Name: Une injection en deux points établie de manière stable de modèle de démyélinisation focale induite par la lysophosphatidylcholine chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-05-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 55 s
Description: Découvrez une méthode d'injection stéréotaxique de lysophosphatidylcholine chez la souris pour créer un modèle stable de démyélinisation focale. Ce protocole permet d'étudier les mécanismes de la sclérose en plaques et d'évaluer les pertes de myéline par analyses histologiques.

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Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (Subventions: 82071380, 81873743).

Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité de l’Institut des soins aux animaux du Tongji Medical College, Université des sciences et de la technologie de Huazhong, en Chine. Des souris mâles et femelles adultes C57BL/6 (type sauvage, WT; 20-25 g; 8-10 semaines) ont été utilisées pour la présente étude. Les souris ont été obtenues à partir de sources commerciales (voir tableau des matériaux). Les souris ont été hébergées dans une installation spécifique exempte d’agents pathogènes (FPS) avec de l’eau et de la nourriture fournies ad libitum. Ils ont été maintenus dans une période alternée de 12 h de cycle clair et sombre dans les conditions standard de température de 22 °C et d’humidité relative de 55% à 60%.
1. Préparation de la solution LPC
<ol><li>Dissoudre 25 mg de poudre de LPC (voir tableau des matériaux) avec 250 μL de chloroforme et de solution mélangée de méthanol (1:1) pour obtenir une solution de LPC à 10 % et la transférer dans un tube de centrifugeuse de 500 μL. REMARQUE: Si le LPC n’est pas complètement dissous, placez le tube de centrifugeuse dans un nettoyeur à ultrasons et ultrasonez à 40 kHz pendant environ 1 h pour obtenir une solution uniforme.</li>
	<li>Répartir la solution en 3 μL/tube et conserver à −80 °C. REMARQUE: La solution peut être stockée pendant environ 2 ans.</li>
	<li>Avant la chirurgie, diluer la solution (étape 1.2.) avec 27 μL de solution de NaCl à 0,9 % et conserver la solution dans un bain-marie à température constante à 37 °C. REMARQUE: Préparez la solution juste avant de commencer l’injection.</li>
</ol>2. Préparation chirurgicale
<ol><li>Utilisez une aiguille de 32 G, 2 pouces pour vous connecter à une seringue de 5 μL (voir tableau des matériaux). Assurez-vous que la seringue microlitre n’est pas obstruée. Prélever 5 μL de solution de LPC pour la préparation de l’injection.</li>
	<li>Anesthésier la souris dans une chambre d’induction reliée à un vaporisateur d’isoflurane avec 3% d’isoflurane mélangé à 100% d’oxygène à une vitesse d’environ 0,3 L / min.</li>
	<li>Confirmez la profondeur de l’anesthésie par l’absence de réflexe de pincement des orteils pendant que la respiration est douce.</li>
	<li>Rasez la tête de la souris entre les oreilles à l’aide d’un rasoir électrique. Appliquez des gouttes oculaires lubrifiantes pour prévenir la sécheresse de la cornée pendant la procédure.</li>
	<li>Ensuite, positionnez la souris dans un cadre stéréotaxique (voir Tableau des matériaux) avec la face dorsale vers le haut et fixez la tête avec un cône de nez et une pince à dents. Maintenir l’anesthésie avec 1,2% -1,6% d’isoflurane par le nez. REMARQUE: La concentration d’isoflurane peut être ajustée en fonction de l’état respiratoire des souris.</li>
</ol>3. Intervention chirurgicale
REMARQUE: Les animaux sont placés sur un coussin chauffant pendant toutes les procédures.
<ol><li>Fixez la souris à l’appareil stéréotaxique avec des barres d’oreille bilatérales. Assurez-vous que les barres d’oreille sont de niveau et que la tête est horizontale et stable.</li>
	<li>Désinfectez la peau de la tête en essuyant plusieurs fois avec de l’iodophore suivi d’alcool en mouvement circulaire. Utilisez ensuite un scalpel pour couper une petite incision d’environ 1,5 cm le long de la ligne médiane du cuir chevelu pour exposer le crâne.</li>
	<li>Essuyez le crâne avec un coton-tige trempé dans du peroxyde d’hydrogène à 1% jusqu’à ce que la fontanelle bregma, lambda et postérieure soit exposée. Placez la seringue sur l’appareil stéréotaxique. REMARQUE: Utilisez le peroxyde d’hydrogène avec précaution et évitez de toucher les tissus environnants.</li>
