Name: Modèle de maux de dos de souris induit par l’activateur de plasminogène de type urokinase (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-01T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 20 s
Description: Apprenez une méthode non invasive pour induire des douleurs dorsales chroniques chez la souris jusqu'à 10 semaines par injection intraligamentaire d'urokinase. Cette technique simple facilite la recherche sur les mécanismes de la douleur.

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La subvention a été fournie par NIH HEAL UG3 NS123958. Les installations d’hébergement ont été inspectées et accréditées par l’AAALAC. Les animaux étaient hébergés dans les locaux du Centre des ressources animales (ARC) entretenus par le personnel du laboratoire et le personnel de la Division des ressources de laboratoire et des animaux (DLAR). Les procédures de test comportemental sont des méthodes standard dans le domaine, approuvées par l’American Pain Society et l’Association internationale pour l’étude de la douleur. La méthode d’euthanasie est conforme aux recommandations du groupe d’experts sur l’euthanasie de l’American Veterinary Medical Association.

<ol><li>O'Sullivan, P. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Back+to+basics%3A+10+facts+every+person+should+know+about+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Sports+Medicine%22%5BJournal%5D)">Back to basics: 10 facts every person should know about back pain.</a> British Journal of Sports Medicine. 54 (12), 698-699 (2020).</li>
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<li>Kim, H., Hong, J. Y., Lee, J., Jeon, W. -J., Ha, I. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-1%CE%B2+promotes+disc+degeneration+and+inflammation+through+direct+injection+of+intervertebral+disc+in+a+rat+lumbar+disc+herniation+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Spine+Journal%22%5BJournal%5D)">IL-1β promotes disc degeneration and inflammation through direct injection of intervertebral disc in a rat lumbar disc herniation model.</a> The Spine Journal. 21 (6), 1031-1041 (2021).</li>
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<li>La Porta, C., Tappe-Theodor, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+impact+of+psychological+and+psychophysical+stress+on+low+back+pain+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Differential impact of psychological and psychophysical stress on low back pain in mice.</a> Pain. 161 (7), 1442-1458 (2020).</li>
<li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li>
<li>Takao, K., Miyakawa, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light%2Fdark+transition+test+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments+JoVE%22%5BJournal%5D)">Light/dark transition test for mice.</a> Journal of Visualized Experiments JoVE. (1), e104(2006).</li>
<li>Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+used+to+evaluate+pain+behaviors+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Methods used to evaluate pain behaviors in rodents.</a> Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284(2017).</li>
<li>David, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurogenesis-dependent+and+-independent+effects+of+fluoxetine+in+an+animal+model+of+anxiety%2Fdepression%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neurogenesis-dependent and -independent effects of fluoxetine in an animal model of anxiety/depression.</a> Neuron. 62 (4), 479-493 (2009).</li>
<li>Yalcin, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+time-dependent+history+of+mood+disorders+in+a+murine+model+of+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">A time-dependent history of mood disorders in a murine model of neuropathic pain.</a> Biological Psychiatry. 70 (10), 946-953 (2011).</li>
<li>Madathil, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Astrocyte-specific+overexpression+of+insulin-like+growth+factor-1+protects+hippocampal+neurons+and+reduces+behavioral+deficits+following+traumatic+brain+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Astrocyte-specific overexpression of insulin-like growth factor-1 protects hippocampal neurons and reduces behavioral deficits following traumatic brain injury in mice.</a> PloS One. 8 (6), e67204(2013).</li>
<li>Sugimoto, H., Kawakami, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-cost+protocol+of+footprint+analysis+and+hanging+box+test+for+mice+applied+the+chronic+restraint+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Low-cost protocol of footprint analysis and hanging box test for mice applied the chronic restraint stress.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e59027(2019).</li>
<li>Hassan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identifying+chronic+low+back+pain+phenotypic+domains+and+characteristics+accounting+for+individual+variation%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Identifying chronic low back pain phenotypic domains and characteristics accounting for individual variation: a systematic review.</a> Pain. , (2023).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas d’intérêts financiers concurrents. KNW reconnaît avoir consulté de manière non rémunérée NeuroChronix, Bessor Pharma et USA Elixeria BioPharm, Inc.

