Name: Mesure de la vasorelaxation dépendante de l’endothélium dans l’aorte thoracique de souris à l’aide de la myographie tensométrique à petit volume (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
Description: Découvrez la myographie tensométrique pour mesurer la vasorelaxation dépendante de l'endothélium dans l'aorte thoracique de souris. Cette méthode permet d'étudier la réactivité vasculaire dans des conditions physiologiques contrôlées.

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Ce travail a été financé par les National Institutes of Health (R15HL145646) et le Midwestern University College of Graduate Studies.

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Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Le domaine de la biologie vasculaire s’appuie fortement sur des outils qui aident les chercheurs à évaluer l’intégrité fonctionnelle et structurelle de la paroi des vaisseaux sanguins. Il exige également une attention particulière sur les interactions directes et indirectes entre les trois couches des vaisseaux sanguins: l’intima, les médias et l’adventice. Parmi ces trois couches, l’intima est formé d’une monocouche de cellules endothéliales et a une fonction très importante dans la régulation de la santé vasculaire et ...

Au cours des dernières décennies, le système de myographie à petite chambre a été utilisé pour mesurer la réactivité de différentes couches de parois de vaisseaux sanguins en réponse à divers agents pharmacologiques et neurotransmetteurs dans un cadre ex vivo en temps réel. La réactivité vasculaire est une composante majeure d’un vaisseau sanguin fonctionnel sain et est essentielle à la régulation du flux sanguin et de la perfusion dans le système vasculaire périphérique et cérébral1. Dans la paroi des vaisseaux sanguins, l’interaction entre les couches endothéliales et musculaires lisses est un déterminant majeur du tonus vasculaire, qui est également constamment affecté par les changements structurels dans la couche de tissu conjonctif entourant la paroi des vaisseaux sanguins (adventice).
La couche endothéliale contrôle la vasomotion en libérant quelques facteurs vasodilatateurs, y compris l’oxyde nitrique (NO), la prostacycline (PGI2) et le facteur hyperpolarisant dérivé de l’endothélium (EDHF), ou en produisant des agents vasoconstricteurs tels que l’endothéline-1 (ET-1) et le thromboxane (TXA2)2,3,4. Parmi ces facteurs, le NO a fait l’objet d’études approfondies et ses rôles régulateurs importants dans d’autres fonctions cellulaires critiques telles que l’inflammation, la migration, la survie et la prolifération ont été largement cités dans la littérature scientifique 2,5.
Dans le domaine de la biologie vasculaire, la myographie en chambre a fourni aux physiologistes et pharmacologues vasculaires un outil précieux et fiable pour mesurer la fonction endothéliale dans un système semi-physiologique étroitement contrôlé1. Actuellement, il existe deux systèmes myographiques différents à la disposition des scientifiques: la myographie tensométrique (isométrique) par fil (ou broches) et la myographie par pression. Dans un système de myographie filaire, le vaisseau sanguin est étiré entre deux fils ou broches, ce qui permet la mesure isométrique du développement de la force ou de la tension dans la paroi du vaisseau sanguin, tandis que la myographie par pression est une plate-forme préférable pour les mesures de la réactivité vasculaire dans les petites artères de résistance, où les changements de pression artérielle sont considérés comme le principal stimulus pour les changements de tonus vasculaire et de vasomotion. Il est généralement admis que, pour les petites artères de résistance telles que les artères mésentériques et cérébrales, la myographie par pression crée une condition plus proche des conditions physiologiques du corps humain. Le myographe à petite chambre peut être utilisé pour les vaisseaux de très petits diamètres (200-500 μm) à des vaisseaux beaucoup plus grands tels que l’aorte.
Alors que le myographe filaire est un système puissant pour enregistrer la tension des vaisseaux sanguins dans des conditions isométriques, le myographe à pression est un système plus approprié pour mesurer les changements de diamètre des vaisseaux en réponse aux changements des conditions isobares. Les changements de diamètre dans le vaisseau en réponse aux changements de pression ou de débit sont beaucoup plus importants dans une petite artère musculaire (artériole) par rapport aux grandes artères élastiques telles que l’aorte. Pour ces raisons, le myographe de pression est considéré comme un meilleur outil pour les petits vaisseaux sanguins avec une vasoréactivité substantielle1. L’une des autres forces pratiques de la myographie tensométrique à chambres multi-chambres à petits volumes est que l’on peut discerner la contribution de différents mécanismes à la réactivité vasculaire en étudiant plusieurs (jusqu’à quatre) segments de la même artère et du même animal pour réduire la variabilité et produire des données robustes et concluantes. Il est également relativement facile à configurer et à entretenir techniquement. Les vaisseaux de presque toutes les tailles peuvent être étudiés avec un myographe filaire. C’est une solution plus rentable pour évaluer la fonction vasculaire et une bonne alternative à la myographie par pression dans les expériences où la longueur du vaisseau disséqué est trop courte pour le protocole myographique de pression.
Ce rapport fournit un protocole détaillé pour l’évaluation de la fonction endothéliale dans l’anneau aortique thoracique isolé de souris à l’aide de broches de montage dans la technique de myographie tensométrique à chambre de petit volume utilisant le système myographique à plusieurs chambres DMT-620 (DMT-USA). Ce protocole utilise une souris C57BL6 mâle âgée de 6 mois avec un poids moyen compris entre 25 et 35 g. Heureusement, ce protocole peut être appliqué à divers types et poids d’animaux, compte tenu de la vaste gamme de types de navires et de diamètres pour lesquels ce protocole peut être utilisé.