	<li>Assurer le positionnement horizontal de la tête de l’animal (avant et arrière et gauche et droite).<ol><li>Ajustez le bouton de l’axe Z du cadre stéréotaxique de sorte que la pointe de l’aiguille et le crâne se touchent sans se plier, puis mesurez la coordonnée de l’axe Z. Vérifiez les coordonnées Z de bregma et de la fontanelle postérieure.</li>
		<li>Ajustez la barre auriculaire de sorte que la différence entre les coordonnées Z de bregma et de fontanelle postérieure ne dépasse pas 0,02 mm. Ensuite, suivez la même méthode pour mesurer les coordonnées Z des positions correspondantes sur les côtés gauche et droit de la ligne médiane. Ajustez la barre auriculaire pour vous assurer que la gauche et la droite sont au même niveau.</li>
	</ol></li>
	<li>Localisez le corps calleux. Définissez l’origine XYZ sur bregma. REMARQUE: Le premier site d’injection est de 1,0 mm latéral au bregma, de 2,4 mm de profondeur et de 1,1 mm antérieur. Le deuxième site d’injection est de 1,0 mm latéral au bregma, de 2,1 mm de profondeur et de 0,6 mm antérieur. Par exemple, la coordonnée du bregma est (0,0,0). Mesurez la coordonnée Z de l’emplacement correspondant marqué comme (-1, 1,1, X) et (-1, 0,6, Y). On peut déterminer que la première coordonnée du site d’injection du corps calleux est (-1, 1,1, −[X + 2,4]), et que le deuxième site d’injection est (-1, 0,6, −[Y + 2,1]).</li>
	<li>Une fois le site d’injection déterminé, faites une marque avec un marqueur stérile sur le crâne et enregistrez les coordonnées.</li>
	<li>Percez doucement le site marqué avec une perceuse à crâne (voir Tableau des matériaux). Prenez soin d’éviter tout saignement.</li>
	<li>Déplacez lentement l’aiguille aux coordonnées données et commencez l’injection. Pour induire la démyélinisation du corps calleux, injecter 2 μL de solution de LPC (étape 1.) à chaque site d’injection (étape 3.5.) à raison de 0,4 μL/min.</li>
	<li>Après l’injection, conservez l’aiguille dans chaque site pendant 10 minutes supplémentaires. REMARQUE: Assurez-vous que l’intervalle de deux injections ne dépasse pas 20 min.</li>
	<li>Suturez la peau avec une suture 4-0 et attendez que l’animal se réveille dans les 10 minutes. Administrer les analgésiques après l’opération conformément à la réglementation institutionnelle en matière de soins aux animaux. REMARQUE: Le temps recommandé pour l’euthanasie peut être déterminé en fonction du but de l’expérience.</li>
</ol>4. Extraction d’échantillons pour la démyélinisation focale
REMARQUE: Pour plus de détails concernant cette étape, veuillez consulter le rapport14 publié précédemment.
<ol><li>Dissoudre le colorant rouge neutre (voir tableau des matériaux) dans une solution à 1 % dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).</li>
	<li>quelques heures avant de sacrifier les souris (pour plus de détails, voir la référenceprécédente 10), injecter 500 μL de colorant rouge neutre à 1 % dans le PBS par injection intrapéritonéale pour chaque souris.</li>
	<li>Effectuer une perfusion cardiaque12 avec 30 mL de PBS à 0,1 % prérefroidi à 4 °C.</li>
	<li>Découpez le cerveau en 1 mm avec un moule cérébral (voir Tableau des matériaux).</li>
	<li>Visualisez la lésion colorée avec du rouge neutre au microscope et dissociez la lésion. REMARQUE: Enlevez autant de tissu normal environnant que possible pour améliorer la précision de l’analyse ultérieure. Le tissu lésionnel peut être examiné par RT-PCR, microscopie électronique et analyses par transfert western.</li>
</ol>5. Coloration histologique et immunofluorescence
<ol><li>Pour la coloration histologique et l’immunofluorescence12, après perfusion cardiaque (étape 4.3.), retirez le cerveau10, fixez 4% de PFA pendant la nuit (à 4 ° C) et déshydratez complètement dans 30% de saccharose.</li>
	<li>Couper en sections coronales du cerveau de 20 mm à l’aide d’une trancheusecongelée 10 à température constante (−20 °C).</li>
	<li>Utilisez les tranches pour la coloration Luxol fast blue (LFB), l’immunofluorescence et le western blot10.</li>
</ol>