Ce modèle de mal de dos chronique est simple à induire, et l’hypersensibilité établie en 1 semaine peut durer jusqu’à (et peut-être au-delà) 8 semaines. Cela permet une étude précise de l’état de douleur chronique, contrairement à d’autres modèles aigus qui ne durent qu’une semaine ou deux. Bien que nous montrions le modèle chez la souris, le modèle CBP induit par l’uPA peut également être établi chez le rat2. L’un des avantages du modèle est que l’évolution prolongée du temps provoque le développ...

La lombalgie est l’une des causes les plus fréquentes d’invalidité, avec 1 personne sur 5 qui en souffre dans le monde1. Malgré ces efforts, peu de modèles animaux fiables de maux de dos sont couramment utilisés dans la recherche animale dans le domaine de la douleur, en particulier chez la souris. Les modèles précédents utilisaient presque exclusivement des rats pour l’induction de maux de dos chroniques (CBP) tels que ceux induits par l’injection d’un activateur urinaire du plasminogène (uPA) dans l’articulation facettaire lombaire 2,3, l’injection de facteur de croissance nerveuse (NGF) dans la musculature du tronc4, ou d’iodoacétate monosodique (MIA)5 ou d’interleukine-1bêta6 injection dans le disque intravertébral. Bien sûr, les rats sont préférés pour ces modèles, principalement en raison de leur plus grande taille et de leur facilité d’accès pour l’injection d’agents inflammatoires.
Pour être clair, il existe des modèles murins de maux de dos, tels que le modèle murin de dégénérescence du disque intervertébral SPARC-null utilisé depuis de nombreuses années7, mais ils sont plus coûteux et plus longs à établir que les modèles basés sur l’injection. Une étude récente sur la souris a établi un modèle de douleur au bas du dos en combinant l’injection de NGF dans les muscles du bas du dos avec un stress de contention chronique verticale8. Dans le protocole suivant, nous avons adapté le modèle CBP induit par l’uPA à partir de rats pour la souris2. L’hypersensibilité s’établit en 1 semaine et persiste jusqu’à 6 à 8 semaines. De plus, nous établissons que les souris développent des comportements anxieux et dépressifs. Compte tenu de la prévalence des maux de dos et de l’utilisation plus courante de souris dans la recherche moléculaire sur la douleur, ce modèle durable est facilement établi pour être utilisé dans le développement de nouvelles stratégies de traitement pour soulager les maux de dos.

