais dont l’âge d’apparition et la gravité de la maladie varient6. Les LCN partagent des symptômes progressifs communs, notamment un déclin cognitif et moteur, des convulsions et une perte de vision. Il n’y a pas de remède pour NCL; cependant, la thérapie enzymatique substitutive dirigée vers le cerveau fait actuellement l’objet d’essais cliniques pour la maladie CLN27,8, et la thérapie génique médiée par AAV s’est révélée très prometteuse dans les études précliniques, avec un essai clinique pour la thérapie génique CLN5 qui devrait commencer en 2022 9,10.
De nombreuses autres espèces développent des formes naturelles de LCN, notamment les chats, les chiens, les moutons et les vaches. Deux modèles ovins de LCN font actuellement l’objet d’études actives en Nouvelle-Zélande : un modèle de maladie CLN5 chez les moutons de Borderdale et un modèle de maladie CLN6 chez les moutons du South Hampshire. Les moutons atteints présentent de nombreuses caractéristiques cliniques et pathologiques de la maladie humaine, notamment une atrophie rétinienne et une perte de vision10,11. Bien que la thérapie génique CLN5 dirigée vers le cerveau chez les moutons atteints de la maladie CLN5 puisse prévenir ou arrêter l’atrophie cérébrale et le déclin clinique, les moutons traités perdent toujours la vue9. Cela a mis en évidence la nécessité de traiter la rétine pour préserver la vision et maintenir une meilleure qualité de vie, ce qui a conduit à la mise en place d’un protocole de thérapie génique oculaire chez le mouton.
L’œil de mouton représente un bon modèle de l’œil humain en raison de sa similitude dans les dimensions du globe oculaire, le volume vitré et la structure rétinienne10,12,13. Cet article détaille le protocole chirurgical pour l’administration par IVT d’un petit volume (≤100 μL) de vecteur viral thérapeutique à l’œil d’ovin.