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<li>Vorhees, C. V., Williams, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morris+water+maze%3A+Procedures+for+assessing+spatial+and+related+forms+of+learning+and+memory%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Morris water maze: Procedures for assessing spatial and related forms of learning and memory.</a> Nature Protocols. 1 (2), 848-858 (2006).</li>
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<li>Karussis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+diagnosis+of+multiple+sclerosis+and+the+various+related+demyelinating+syndromes%3A+A+critical+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Autoimmunity%22%5BJournal%5D)">The diagnosis of multiple sclerosis and the various related demyelinating syndromes: A critical review.</a> Journal of Autoimmunity. 48-49, 134-142 (2014).</li>
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<li>Kutzelnigg, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+demyelination+and+diffuse+white+matter+injury+in+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Cortical demyelination and diffuse white matter injury in multiple sclerosis.</a> Brain. 128, Pt 11 2705-2712 (2005).</li>
<li>Lassmann, H., Bradl, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+sclerosis%3A+Experimental+models+and+reality%29%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Multiple sclerosis: Experimental models and reality).</a> Acta Neuropathologica. 133 (2), 223-244 (2017).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La SEP, une maladie démyélinisante chronique du SNC, est l’une des causes les plus fréquentes de dysfonctionnement neurologique chez les jeunes adultesde 20 ans. Cliniquement, environ 60 % à 80 % des patients atteints de SEP connaissent le cycle de rechutes et de rémissions avant de développer une SEP progressive secondaire21,22, et cela conduit finalement à des troubles cumulatifs du mouvement et des déficits cognitifs au fil du temps<sup...

La signalisation des lysophospholipides médiée par les récepteurs implique divers processus physiologiques de presque tous les systèmes d’organes1. Dans le système nerveux central (SNC), cette signalisation joue un rôle essentiel dans les pathogenies des maladies neurologiques auto-immunes telles que la sclérose en plaques (SEP). La sclérose en plaques est un trouble chronique à médiation immunitaire caractérisé par une démyélinisation pathologique et une réponse inflammatoire, provoquant un dysfonctionnement neurologique et des troubles cognitifs 2,3. Après une rechute et une rémission continues au début de la maladie, la plupart des patients finissent par passer au stade secondaire-progressif, ce qui pourrait causer des dommages irréversibles au cerveau et une invalidité résultante4. On pense que la caractéristique pathologique de l’évolution secondaire-progressive est les plaques démyélinisantes causées par des lésions inflammatoires5. Les traitements existants de la SP peuvent réduire considérablement le risque de rechute. Cependant, il n’existe toujours pas de traitement efficace pour les dommages démyélinisants à long terme causés par la SEPprogressive 6. Ainsi, un modèle stable et facilement reproductible est nécessaire pour étudier les thérapies précliniques qui se concentrent sur la dégénérescence de la substance blanche.
La démyélinisation et la remyélinisation sont deux processus pathologiques majeurs dans le développement de la sclérose en plaques. La démyélinisation est la perte de gaine de myéline autour des axones induite par la microglie avec des phénotypes pro-inflammatoires7, et elle conduit à une conduction lente de l’influx nerveux et entraîne la perte de neurones et de troubles neurologiques. La remyélinisation est une réponse de réparation endogène médiée par des oligodendrocytes, où les troubles pourraient entraîner une neurodégénérescence et des troubles cognitifs8. La réponse inflammatoire est cruciale pour l’ensemble du processus, affectant à la fois le degré de lésion de la myéline et la réparation.
Par conséquent, un modèle animal stable de démyélinisation inflammatoire persistante est utile pour explorer plus avant les stratégies thérapeutiques pour la SEP. En raison de la complexité de la SEP, divers types de modèles animaux ont été établis pour imiter les lésions démyélinisantes in vivo, y compris l’encéphalomyélite auto-immune expérimentale (EAE), les modèles toxiques-démyélinisants, la cuprizone (CPZ) et la lysophosphatidylcholine (LPC)9 . Le LPC est un lysophospholipide endogène associé à l’inflammation, et il pourrait induire des dommages rapides avec une toxicité pour les lipides de myéline, conduisant à la démyélinisation focale. Sur la base de rapports précédents et de recherches10,11, un protocole détaillé d’injection en deux points avec quelques modifications est fourni. Généralement, le modèle d’injection LPC classique en un point ne produit qu’une démyélinisation locale au site d’injection et s’accompagne souvent d’une remyélinisation spontanée12,13. Cependant, le modèle LPC à injection en deux points peut démontrer que le LPC peut directement induire une démyélinisation dans le corps calleux de la souris et provoquer une démyélinisation plus durable avec peu de régénération de la myéline.