<table><tbody><tr><td>Animaux et consommables</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>70 % ethanol</td><td>Source</td><td></td><td></td>locale</tr><tr><td>souris BALB/c</td><td>Envigo</td><td></td><td>20-25 g</td></tr><tr><td>Boules de coton</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-090-702</td><td></td></tr><tr><td>Applicateurs à embout de coton</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-062-616</td><td></td></tr><tr><td>Inhalant d’isoflurane anesthésique</td><td>MedVet</td><td>RXISO-250</td><td></td></tr><tr><td>Ruban d’étiquetage</td><td>Fisher Scientific</td><td>NGFP7002</td><td></td></tr><tr><td>Gants d’examen en nitrile</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Réservoir d’oxygène</td> Source <td>locale</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Champ chirurgical, Feuille utilitaire Steri-Drape, Prévention absorbante</td><td>VWR</td><td>76246-788</td><td>coupé en morceaux de 15 x 15 cm</td></tr><tr><td>Tube Tygon avec 3 mm diamètre intérieur</td><td>Grainger</td><td>22XH87</td><td></td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>#11 lames de scalpel en acier au carbone</td><td>VWR</td><td>21909-612</td><td></td></tr><tr><td>Chambre d’induction d’anesthésie&nbsp ;</td><td>Summit Medical Equipment Company</td><td>AS-01-0530-LG</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Unité</td><td></td><td></td>Locale</tr><tr><td>Biologie Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-30</td><td></td></tr><tr><td>Stérilisateur à billes de verre Germinator 500</td><td>VWR</td><td>102095-946</td><td></td></tr><tr><td>IITC Life Sciences Series 8 Modèle PE34 Compteur d’analgésie à plaque chaude/froide</td><td>IITC</td><td>PE34</td><td></td></tr><tr><td>Integra Miltex coton & Pince à pansement&nbsp ;</td><td>Safco Dental Supply</td><td>66-317</td><td></td></tr><tr><td>OPTIKA CL31 illuminateur LED à double bras&nbsp ;</td><td>New York Microscope Company</td><td>OPCL-31</td><td></td></tr><tr><td>Système d’essai plantaire avec émetteur infrarouge, c’est-à-dire appareil Hargreaves</td><td>Ugo Basile</td><td>37370-001 et 37370-002</td><td></td></tr><tr><td>Manche de scalpel n° 3</td><td>VWR</td><td>25607-947</td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant pour petits animaux&nbsp ;</td><td>Valley Vet Supply</td><td>47375</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort Student Vannas, lame droite&nbsp ;</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td></td></tr><tr><td>Poste de travail portable d’anesthésie pour la recherche animale " PAM"</td><td>Patterson Scientific</td><td>AS-01-0007</td><td></td></tr><tr><td>Von Frey Filaments</td><td>Ugo Basile</td><td>37450-275</td><td></td></tr></tbody></table>

modèle de maux de dos de souris induit par l’activateur de plasminogène de type urokinase

Urokinase-type Plasminogen Activator-induced Mouse Back Pain Model

Un modèle de lombalgie persistante peut être induit chez la souris avec la méthodologie simple décrite ici. Des méthodes étape par étape pour l’induction simple et rapide d’un modèle de mal de dos persistant chez la souris sont fournies ici à l’aide d’une injection d’activateur de plasminogène de type urokinase (urokinase), une protéase à sérine présente chez l’homme et d’autres animaux. La méthodologie d’induction de la lombalgie persistante chez la souris implique une simple injection d’urokinase le long de la région d’insertion ligamentaire de la colonne lombaire. L’agent inflammatoire urokinase active le plasminogène en plasmine. En règle générale, le modèle peut être induit en 10 minutes et l’hypersensibilité persiste pendant au moins 8 semaines.
L’hypersensibilité, les troubles de la marche et d’autres mesures standard de type anxiété et dépression peuvent être testés dans le modèle persistant. Le mal de dos est le type de douleur le plus répandu. Pour améliorer la sensibilisation aux maux de dos, l’Association internationale pour l’étude de la douleur (IASP) a nommé 2021 « Année mondiale sur les maux de dos » et 2022 « Année mondiale pour la traduction des connaissances sur la douleur en pratique ». L’une des limites de l’avancement thérapeutique de la thérapie de la douleur est le manque de modèles appropriés pour tester la douleur persistante et chronique. Les caractéristiques de ce modèle sont adaptées pour tester des thérapies potentielles visant à réduire les maux de dos et leurs caractéristiques auxiliaires, contribuant ainsi à la désignation de 2022 par l’IASP comme l’Année mondiale de l’application des connaissances sur la douleur à la pratique.

Tests comportementaux liés à la nociceptivité et analyse des données Mesures évoquées L’hypersensibilité sur le coussinet plantaire se développe dans la journée suivant l’injection d’urokinase. En 1 semaine, le seuil de sevrage est significativement diminué et persiste jusqu’à l’euthanasie ; c’est ce que montre la semaine postopératoire 4 (Figure 4A). La latence de retrait des pattes est analysée à l’aide de la méthode de von Frey de haut en bas<sup cl...

Des méthodes d’induction simple et rapide d’un modèle de mal de dos chez la souris sont fournies ici à l’aide d’une injection intraligamentaire d’activateur urinaire du plasminogène.