<table><tbody><tr><td>Seringue de sécurité à faible espace mort de 1 mL avec aiguille de 0,5 pouce fixée en permanence</td><td>Fisher Scientific, Auckland, Nouvelle-Zélande</td><td>05-561-28</td><td>Seringue de sécurité Covidien Monoject Tuberculin ou tube de</td></tr><tr><td>microcentrifugation similaire de 1,5 mL</td><td>Sigma Aldrich</td><td>HS4323</td><td>Tubes d’autoclave à stériliser avant utilisation Machine d’anesthésie</td></tr><tr><td>avec banc à gaz et moniteur&nbsp ;</td><td>Hyvet Anesthesia, Christchurch, Nouvelle-Zélande Gouttes</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ophtalmiques antibiotiques&nbsp ;</td><td>Teva Pharma Ltd, Auckland, Nouvelle-Zélande</td><td></td><td>Nom commercial : Chlorafast (0,5 % de chloramphénicol)</td></tr><tr><td>BrightMount plus milieu de montage anti-décoloration</td><td>Abcam, Cambridge, Royaume-Uni</td><td>ab103748</td><td></td></tr><tr><td>DAPI (4&prime ; ,6-diamidino-2-phénylindole dihydrochloride)</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, Missouri, États-Unis</td><td>10236276001</td><td></td></tr><tr><td>Sédatif</td> <td>au diazépamIlium, Troy Laboratories Pty Ltd, Tauranga, Nouvelle-Zélande</td><td></td><td>5 mg/mL</td></tr><tr><td>Tubes endotrachéaux</td><td>Flexicare Medical Ltd, Mountain Ash, Royaume-Uni</td><td></td><td>Standard, à ballonnet. Tailles 7, 7,5 ou 8 selon la taille du mouton</td></tr><tr><td>Spéculum oculaire</td><td>Capes Medical Ltd, Tauranga, Nouvelle-Zélande</td><td>KP151/14</td><td>Nopa Barraquer-Colibri (10 mm)</td></tr><tr><td>Champ chirurgical fenestré</td><td>Amtech Medical Ltd, Whanganui, Nouvelle-Zélande</td><td>DI583</td><td>Ou similaire&nbsp ;</td></tr><tr><td>Filtres Interlab</td><td>, Auckland, Nouvelle-Zélande</td><td></td><td>10, 200 et 1 000 & micro ; L&nbsp ;</td></tr><tr><td>Solution de formaldéhyde (37 %)</td><td>Fisher Scientific, Auckland, Nouvelle-Zélande</td><td>AJA809-2.5PL</td><td>Préparer jusqu’à 10 % dans de l’eau distillée avec 0,9 % NaCl</td></tr><tr><td>Chèvre anti-lapin Alexa Fluor 594</td><td>Invitrogen Carlsbad, CA, USA</td><td>&nbsp ; A-11012</td> Utilisation <td>à une dilution de 1:500</td></tr><tr><td>Isoflurane anesthésique</td><td>Attane, Bayer Animal Health, Auckland, Nouvelle-Zélande</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kétamine HCl anesthésique/analgésique</td><td>PhoenixPharm Distributors Ltd, Auckland, Nouvelle-Zélande</td><td></td><td>100 mg/mL</td></tr><tr><td>Laryngoscope (vétérinaire)</td><td>KaWe Medical, Danemark</td><td></td><td>Miller C lame, taille 2</td></tr><tr><td>Aiguilles&nbsp ;</td><td>Capes Medical Ltd, Tauranga, Nouvelle-Zélande</td><td>302025</td><td>aiguilles hypodermiques BD, ou similaires</td></tr><tr><td>Anti-inflammatoires non stéroïdiens</td><td>Boehringer Ingelheim (NZ) Ltd, Auckland, Nouvelle-Zélande</td><td>49402/008</td><td>Nom commercial : Metacam 20 (20 mg/mL de méloxicam)</td></tr><tr><td>Pince non dentée</td><td>Capes Medical Ltd, Tauranga, Nouvelle-Zélande</td><td>AB864/16</td><td>Ou similaire&nbsp ;</td></tr><tr><td>Hémostat non dentée</td><td>Capes Medical Ltd, Tauranga, Nouvelle-Zélande</td><td>AA150/12</td><td>ou similaire&nbsp ;</td></tr><tr><td>Sérum de chèvre normal</td><td>Thermo Fisher Scientific, Christchurch, Nouvelle-Zélande</td><td>16210072</td><td></td></tr><tr><td>Oxygène (médical)</td><td>Gaz BOC, Christchurch, Nouvelle-Zélande Bouteille</td><td></td><td>D2, code gaz 180</td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate&nbsp ;</td><td>Thermo Fisher Scientific, Christchurch, Nouvelle-Zélande</td><td>10010023</td><td>Solution stérile et filtrée</td></tr> de <tr><td>povidone à l’iode</td><td>Capes Medical Ltd, Tauranga, Nouvelle-Zélande</td><td>005835</td><td>Nom commercial : Bétadine (10 % de povidone iodée)</td></tr><tr><td>Protéine acide fibrillaire gliale (GFAP) de lapinDako</td><td>, Glostrup, Danemark</td><td>Z0334</td><td>Utilisation à une dilution de 1:2 500</td></tr><tr><td>Virus adéno-associé auto-complémentaire de sérotype 9, contenant le promoteur de l’action bêta du poulet (CBh) et le CLN5 ovin optimisé pour les codons</td> Université <td>de Caroline du Nord Vector Core, Caroline du Nord, États-Unis.</td><td>scAAV9/CBh-oCLN5opt</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium 0,9 % IV Solution</td><td>Capes Medical Ltd, Tauranga, Nouvelle-Zélande</td><td>AHB1322</td><td>Nom commercial : solution saline&nbsp ;</td></tr><tr><td>Antibiotiques sous-cutanés</td><td>Intervet Schering Plough Animal Health Ltd, Wellington, Nouvelle-Zélande</td><td></td><td>Nom commercial : Duplocillin LA (150 000 UI/mL de pénicilline procaïne et 115 000 UI/mL de pénicilline benzathine)</td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux incurvés tranchants et émoussés.</td><td>Capes Medical Ltd, Tauranga, Nouvelle-Zélande</td><td>SSSHBLC130</td><td></td></tr><tr><td>Terumo Seringue Luer Lock</td><td>Amtech Medical Ltd, Whanganui, Nouvelle-Zélande</td><td>SH159/SH160</td><td>Seringues stériles ; 10 mL pour l’aspiration des médicaments à induction, 20 mL pour l’aspiration de la solution saline</td></tr><tr><td>Virkon Disinfectant Powder</td><td>EBOS Group Ltd, Christchurch, NZ</td><td>28461115</td><td></td></tr></tbody></table>