<table><tbody><tr><td>L-&alpha ;-Lysophosphatidylcholine du jaune d’oeuf</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L4129-25MG</td><td></td></tr><tr><td>Calibre 32 Aiguille</td><td>HAMILTON</td><td>7762-05</td><td></td></tr><tr><td>10 &mu ; l seringue</td><td>HAMILTON</td><td>80014</td><td></td></tr><tr><td>perceuse crâne à grande vitesse</td><td>forte, corée</td><td>forte204</td><td></td></tr><tr><td>perceuse</td><td>Hager & Meisinger, Allemagne&nbsp ;</td><td>REF 500 104 001 001 005</td><td></td></tr><tr><td>Matrx Animal Aneathesia Ventilator</td><td>MIDMARK</td><td>VMR</td><td></td></tr><tr><td>Instrument stéréotaxique portable pour souris</td><td>Reward</td><td>68507</td><td></td></tr><tr><td>Micro seringue</td><td>Reward</td><td>KDS LEGATO 130</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane&nbsp ;</td><td>VETEASY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde</td><td>Servicebio</td><td>G1101</td><td></td></tr><tr><td>Tampon phosphate</td><td>BOSTER</td><td>PYG0021</td><td></td></tr><tr><td>LuxoL fast bLue</td><td>Servicebio</td><td>G1030-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td>FUSUNPHARMA</td><td>20152021225</td><td></td></tr><tr><td>Moule cérébral</td><td>Reward</td><td>68707</td><td></td></tr><tr><td>Fixateur</td> <td>de microscope électroniqueServicebio</td><td>G1102-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Rouge neutre (C.I. 50040), pour microscopie Certistain</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>1.01376</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Myéline Protéine Basique Anticorps</td><td>Millipore</td><td>#AB5864</td><td></td></tr> Anticorps monoclonal <tr><td>anti-GST-P pAb</td><td>MBL</td><td>#311</td><td></td></tr><tr><td>Ki-67 (SolA15)</td><td>Thermo Fisher&nbsp ; Scientific</td><td>14-5698-95</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps monoclonal à bêta-actine</td><td>Proteintech</td><td>66009-1-Ig&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Protéine polyclonale de myéline Protéine polyclonale</td><td>Proteintech</td><td>10458-1-AP</td><td></td></tr><tr><td>OLIG2 Anticorps polyclonaux</td><td>Proteintech</td><td>13999-1-AP</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488&nbsp ; AffiniPure&nbsp ; Âne anti-Lapin&nbsp ; IgG (H+L)</td><td>YEASEN</td><td>34206ES60</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L)&nbsp ;</td><td>YEASEN</td><td>34412ES60</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594&nbsp ; AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L)&nbsp ;</td><td>YEASEN</td><td>34212ES60</td><td></td></tr><tr><td>HRP IgG anti-lapin de chèvre (H+L)</td><td>abclonal</td><td>AS014</td><td></td></tr><tr><td>HRP IgG anti-souris de chèvre (H+L)&nbsp ;</td><td>abclonal</td><td>AS003</td><td></td></tr><tr><td>Adulte C57BL/6 souris mâles et femelles</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

une injection en deux points établie de manière stable de modèle de démyélinisation focale induite par la lysophosphatidylcholine chez la souris