Modèle de maux de dos de souris induit par l’activateur de plasminogène de type urokinase

A model of persisting lower back pain can be induced in mice with the simple methodology described herein. Step-by-step methods for simple, rapid ...

Ce protocole décrit une méthode non invasive pour induire des maux de dos chroniques chez la souris jusqu’à 10 semaines, qui peut être effectuée rapidement et de manière fiable avec un minimum d’entraînement. L’aspect le plus difficile de cette technique est de reconnaître comment l’injection de ligament se sent par rapport à l’injection de muscle. La sensation d’une résistance au contact indique une injection ligamentaire.L’absence de résistance signifie que l’aiguille pourrait se trouver dans le muscle ou la cavité abdominale. Pour commencer, prenez une surface plane stérile pour placer la souris. Ensuite, placez une station de récupération de coussin chauffant à côté de la configuration chirurgicale pour transférer immédiatement les souris après l’injection.Ensuite, préparez l’urokinase et une seringue Hamilton. Dessinez la solution au préalable pour minimiser le temps que la souris passe sous anesthésie. Après avoir anesthésié la souris, utilisez deux doigts pour localiser les segments rachidiens lombaires en L2 et L3 sous la cage thoracique et vérifiez le site d’injection.Placez l’embout de la seringue Hamilton à côté de la colonne vertébrale. Placez la seringue à un angle d’environ 45 degrés dans le ligament immédiatement adjacent à l’os. Insérez la pointe de l’aiguille doucement, mais fermement, dans le ligament et injectez lentement jusqu’à ce que les cinq microlitres aient été injectés.Retirez l’aiguille doucement et lentement. Ensuite, placez la souris dans la station de récupération de chaleur jusqu’à ce qu’elle se réveille et devienne mobile. Examinez les souris pendant une heure après la chirurgie pour vous assurer que toutes les fonctions motrices normales se poursuivent.Après la chirurgie, vérifiez le poids et le site d’injection des souris tous les jours pendant une semaine pour éviter toute infection ou complication. Avant l’essai, déplacez chaque animal dans une cabine transparente séparée sur la table d’essai avec un dessus d’écran. Ensuite, stimulez le coussinet plantaire avec le filament Von Frey de 3,61 qui suscite quatre grammes de force.Un retrait du pied de trois à cinq stimuli est considéré comme une réponse positive. Maintenant, appliquez le filament le plus faible suivant de la série jusqu’à ce que l’animal cesse de répondre à la stimulation mécanique. Utilisez le filament le plus élevé jusqu’à ce qu’une réponse soit obtenue, puis revenez au filament inférieur.À l’aide d’un algorithme d’ajustement de courbe, calculez le seuil de retrait mécanique, qui est la quantité minimale de force nécessaire pour obtenir une réponse dans 50 % des cas. Pour effectuer le test de Hargreaves, placez les souris dans des cabines sur une surface en verre chauffée par le bas par un émetteur infrarouge. Mesurez le temps écoulé entre l’application d’un stimulus de lumière infrarouge sur la patte arrière de la souris et le retrait sous forme de latence du pied.Pour le test de la plaque froide, placez les souris sur l’appareil de la plaque froide refroidie à moins neuf degrés Celsius. Enregistrez le temps qu’il faut à la souris pour lever son pied après avoir été placée sur l’appareil comme latence pour retirer le pied. Pour effectuer le test d’anxiété, placez chaque animal dans la boîte de test de préférence de place avec un passage entre deux chambres.Une chambre de l’appareil doit être bien éclairée, tandis que le côté opposé doit rester sombre. À l’aide d’un ordinateur, surveillez les temps d’occupation et les transitions de l’animal pendant un test de 10 minutes. Ensuite, placez les rongeurs modèles ou les animaux naïfs sur le labyrinthe zéro, ou utilisez le test de préférence de lieu clair ou sombre à deux chambres.Évaluez le temps passé dans les zones fermées et ouvertes du labyrinthe à l’aide d’un chronomètre. Pour le test de dépression des éclaboussures de saccharose, vaporisez une solution de 10 à 30 % de saccharose sur le code dorsal et notez la fréquence, la durée et la latence du toilettage pendant 10 minutes. Pour effectuer de nouveaux tests d’objets, acclimatez les souris individuellement à une cage en plastique transparent avec un dessus ouvert pendant une heure.Ajoutez deux mini-figurines identiques dans les coins opposés de la cage pendant cinq minutes. Acclimatez les animaux le jour du test pendant une heure et placez les deux mini-figurines identiques dans les mêmes positions de la cage pendant cinq minutes avant de les ramener dans la cage d’accueil. Ensuite, remplacez l’une des figures originales par un nouvel objet nettement différent.Après quatre heures, remettez les souris dans la cage d’essai et notez le temps passé à explorer les objets. Pour l’évaluation de la fonction motrice, construisez un tunnel à partir d’un tube d’essuie-tout coupé dans le sens de la longueur sur un bord. Étalez le tunnel sur un morceau de papier d’imprimante propre.Tenez doucement les souris jusqu’à ce qu’elles soient calmes. Appliquez de l’encre de Chine non toxique sur les pattes d’une souris en les plaçant dans un encrier, un tampon encreur ou à l’aide d’un coton-tige. Relâchez les souris à l’entrée du tunnel.Laissez-les courir dans le tunnel et capturez-les à la fin. Marquez les empreintes de pattes en fonction de la longueur de la foulée, de la largeur de la foulée et de l’écartement des orteils. Des tests d’hypersensibilité mécanique et thermique ont démontré que les souris souffrant de maux de dos chroniques présentaient une sensibilité mécanique, thermique et froide significativement accrue par rapport aux témoins naïfs.L’analyse de l’anxiété a montré que le temps total passé dans la chambre lumineuse de la boîte claire et sombre et le nombre d’événements d’élevage étaient significativement plus faibles chez les souris souffrant de maux de dos chroniques, indiquant une anxiété. Au cours du test d’éclaboussures de saccharose, les souris souffrant de maux de dos chroniques ont présenté un temps de toilettage et un nombre de toilettage inférieurs. Cependant, le temps avant le début du toilettage a été considérablement augmenté.La longueur de foulée entre les souris souffrant de maux de dos chroniques et les souris naïves était significativement différente. La chose la plus importante à retenir lorsque vous tentez cette procédure est que vous visez les ligaments autour de la colonne vertébrale, et non le muscle. Le modèle du mal de dos chronique fournit un outil fiable pour évaluer une variété de nouvelles recherches, pharmacologiques et autres thérapies potentielles.