<table><tbody><tr><td>Acétylcholine</td><td>SigmaAldrich</td><td>A6625-100G</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>SigmaAldrich</td><td>C4901-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Carbogen gaz</td><td>Matheson</td><td>H103847</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de dissection</td><td>FST</td><td>91460-11</td><td></td></tr><tr><td>DMT 620 Système myographe multichambre</td><td>DMT</td><td>DMT 620</td> Système <td>myographe</td></tr> <tr>multichambre<td>Pince Dumont</td><td>FST</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>SigmaAldrich</td><td>E5134-10G</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>SigmaAldrich</td><td>G8270-1KG</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>SigmaAldrich</td><td>H7006-1KG</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>SigmaAldrich</td><td>P9541-1KG</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>SigmaAldrich</td><td>P5655-1KG</td><td></td></tr><tr><td>LabChart</td><td>Instruments</td><td></td> ADI <td>Logiciel d’acquisition de données</td></tr><tr><td>Source lumineuse</td><td>Volpi</td><td>14363</td><td></td></tr><tr><td>L-Name</td><td>Fischer Scientific</td><td>50-200-7725</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>SigmaAldrich</td><td>M2643-500G</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td>S6D</td> stereo <td>zoom</td></tr><tr><td>microscope NaCl</td><td>SigmaAldrich</td><td>S5886-5KG</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>SigmaAldrich</td><td>S5761-500G</td><td></td></tr><tr><td>Système de bain d’organe</td><td>DMT</td><td>720MO</td><td></td></tr><tr><td>Phényléphrine</td><td>SigmaAldrich</td><td>P6126-10G</td><td></td></tr><tr><td>Pompe</td><td>Welch</td><td>2546B-01</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel</td><td>ADI instruments</td><td>LabChart 8.1.20</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort</td><td>FST</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 Kit</td><td>Microscopie électronique Services</td><td>24236-10</td><td>Kit élastomère de silicone</td></tr><tr><td>Régulateur de réservoir</td><td>Fischer Scientific</td><td>10575147 Système de</td><td></td></tr><tr><td>bain-marie</td><td>Fischer Scientific</td><td>15-462-10</td><td></td></tr></tbody></table>

mesure de la vasorelaxation dépendante de l’endothélium dans l’aorte thoracique de souris à l’aide de la myographie tensométrique à petit volume

Measurement of Endothelium-Dependent Vasorelaxation in the Mouse Thoracic Aorta Using Tensometric Small Volume Chamber Myography