A Stably Established Two-Point Injection of Lysophosphatidylcholine-Induced Focal Demyelination Model in Mice

La signalisation des lysophospholipides médiée par les récepteurs contribue à la physiopathologie de diverses maladies neurologiques, en particulier la sclérose en plaques (SEP). La lysophosphatidylcholine (LPC) est un lysophospholipide endogène associé à l’inflammation, et il pourrait induire des dommages rapides avec une toxicité pour les lipides de myéline, conduisant à la démyélinisation focale. Ici, un protocole détaillé est présenté pour l’injection stéréotaxique de LPC en deux points qui pourrait directement provoquer une démyélinisation sévère et reproduire la lésion expérimentale de démyélinisation rapidement et de manière stable chez la souris par une intervention chirurgicale. Ainsi, ce modèle est très pertinent pour les maladies de démyélinisation, en particulier la SEP, et il peut contribuer à l’avancement connexe de la recherche cliniquement pertinente. En outre, l’immunofluorescence et les méthodes de coloration bleue rapide Luxol ont été utilisées pour décrire l’évolution temporelle de la démyélinisation dans le corps calleux de souris injectées avec LPC. En outre, la méthode comportementale a été utilisée pour évaluer la fonction cognitive des souris après modélisation. Dans l’ensemble, l’injection en deux points de lysophosphatidylcholine via un cadre stéréotaxique est une méthode stable et reproductible pour générer un modèle de démyélinisation chez la souris pour une étude plus approfondie.

L’injection en deux points du LPC a entraîné une démyélinisation plus durable Le LPC entraîne principalement des dommages rapides avec toxicité pour la myéline et clivage de l’intégrité de l’axone15. Le jour de l’injection était considéré comme le jour 0. Les souris ont été gardées pendant une période de 10 à 28 jours (10 dpi et 28 dpi). La coloration Luxol fast blue (LFB)10 a été utilisée pour évaluer la zone de démyélinisation chez la souris à ces poin...

Le présent protocole décrit une injection en deux points de lysophosphatidylcholine via un cadre stéréotaxique pour générer un modèle de démyélinisation stable et reproductible chez la souris.

Une injection en deux points établie de manière stable de modèle de démyélinisation focale induite par la lysophosphatidylcholine chez la souris

Receptor-mediated lysophospholipid signaling contributes to the pathophysiology of diverse neurological diseases, especially multiple sclerosis (MS). ...