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Photothrombosis induite par ischémie focale comme un modèle de lésion médullaire chez la souris

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Dans cet article nous fournir des détails pour les méthodes de production et de contrôle de la qualité d’une protéine de fusion recombinantes IL4-10. Nous montrons aussi comment tester l’efficacité de cette protéine afin de résoudre la douleur dans un modèle murin de la douleur inflammatoire.

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Spontanés et évoqués de mesure de la douleur dans les modèles murins de la douleur de l’articulation du genou

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Le protocole décrit comment mesurer l’hyperalgésie du genou chez la souris. Nous montrons des exemples dans des modèles murins de douleurs aiguës au genou ainsi que dans des modèles d’arthrose (OA).

Évaluation de l’hyperalgésie du genou chez la souris à l’aide de la mesure de l’application de pression

Le critère de jugement principal dans les essais cliniques pour les maladies neuromusculaires est généralement amélioré la fonction musculaire. Par conséquent, l'évaluation de l'effet des composés thérapeutiques potentiels sur la performance musculaire pré clinique dans des modèles de souris est d'une grande importance. Nous décrivons ici plusieurs tests fonctionnels pour y remédier.

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Apprenez une méthode non invasive pour induire des douleurs dorsales chroniques chez la souris jusqu'à 10 semaines par injection intraligamentaire d'urokinase. Cette technique simple facilite la recherche sur les mécanismes de la douleur.

Modèle de maux de dos de souris induit par l’activateur de plasminogène de type urokinase

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