La myographie tensométrique à chambre de petit volume est une technique couramment utilisée pour évaluer la contractilité vasculaire des petits et grands vaisseaux sanguins chez les animaux de laboratoire et les petites artères isolées des tissus humains. La technique permet aux chercheurs de maintenir les vaisseaux sanguins isolés dans un environnement étroitement contrôlé et standardisé (quasi physiologique), avec la possibilité de s’adapter à divers facteurs environnementaux, tout en défiant les vaisseaux isolés avec différents agents pharmacologiques qui peuvent induire une vasoconstriction ou une vasodilatation. La chambre myographique fournit également une plate-forme pour mesurer la réactivité vasculaire en réponse à diverses hormones, inhibiteurs et agonistes qui peuvent avoir un impact sur la fonction des muscles lisses et des couches endothéliales séparément ou simultanément. La paroi des vaisseaux sanguins est une structure complexe composée de trois couches différentes: l’intima (couche endothéliale), les médias (muscles lisses et fibres d’élastine) et l’adventice (collagène et autres tissus conjonctifs). Pour bien comprendre les propriétés fonctionnelles de chaque couche, il est essentiel d’avoir accès à une plateforme et à un système expérimentaux qui permettraient une approche combinatoire pour étudier les trois couches simultanément. Une telle approche exige l’accès à une condition semi-physiologique qui imiterait l’environnement in vivo dans un contexte ex vivo . La myographie tensométrique à chambre de petits volumes a fourni un environnement idéal pour évaluer l’impact des indices environnementaux, des variables expérimentales ou des agonistes et antagonistes pharmacologiques sur les propriétés vasculaires. Pendant de nombreuses années, les scientifiques ont utilisé la technique du myographe tensométrique pour mesurer la fonction endothéliale et la contractilité des muscles lisses en réponse à différents agents. Dans ce rapport, un système myographique tensométrique à chambre de petit volume est utilisé pour mesurer la fonction endothéliale dans l’aorte isolée de la souris. Ce rapport se concentre sur la façon dont la myographie tensométrique à chambre de petit volume peut être utilisée pour évaluer l’intégrité fonctionnelle de l’endothélium dans de petits segments d’une grande artère telle que l’aorte thoracique.

Le protocole de myographie tensométrique à petite chambre expliqué ici est la méthode standard pour mesurer la réactivité vasculaire dans les petites et grandes artères et permet des mesures simultanées de la réactivité vasculaire dans jusqu’à quatre segments de vaisseaux sanguins du même petit animal de laboratoire expérimental. Dans ce rapport, nous utilisons spécifiquement le système pour mesurer la fonction endothéliale dans l’aorte isolée de la souris (Figure 1). Dans ce protocole, des ...

Le présent protocole décrit les concepts et l’application technique de la technique du myographe tensométrique utilisant un système myographique à chambres multiples dans l’évaluation expérimentale ex vivo de la fonction endothéliale aortique de la souris.

Mesure de la vasorelaxation dépendante de l’endothélium dans l’aorte thoracique de souris à l’aide de la myographie tensométrique à petit volume

Small volume chamber tensometric myography is a commonly used technique to evaluate the vascular contractility of small and large blood vessels in ...