Notre modèle est très pertinent pour les maladies de démyélinisation, en particulier la sclérose en plaques. Et cela peut contribuer à l’avancement de la recherche cliniquement pertinente connexe. C’est un protocole détaillé qui pourrait directement causer une démyélinisation sévère rapidement et de manière stable chez la souris par intervention chirurgicale.Lorsque vous essayez cette technique pour la première fois, soyez patient et assurez-vous que les coordonnées sont précises. Commencez par connecter une aiguille de calibre 32 à une seringue de 5 microlitres. Retirer 5 microlitres de solution LPC pour la préparation de l’injection.Ensuite, confirmez la profondeur de l’anesthésie de la souris par l’absence de réflexe de pincement des orteils pendant que la respiration est douce. Placez la souris dans le cadre stéréotaxique avec la face dorsale vers le haut et fixez la tête avec un cône nasal et une pince dentaire. Fixez la souris à l’appareil stéréotaxique avec des barres d’oreille bilatérales.Assurez-vous que les barres d’oreille sont de niveau et que la tête est horizontale et stable. Désinfectez la peau de la tête en essuyant avec de l’iodophor. Ensuite, utilisez un scalpel pour couper une petite incision à environ 1,5 centimètre le long de la ligne médiane du cuir chevelu pour exposer le crâne.Essuyez la compétence avec un coton-tige trempé dans du peroxyde d’hydrogène à 1% jusqu’à ce que le bregma, le lambda et la fontanelle postérieure soient exposés. Placez la seringue sur l’appareil stéréotaxique. Assurez-vous du positionnement horizontal de la tête de l’animal et localisez le corps calleux.Une fois le site d’injection déterminé, notez les coordonnées et faites une marque avec un marqueur sur le crâne. Percez doucement le site marqué avec une perceuse à crâne. Prenez soin d’éviter tout saignement.Déplacez lentement l’aiguille jusqu’aux coordonnées données. Pour induire la démyélinisation du corps calleux, injecter 2 microlitres de solution de PLC à chaque site d’injection à raison de 0,4 microlitre par minute. Après l’injection, gardez l’aiguille dans chaque site pendant 10 minutes supplémentaires.Enfin, suturez la peau avec une suture 4-0 et attendez que l’animal se réveille dans les 10 minutes. L’image représentative montre la détection des légions de substance blanche via la coloration bleue rapide Luxol. D’après les résultats, une démyélinisation stable du corps calleux peut être observée 10 et 28 jours après l’injection.La quantification de la zone de démyélinisation à différents moments est présentée ici. Grâce à la coloration par immunofluorescence de la protéine basique dégradée de la myéline, une augmentation remarquable du dMBP a été observée dans le groupe injecté par LPC 10 jours après l’injection, ce qui représente une perte de myéline dans le corps calleux. L’analyse par transfert Western de l’expression de la protéine basique de la myéline, ou MBP, a montré une perte significative de MBP après injection de LPC.La bêta-actine a été utilisée comme contrôle de charge pour mesurer l’expression de base. Les images de microscopie électronique confirment l’ultrastructure myélinisée dans le corps calleux du groupe simulé et du groupe injecté par LPC. GST-pi est le marqueur de la maturation de la différenciation des cellules précurseurs d’oligodendrocytes, ou OPC.Après 10 jours d’injection de PLC, le GST-pi a diminué par rapport au groupe fictif. Dans le même temps, la capacité de prolifération des oligodendrocytes peut être reflétée par le rapport entre la prolifération des oligodendrocytes et le nombre total de cellules de la lignée oligodendrocytes. Le rapport plus élevé représente une plus grande prolifération d’oligodendrocytes après 10 jours après l’injection.Les images représentatives montrent le parcours de nage des souris dans chaque groupe, en présence de la plate-forme et après avoir retiré la plate-forme. Les résultats suggèrent que la mémoire spatiale des souris démyélinisées est significativement altérée dans le modèle d’injection LPC à deux points. Tout en essayant cette procédure, assurez-vous que le taux d’injection est précis et gardez l’aiguille dans chaque site pendant 10 minutes supplémentaires.

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La vidéo démontre l’induction d’une encéphalomyélite auto-immune expérimentale dans un modèle murin en injectant une combinaison de glycoprotéines oligodendrocytaires de myéline et de Mycobacterium tuberculosis inactivé. Le modèle permet aux chercheurs d’étudier les mécanismes de la maladie et de tester des interventions thérapeutiques.

Induction d’une encéphalomyélite auto-immune expérimentale dans un modèle murin

Cette vidéo montre la procédure d’accès chirurgical au nerf optique chez un animal anesthésié et d’administration précise de lysolécithine pour induire une démyélinisation focale, créant ainsi des conditions neuropathologiques pour une étude plus approfondie.

induction d’une démyélinisation locale dans le nerf optique à l’aide de lysolécithine

Dans cette vidéo, un modèle murin de sclérose en plaques est établi à l’aide d’encéphalomyélite auto-immune expérimentale (EAE). On injecte à la souris une émulsion contenant un peptide neuronal et un adjuvant, déclenchant une réponse immunitaire qui active les lymphocytes T autoréactifs. Ceci est suivi d’une injection de toxine coquelucheuse (PTX) pour augmenter la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique, permettant aux lymphocytes T autoréactifs d’infiltrer le cerveau. Cette...

Cette vidéo montre la génération d’un modèle murin de démyélinisation focale à l’aide d’une injection de lysophosphatidylcholine (LPC) en deux points. Le crâne d’une souris anesthésiée est exposé. Les coordonnées d’injection sont déterminées et un trou est percé pour permettre les injections de LPC aux sites ciblés. La LPC induit une démyélinisation focale des neurones via l’inflammation, tandis qu’une injection en deux points assure sa pérennité.