injections intravitréennes dans l’œil d’ovins

Intravitreal Injections in the Ovine Eye

Il existe plusieurs méthodes pour l’administration d’agents thérapeutiques à la rétine, y compris l’administration intravitréenne (IVT), sous-rétinienne, suprachoroïdienne, périoculaire ou topique. L’administration de médicaments IVT implique une injection dans l’humeur vitrée de l’œil, une substance gélatineuse qui remplit la chambre postérieure de l’œil et maintient la forme du globe oculaire. Bien que la voie IVT soit moins ciblée que l’administration sous-rétinienne, elle est beaucoup moins invasive et est largement utilisée en milieu clinique pour une gamme de maladies oculaires. 
Nous avons précédemment démontré l’efficacité de l’administration intravitréenne d’un produit de thérapie génique médiée par un virus adéno-associé (AAV) (AAV9. CLN5) chez les ovins atteints d’une forme naturelle CLN5 de céroïde lipofuscinose neuronale (LCN). Les moutons affectés ont reçu une thérapie génique IVT dans un œil, l’autre œil non traité servant de contrôle interne. La structure et la fonction rétiniennes ont été maintenues dans l’œil traité jusqu’à 15 mois après le traitement, tandis que l’œil non traité a présenté une fonction progressivement déclinante et une atrophie sévère lors de l’examen post-mortem. Sur la base des études sur les moutons, le produit de thérapie génique CLN5 a été approuvé en tant que nouveau médicament expérimental (IND) candidat par la Food and Drug Administration des États-Unis en septembre 2021. Cet article détaille le protocole chirurgical pour l’administration IVT d’un vecteur viral thérapeutique à l’œil ovin.

L’efficacité de l’administration IVT d’un vecteur de thérapie génique CLN5 dans l’atténuation du dysfonctionnement et de la dégénérescence rétiniens chez les moutons atteints de LCN CLN5 a déjà été démontrée par ce groupe de recherche15. Les moutons atteints ont reçu une injection unique de 100 μL de CLN5 de CLN5 emballée dans un vecteur AAV sérotype 9 (AAV9) (AAV9. CLN5) dans un œil, l’œil controlatéral servant de contrôle interne non traité. La vision a été évaluée mensuellement à partir de l’âg...

Des injections intravitréniennes ont été effectuées dans l’œil de mouton dans le but d’administrer une thérapie génique à médiation virale à la rétine.

Injections intravitréennes dans l’œil d’ovins

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or ...