Nous démontrons la myographie isométrique ou tensométrique comme protocole de référence pour mesurer la réactivité des petits vaisseaux sanguins de résistance ou de grands conduits dans un état physiologique bien contrôlé. Les mesures sont hautement reproductibles et fiables. La technique est très utile pour permettre aux chercheurs d’étudier différentes couches de vaisseaux sanguins séparément ou d’étudier simultanément l’interaction entre différentes couches de la paroi des vaisseaux sanguins.Robert Folk, le spécialiste du laboratoire de recherche de mon laboratoire, fera la démonstration de la procédure. Commencez par allumer le bain-marie et réglez-le à 37 degrés Celsius. Placez deux béchers étiquetés de manière appropriée dans le bain-marie, l’un avec 600 millilitres de solution HEPES-PSS et l’autre avec 150 millilitres de solution riche en potassium.Aérer un bécher contenant 300 millilitres de solution HEPES-PSS avec du gaz carbogène pendant au moins 10 minutes. Ajouter 30 millilitres de la solution HEPES-PSS aérée à un tube centrifuge de 50 millilitres, étiqueter de manière appropriée et le placer sur de la glace. Conserver le reste de la solution HEPES-PSS aérée sur de la glace pour l’utiliser pendant le processus de dissection aortique.Allumez l’unité myographique à quatre chambres à 5 millilitres de solution HEPES-PSS dans chaque chambre myographique et réglez la chaleur à 37 degrés Celsius. Laisser la solution dans chaque chambre être aérée pendant 30 minutes et vérifier que les chambres ont atteint les 37 degrés Celsius souhaités. Allumez le matériel d’acquisition de données myographiques et l’ordinateur.Transférer la cage thoracique excisée des souris euthanasiées dans une boîte de Petri transparente recouverte d’élastomère de silicone remplie d’un tampon HEPES-PSS aéré glacé et l’épingler des deux côtés. Au microscope, coupez et retirez doucement le cœur et l’aorte attachée de la cage thoracique et transférez-les dans une boîte propre recouverte d’élastomère de silicone, puis retirez doucement le tissu conjonctif adipeux et le sang coagulé de l’aorte. À l’aide de petits ciseaux tranchants, disséquez et isolez toute l’aorte en partant de la zone de la voûte jusqu’au bas de l’aorte descendante.Couper l’aorte disséquée en quatre segments de 2 millimètres chacun. Utilisez la mini-règle dans le plat comme référence. Dans les chambres contenant déjà 5 millilitres de tampon HEPES-PSS chauffé et aéré, faites glisser délicatement chacun des segments aortiques de 2 millimètres sur les deux broches de montage à l’aide d’une pince.Lorsque vous replacez la chambre dans l’unité myographique, écartez lentement les broches en tournant le micromètre dans le sens inverse des aiguilles d’une montre afin que le segment aortique ne glisse pas des broches. Remettez chaque chambre myographique dans l’unité et commencez à aérer les chambres à 37 degrés Celsius pendant 20 minutes. Vidangez les chambres et ajoutez 5 millilitres de solution HEPES-PSS fraîche, chaude et aérée à chaque chambre.Si nécessaire, réajuster les mesures de force pour lire la tension optimale de 6 millinewtons. Reposez le tissu pendant encore 15 à 20 minutes. Ouvrez le logiciel d’acquisition de données.Modifiez les numéros de suivi de 50 à 1 à 500 à 1 et appuyez sur Démarrer. Avant de commencer une nouvelle expérience, assurez-vous d’ajouter l’étiquette appropriée sur le logiciel d’acquisition de données. Vidangez les chambres une fois de plus avant d’ajouter 5 millilitres de solution riche en potassium dans chaque chambre.Vidangez à nouveau les chambres dès que la réponse contractile à la solution riche en potassium atteint un plateau pour la génération de force. Laver le tissu avec la solution HEPES-PSS trois fois. Ajouter 5 millilitres de solution riche en potassium dans chaque chambre.Vidangez les chambres dès que la réponse contractile à une solution riche en potassium atteint un plateau pour la génération de force et lavez le tissu trois fois avec HEPES-PSS, puis reposez le tissu pendant 15 à 20 minutes. Pré-contracter les segments aortiques avec l’agent vasoconstricteur PE à une dose inférieure à la dose maximale. Laissez la courbe de contraction induite par le PE atteindre un plateau pour le développement de la tension.Ajouter un plateau de développement de tension à l’EP à 5 microlitres de doses croissantes de solutions de base d’acétylcholine à intervalles de 3 minutes pour établir les concentrations finales d’acétylcholine de 50 picomolaires à 10 micromolaires dans la chambre myographique comme décrit dans le manuscrit texte. Après