Tomographie cardiaque à émission de positons à haute résolution/tomodensitométrie pour petits animaux

Le protocole TEP/TDM cardiaque présenté est utile pour obtenir des informations fonctionnelles et morphologiques dans une variété de modèles de maladies cardiaques chez les petits animaux. Les avantages de l’imagerie TEP/TDM par rapport à d’autres modalités d’imagerie préclinique incluent, sans toutefois s’y limiter, une sensibilité élevée et une résolution temporelle spatiale très élevée, ainsi que la robustesse car elle ne nécessite pas de positionnement manuel des sondes par les opérateurs. L’un des principaux modèles de maladie pouvant être étudié avec ce protocole est l’infarctus du myocarde.

Cependant, d’autres maladies cardiométaboliques et la réponse au traitement peuvent être étudiées. Par exemple, notre groupe s’intéresse au rôle de l’obésité et du diabète sur le métabolisme et la fonction cardiaque. Les étapes incluses dans ce protocole peuvent être facilement suivies par des utilisateurs sans expérience.

Cependant, certaines étapes telles que les canulations de la veine caudale et les prélèvements sanguins peuvent nécessiter une certaine formation et une certaine expérience pour être effectuées de manière reproductible. Federica La Rosa, chercheuse de notre laboratoire, Federico Granziera, doctorant de l’École des hautes études Sant’Anna, et Domiziana Terlizzi, médecin vétérinaire de la Fondazione Toscana Gabriele Monasterio, feront la démonstration de la procédure. Pour commencer, placez la souris en décubitus dorsal la tête la première sur le lit du tomographe TEP/TDM en mettant son nez dans le masque nasal pour l’anesthésie et en bloquant doucement la tête du masque avec du ruban adhésif.

Fixez les membres supérieurs et inférieurs sur le lit du scanner pour éviter les mouvements involontaires pendant les procédures d’imagerie qui peuvent conduire à des artefacts de mouvement. Surveillez la température corporelle à l’aide d’une sonde rectale et la fréquence respiratoire à l’aide d’un oreiller respiratoire. Pour les souris, prélever 100 à 150 microlitres de 10 mégabecquerels fluor-18 FDG à l’aide d’une seringue à insuline.

Si la concentration initiale du traceur dans le flacon est élevée, diluez le traceur avec une solution saline jusqu’à une concentration de 50 à 100 mégabecquerels par millilitre. Utilisez le calibrateur de dose TEP pour mesurer l’activité réelle dans la seringue. Annotez l’activité de pré-injection et le temps de mesure, car ces valeurs seront utilisées ultérieurement à l’aide de modules d’entrée spécifiques de l’interface utilisateur graphique du scanner TEP.

Si vous utilisez de l’ioméprol, réglez le débit d’injection à 10 millilitres par heure et le volume à 0,5 millilitre. Connectez la seringue à la pompe de seringue et réglez la pompe en fonction de la taille et du diamètre réels de la seringue, puis connectez la seringue à la tubulure et à l’aiguille CA et préremplissez la tubulure avec l’AC. Réglez le débit d’injection à 10 millilitres par heure, en limitant le volume d’injection à 0,5 millilitre. Pour l’injection d’ioméprol, utilisez une pompe à seringue permettant une injection lente à un débit constant, avec un débit d’injection déjà réglé de 10 millilitres par heure.

En limitant le volume d’injection à 0,5 millilitre, arrêtez l’injection après trois minutes. Après vous être assuré que la tubulure et l’aiguille sont préremplies d’AC, connectez l’aiguille attachée au tube CA à la canule de la veine de la queue. Commencez l’injection.

Fermez le couvercle du scanner et préparez-vous pour le Cine-CT scan. Appuyez sur le bouton Continuer de l’interface utilisateur du tomographe 60 secondes après le début de l’injection pour que l’acquisition Cine-CT soit lancée. L’injection d’AC s’arrêtera à peu près en même temps que la fin de la ciné-tomodensitométrie.

Ouvrez les images DICOM de la TEP dynamique. Sélectionnez le module de plug-in coeur. Zoomez sur l’image de la souris ou du cœur de rat et sélectionnez la dernière période ou la somme des trois à cinq dernières périodes pour lesquelles la majeure partie de l’activité du pool sanguin a déjà été éliminée.