Les injections intravitréennes peuvent être utilisées pour administrer des agents thérapeutiques à la rétine. Un protocole pour les injections intravitréennes dans l’œil de mouton, en tant que modèle de l’œil humain, est présenté ici. Les injections intravitréennes sont beaucoup moins invasives que les autres injections oculaires.Les injections intravitréennes peuvent être utilisées avec succès pour administrer un produit de thérapie génique et traiter la dégénérescence rétinienne chez les moutons atteints de céroïdes lipofuscinoses neuronales naturelles. Une fois le mouton anesthésié, commencez à désinfecter de manière aseptique l’œil à injecter en l’irriguant avec une solution d’iode de povidone à 1 à 5% à l’aide d’une seringue de 20 millilitres. Ensuite, placez un champ chirurgical fenêtré stérile sur l’œil.Placez un spéculum oculaire sur les paupières pour maintenir l’œil ouvert. Saisissez la conjonctive bulbaire sur la face latérale dorsale de l’œil avec une pince et faites pivoter le globe oculaire ventromédialement. Insérez l’aiguille d’environ sept millimètres en arrière de la sclérotique sur la face latérale de l’œil, et inclinée vers l’arrière pour éviter la lentille.Administrer l’injection unique de 100 microlitres sous forme de bolus, aussi près que possible de la rétine, sans perturber la surface rétinienne. Rincer l’œil avec environ 10 à 15 millilitres de solution d’iode de povidone à 1 à 5 % suivie de 10 millilitres de solution saline, avant de retirer le spéculum et le drapé. L’analyse par électrorétinographie a démontré une fonction rétinienne préservée dans l’œil traité, tandis que l’œil non traité a diminué de la même manière que les animaux atteints de CLN5.L’histologie rétinienne était presque normalisée dans l’œil traité avec une épaisseur rétinienne totale comparable à celle des animaux témoins sains dans la rétine centrale. En revanche, l’épaisseur de la rétine non traitée était comparable à celle des animaux atteints de CLN5. L’expression de la protéine acide fibrillaire gliale, ou GFAP, un marqueur du stress rétinien et de l’astroglie, était plus faible dans les yeux traités que dans les yeux non traités, ce qui indique que l’inflammation associée à la maladie a été atténuée après le traitement.Avec l’établissement d’un protocole pour les injections intravitréennes dans l’œil de mouton, les moutons pourraient maintenant être utilisés pour tester l’innocuité et l’efficacité de nombreux agents thérapeutiques administrés par voie intravitrée.

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Injection intravitréenne est une technique largement utilisée dans la recherche en sciences visuelle pour les maladies oculaires ou comme application directe de traitement local. Cette vidéo a démontré un protocole d'injection intravitréenne aide d'une seringue de 1ml avec verre pipette. Conseils utiles au sujet d'éviter une hémorragie massive et endommager la lentille sont donnés.

Injection intravitréenne pour l&#39;établissement oculaire Modèle maladies

Source : Park, S. W., et al. Approche limbique-injection sous-rétinienne de vecteurs viraux pour la thérapie génique chez l’épithélium pigmentaire rétinien de souris. J. Vis. Exp. (2015)La vidéo décrit la méthode d’injection sous-rétinienne de vecteurs viraux dans l’épithélium pigmentaire rétinien (EPR) dans un modèle murin. Il détaille la procédure, de l’anesthésie et de la préparation oculaire à l’administration précise du vecteur lentiviral, assurant l’intégration et l’expression des gènes...

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Nous décrivons ici une méthode d’injection intravitreal et de quantitation bactérienne suivante dans le modèle de souris de l’endophtalmitis bactérien. Ce protocole peut être étendu pour mesurer les réponses immunitaires de l’hôte et l’expression bactérienne et du gène hôte.

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Dans ce manuscrit, l’injection sous-conjonctivale est démontrée comme une méthode d’administration vectorielle valide pour les tissus oculaires chez la souris utilisant un système d’injection composé d’une pompe à seringue de perfusion / retrait et d’une seringue amovible étanche couplée à des aiguilles de micro-injection. Ce système d’injection est également adaptable à d’autres voies d’administration intraoculaires.

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Ce protocole décrit une technique d’injection intracamérale chez le rat à l’aide d’une incision cornéenne centrale et d’un long tunnel dans la chambre antérieure. Cette méthode d’injection minimise le risque d’induire des lésions tissulaires par inadvertance et améliore ainsi la précision et la reproductibilité.

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Ce protocole décrit une technique unique utilisant une approche transconjonctivale pour accéder au nerf optique du rat pour des injections.

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Cette étude présente une méthodologie pour l’administration de produits thérapeutiques dans la rétine et les nerfs optiques du rat adulte. De plus, une méthode unique de prélèvement tissulaire est introduite pour une collecte descendante en bloc du nerf optique et de la rétine chez un rat adulte.

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Découvrez les injections intravitréennes chez l'ovin pour la thérapie génique rétinienne. Cette méthode moins invasive permet de traiter la dégénérescence rétinienne et de tester l'efficacité des agents thérapeutiques oculaires.

Injections intravitréennes dans l’œil d’ovins

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