avoir terminé l’expérience dose-réponse, vider les chambres, laver les segments aortiques avec une solution HEPES-PSS tiède et aérée trois fois et reposer les tissus pendant 30 minutes. Après avoir laissé reposer les segments aortiques pendant 30 minutes, égoutter les chambres et ajouter une solution fraîche et chaude à haute teneur en potassium dans chaque chambre, puis égoutter les chambres et laver les tissus avec la solution HEPES-PSS lorsque la réponse de contraction à la solution riche en potassium atteint un plateau F comme démontré précédemment.Pré-incuber les segments aortiques avec L-NAME en ajoutant 10 microlitres de la solution de base préparée de 100 millimolaires pour évaluer la contribution de la production d’oxyde nitrique à la vasorelaxation induite par l’acétylcholine observée. Sans enlever le nom L, ajouter la dose sous-maximale de PE dans la chambre pour induire la contraction aortique. Attendez que la courbe de contraction induite par l’EP atteigne un plateau pour le développement de la tension, puis ajoutez de l’acétylcholine à la chambre myographique pour atteindre une concentration finale de 500 nanomolaires.Attendez quelques minutes pour enregistrer tout changement possible dans le développement de la force jusqu’à ce que le plateau formé soit stable. Égoutter les chambres et laver les tissus avec une solution chaude aérée HEPES-PSS trois fois. Placez la chambre myographique sous le microscope et passez doucement un petit fil à travers la lumière de l’aorte.Déplacez doucement le fil à travers la lumière pendant une courte période. Coupez l’aorte en anneaux aortiques de 2 millimètres et montez ces anneaux sur la chambre myographique. Réglez la tension optimale à 6 millinewtons et laissez reposer le tissu pendant 30 minutes dans un tampon HEPES-PSS chaud aéré, puis vidangez les chambres et ajoutez 5 millilitres de solution HEPES-PSS chaude et chaude aérée à chaque chambre.Mettez à zéro la force de toutes les chambres myographiques et faites tourner lentement le micromètre dans le sens inverse des aiguilles d’une montre pour augmenter la distance entre les broches jusqu’à ce que la force enregistrée atteigne la tension optimale souhaitée pour l’aorte de la souris. Pressez le mouchoir pendant encore 15 à 20 minutes à la tension optimale, puis vidangez à nouveau les chambres avant d’ajouter 5 millilitres de solution riche en potassium dans chaque chambre. Vidangez à nouveau les chambres et lavez les tissus avec la solution HEPES-PSS trois fois une fois que la réponse de contraction à la solution d’ions riches en potassium atteint un plateau.Reposer le tissu pendant 15 à 20 minutes, puis pré-contracter les segments aortiques avec PE, l’agent vasoconstricteur. Lorsque la force induite par l’EP atteint un plateau, ajoutez la concentration inférieure maximale d’acétylcholine à la chambre myographique pour obtenir une concentration finale de 500 nanomolaires. Attendez 3 minutes pour vous assurer que le plateau enregistré pour le développement de la force induite par l’EP ne change pas avant de terminer l’expérience.L’intégrité et la viabilité de chaque navire isolé ont été évaluées en enregistrant la génération de force contractile. Le pic de la force enregistrée a ensuite été utilisé pour normaliser la génération de force pour le même segment en réponse aux agonistes. Les mesures de vasorelaxation médiée par l’endothélium ont représenté la contraction médiée par les muscles lisses et la génération de force.Lorsque la contraction induite par l’EP a atteint un plateau, des doses croissantes d’acétylcholine ont atteint la vasorelaxation maximale dans le segment isolé. L’inhibiteur d’oxyde nitrique L-NAME a complètement bloqué la vasorelaxation induite par l’acétylcholine dans l’aorte pré-contractée, indiquant que l’acétylcholine induit une vasorelaxation aortique en augmentant la production d’oxyde nitrique. De plus, l’élimination de la couche endothéliale des segments aortiques a également bloqué la vasorelaxation induite par l’acétylcholine, soulignant le rôle de l’endothélium dans la relaxation des vaisseaux sanguins.Assurez-vous d’être doux lors de la manipulation, du nettoyage et de la dissection du vaisseau sanguin. Il est essentiel d’ajouter les agonistes pharmacologiques et les inhibiteurs avec soin pour ne pas perturber les anneaux de vaisseaux sanguins montés sur les chambres myographiques. L’information peut aider à concevoir des expériences pour explorer des approches thérapeutiques potentielles pour traiter le dysfonctionnement des couches d’un vaisseau sanguin spécifique.