Suivez les instructions à l’écran pour réorienter l’image le long de l’axe principal du cœur de l’animal. Faites-le de manière interactive en déplaçant les marqueurs affichés pour la base cardiaque et l’apex. Ensuite, sélectionnez l’outil Segmentation.

Si le résultat de la segmentation automatique n’est pas acceptable, affinez la forme du myocarde segmenté ou de la cavité du ventricule gauche en activant la recherche de retour sur investissement en mode manuel désactivée. Dans l’outil de modélisation, sélectionnez le modèle cinétique approprié ou l’analyse TEP dynamique. Dans ce cas, sélectionnez graphique, puis Patlak pour activer l’analyse du diagramme Patlak afin de calculer le taux métabolique d’absorption du glucose pour chaque secteur cardiaque.

Ensuite, dans l’outil de carte polaire, sélectionnez le nombre correct de segments cardiaques affichés. Dans ce cas, sélectionnez 17 segments. Maintenant, appuyez sur le bouton Fit pour effectuer la procédure d’ajustement de l’analyse Patlak.

À la fin de la procédure d’ajustement, observez la carte polaire affichée des valeurs KI. Chargez les images DICOM du Cine-CT scan dans le logiciel. Ouvrez ensuite le jeu de données dynamique avec la visionneuse 4D intégrée.

Et à l’aide de l’outil 3D multijoueur reformation ou MPR, réorientez les données d’image le long de l’axe court. Exportez les données réorientées vers DICOM, en veillant à ce que l’ensemble des données 4D soient exportées avec une épaisseur de tranche préservée et une profondeur de bits d’image de 16 bits par voxel. Ouvrez les images 4D MPR exportées à l’aide de la visionneuse 4D, puis sélectionnez une période correspondant à la fin de la diastole et parcourez toutes les périodes avec le curseur temporel dans la barre d’outils principale pour vous assurer que la phase cardiaque correcte est sélectionnée.

Sur cette période, choisissez l’outil d’annotation de polygone fermé et délimitez manuellement la paroi endocardique du ventricule gauche. Faites de même pour 10 à 20 tranches de la base au sommet en vous assurant que tous les ROI ont le même nom. Ensuite, dans le menu ROI, sélectionnez Volume ROI, puis générez les ROI manquants pour générer les ROI sur toutes les tranches d’axe court par interpolation des ROI dessinés manuellement.

Sélectionnez ensuite le volume ROI, suivi du volume de calcul pour calculer le volume du groupe ROI portant le même nom de retour sur investissement. Ensuite, parcourez les périodes, sélectionnez une phase correspondant à la systole de fin et calculez le volume du groupe de retour sur investissement avec le même nom de retour sur investissement que celui démontré. Enfin, calculez le volume de course et la fraction d’éjection à l’aide de l’équation décrite dans le manuscrit.

Les résultats de la segmentation automatique du myocarde et de la cavité du ventricule gauche d’une souris CD1 témoin sont présentés ici. Même chez les sujets sains, des valeurs reconstruites plus faibles autour de l’apex sont couramment observées dans la TEP. L’analyse graphique de Patlak a démontré un exemple de l’IC régional, le nuage de points et l’analyse de régression linéaire, ainsi que les valeurs de la pente et de l’interception de l’ajustement linéaire effectuées sur chaque segment ainsi que le coefficient de détermination correspondant.

Chez le rat sain, différentes formes et tailles du ventricule gauche sont montrées pour les phases diastolique terminale et systolique. Avec la reconstruction 3D du volume segmenté du ventricule gauche, le calcul des volumes a abouti à un volume diastolique final de 0,361 millilitre et à un volume systolique final de 0,038 millilitres. Un rendu volumique du même cœur de rat pour la diastole terminale et la systole terminale permet de représenter les chambres et les vaisseaux améliorés par l’iode afin que leur valeur soit plus qualitative que quantitative.

Maintenez le niveau d’anesthésie et vérifiez souvent les paramètres physiologiques de l’animal pendant l’étude. De plus, une vérification initiale de la perméabilité de la canulation doit être effectuée pour éviter les injections infructueuses. En raison de la nature non invasive de cette étude, l’animal peut être récupéré après la procédure et la désintégration du traceur radioactif afin que virtuellement, toute autre méthode d’investigation puisse être appliquée.

Sinon, si l’animal doit être euthanasié après l’imagerie TEP/TDM, toutes les analyses ex vivo standard sur les tissus excités peuvent être effectuées.