Etablissement d’un modèle murin de démyélinisation focale via une injection en deux points de lysophosphatidylcholine

Cette vidéo montre la méthode d’induction de la démyélinisation dans les neurones de la moelle épinière de souris à l’aide d’injections de lysolécithine, suivie d’une remyélinisation par la migration et la différenciation des cellules précurseurs d’oligodendrocytes. Le processus altère puis rétablit progressivement la transmission du signal neuronal.

Démyélinisation et remyélinisation des neurones de la moelle épinière de souris

Source : Wang, X. et. al., Osmotic Pump-based Drug-delivery for In Vivo Remyelination Research on the Central Nervous System. J. Vis. Exp. (2021)Cette vidéo montre la méthode d’administration de médicaments neurothérapeutiques à l’aide d’une pompe osmotique dans un modèle de souris démyélinisées. La libération contrôlée du médicament favorise la remyélinisation en activant les cellules productrices de myéline dans le corps calleux.

 Administration de médicaments neurothérapeutiques à l’aide d’une pompe osmotique dans un modèle de souris démyélinisées

Une nouvelle préparation ex vivo pour l'imagerie de la moelle épinière de souris. Ce protocole permet l'imagerie à deux photons d'interactions cellulaires vivants tout au long de la moelle épinière.

Deux photons Imaging of Cellular Dynamics dans la moelle épinière de souris

Les maladies démyélinisantes peuvent être modélisées chez les animaux par l’application focale de lysolécithine dans le SNC. Une seule injection de lysolécithine dans la moelle épinière de la souris produit une lésion qui se répare spontanément avec le temps. L’objectif est d’étudier les facteurs impliqués dans la démyélinisation et la remyélinisation, et de tester des agents permettant d’améliorer la réparation.

Expérimental démyélinisation et la remyélinisation de la moelle épinière murin par injection focale de lysolécithine

Le protocole présenté ici permet la reproduction d’une démyélinisation généralisée de la matière grise des deux hémisphères corticaux chez les rats Dark Agouti mâles adultes. La méthode comprend l’implantation intracérébrale d’un cathéter, l’immunisation subclinique contre la glycoprotéine oligodendrocytaire de myéline et l’injection intracérébrale d’un mélange de cytokines pro-inflammatoires à travers le cathéter implanté.

Modèle de rat de démyélinisation corticale cérébrale généralisée induite par une injection intracérébrale de cytokines pro-inflammatoires

La démyélinisation a lieu dans de multiples maladies du système nerveux central. Une technique fiable d’administration de médicaments in vivo est nécessaire pour remyéliniser les tests de dépistage de médicaments. Ce protocole décrit une méthode osmotique à base de pompe qui permet l’administration de médicaments à long terme directement dans le parenchyme cérébral et améliore la biodisponibilité du médicament, avec une large application dans la recherche sur la remyélinisation.

Administration de médicaments par pompe osmotique pour la recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central

Le présent protocole décrit l’induction d’une encéphalomyélite auto-immune expérimentale dans un modèle murin utilisant la glycoprotéine oligodendrocytaire de myéline et la surveillance du processus de la maladie à l’aide d’un système de notation clinique. Les symptômes expérimentaux liés à l’encéphalomyélite auto-immune sont analysés à l’aide d’une micro-tomodensitométrie du fémur de souris et d’un test en plein champ pour évaluer le processus de la maladie de manière exhaustive.

Induction et divers indicateurs d’évaluation de l’encéphalomyélite auto-immune expérimentale

Découvrez une méthode d'injection stéréotaxique de lysophosphatidylcholine chez la souris pour créer un modèle stable de démyélinisation focale. Ce protocole permet d'étudier les mécanismes de la sclérose en plaques et d'évaluer les pertes de myéline par analyses histologiques.

Une injection en deux points établie de manière stable de modèle de démyélinisation focale induite par la lysophosphatidylcholine chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal

Une injection en deux points établie de manière stable de modèle de démyélinisation focale induite par la lysophosphatidylcholine chez la souris

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