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Une méthode automatisée pour myographie mesures de force dans les artères mésentériques isolées est décrite. Elle emploie un myographe Mulvany-Halpern Auto fil double 510A pour déterminer les réponses à la phényléphrine et le calcium extracellulaire. La méthode permet la détermination constante de réponses isométriques aux agonistes dans les petits vaisseaux de diamètres de 60 - 300 pm, de manière indépendante.

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myographie de pression est utilisée pour évaluer vasoactivité des petites artères qui se développent constriction soutenue lorsqu'il est sous pression. Ce manuscrit fournit un protocole détaillé pour évaluer dans des segments isolés de petites artères mésentériques des rats, vasoactivité et l'effet de la pression intraluminale sur le diamètre vasculaire.

Évaluer la réponse Myogenic et vasoactivité dans les artères mésentériques Résistance Utilisation myographie de pression

La dysfonction endothéliale est associée à de nombreux états pathologiques et est un facteur prédictif d'événements cardiovasculaires indésirables chez les humains. Vasodilatation médiée par le flux (FMD) est une méthode à ultrasons non-invasive d'évaluation de la fonction endothéliale. Les choix méthodologiques et l'expérience de l'opérateur peuvent affecter les résultats. Une approche systématique de la fièvre aphteuse dans les études humaines est abordée ici.

Évaluation échographique de l&#39;endothélium-dépendante médiée par le flux vasodilatation de l&#39;artère brachiale en recherche clinique

Nous décrivons une technique de mesure de la rigidité aortique à partir de sa relation pression-diamètre in vivo chez la souris. Le diamètre de l’aorte est enregistré par ultrasons et la pression aortique est mesurée de manière invasive à l’aide d’un cathéter de pression à l’état solide. La pression artérielle est modifiée progressivement et le diamètre résultant est mesuré.

Mesure aortique ascendant Rigidité In Vivo Chez la souris en utilisant des ultrasons

Vidéomicroscopie systèmes sont utilisés pour étudier les propriétés fonctionnelles des artérioles isolée du tissu adipeux en réponse à des stimuli physiologiques et pharmacologiques. Cette technique permet d’examiner des phénotypes microvasculaires dans des domaines différents du tissu adipeux chez les humains obèses.

Évaluation de la fonction microvasculaire tissu adipeux humain en utilisant la vidéomicroscopie

Ce manuscrit décrit les protocoles de microscopie vidéo in vitro pour l’évaluation de la fonction vasculaire dans les artères de résistance cérébral de rat. Le manuscrit décrit également les techniques pour l’évaluation des microvaisseaux densité avec la perfusion lectine et tissu fluorescent étiquetée à l’aide de débitmétrie Doppler Laser.

Évaluation des mécanismes de contrôle vasculaire utilisant la microscopie vidéo des artères de résistance isolée de Rats

La technique de myographe fil est utilisée pour étudier les fonctions des muscles lisses vasculaires et les nouveaux médicaments écran. Nous rapportons un protocole détaillé permettant de mesurer la contractilité isométrique de l’artère mésentérique de souris et de dépistage des nouveaux décontractants de muscle lisse vasculaire.

Mesure de la contractilité isométrique de l’artère mésentérique de souris à l’aide de fil myographie

Formation intensive en hypoxie est un protocole qui a fait ses preuves pour induire des adaptations vasculaires potentiellement bénéfiques chez certains patients et d’améliorer des athlètes répètent capacité de sprint. Ici, nous avons testé la faisabilité des souris de formation à l’aide du protocole et d’identifier ces adaptations vasculaires utilisant ex vivo évaluation de la fonction vasculaire.

L’exercice Supramaximal intensité hypoxique et évaluation de la fonction vasculaire chez la souris

Le protocole décrit l’utilisation de la myographie de fil pour évaluer la tension isométrique transmurale des artères mésentériques isolées des souris, avec une prise en considération spéciale de la modulation par des facteurs libérés des cellules endothéliales et des tissus adipeux périivasculaires.

Évaluation de la réactivité de la tonalité vasculaire à l’aide d’artères mésentériques isolées avec focalisation sur la modulation par les tissus adipeux Perivasculaires

Découvrez la myographie tensométrique pour mesurer la vasorelaxation dépendante de l'endothélium dans l'aorte thoracique de souris. Cette méthode permet d'étudier la réactivité vasculaire dans des conditions physiologiques contrôlées.

Mesure de la vasorelaxation dépendante de l’endothélium dans l’aorte thoracique de souris à l’aide de la myographie tensométrique à petit volume (Vidéo) | JoVE Journal

Mesure de la vasorelaxation dépendante de l’endothélium dans l’aorte thoracique de souris à l’aide de la myographie tensométrique à petit volume

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