Name: Une méthode peu coûteuse de mesure de la productivité primaire in situ des communautés de périphytons des eaux lentiques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-16T13:05:00.000+00:00
Duration: 6 min 2 s
Description: Découvrez une méthode peu coûteuse et transportable pour mesurer la productivité primaire des communautés de périphytons in situ dans les eaux lentiques. Cette technique non invasive permet des mesures simultanées sur plusieurs sites.

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Cette étude a été soutenue par la Fondation tchèque des sciences (GACR 19-05791S), RVO 67985939, et par la CAS dans le cadre du programme de la Stratégie AV 21, Sauvegarde et récupération des terres. Un grand merci à Ondřej Sihelský pour avoir pris les photos sur le terrain - sans lui, le tournage aurait été un enfer complet. Le projet ne serait pas possible sans une coopération étroite avec les entreprises, Palivový Kombinát Ústí s.p. et Sokolovská Uhelná, qui ont fourni l’accès aux localités étudiées.

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<li>Sanz-Martín, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+carbon-and+oxygen-based+primary+productivity+in+the+Arctic+Ocean%2C+svalbard+archipelago%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Relationship between carbon-and oxygen-based primary productivity in the Arctic Ocean, svalbard archipelago.</a> Frontiers in Marine Science. 6, 468(2019).</li>
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<li>Jönsson, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+14C-incubation+technique+for+measuring+microphytobenthic+primary+productivity+in+intact+sediment+cores%5BTitle%5D)+AND+%22Limnology+and+Oceanography%22%5BJournal%5D)">A 14C-incubation technique for measuring microphytobenthic primary productivity in intact sediment cores.</a> Limnology and Oceanography. 36 (7), 1485-1492 (1991).</li>
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<li>Šimek, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatio-temporal+patterns+of+bacterioplankton+productivity+and+community+composition+related+to+phytoplankton+composition+and+protistan+bacterivory+in+a+dam+reservoir%5BTitle%5D)+AND+%22Aquatic+Microbial+Ecology%22%5BJournal%5D)">Spatio-temporal patterns of bacterioplankton productivity and community composition related to phytoplankton composition and protistan bacterivory in a dam reservoir.</a> Aquatic Microbial Ecology. 51 (3), 249-262 (2008).</li>
</ol>

Les auteurs confirment qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

La méthodologie décrite dans cet article est basée sur le principe de la technique de l’oxygène en bouteille claire et foncée en combinaison avec la technique non invasive de mesure de la concentration d’O2 à l’aide de capteurs optiques d’oxygène. Ce système permet la mesure parallèle de différents paramètres d’incubation car la fibre optique pour mesurer O2 peut être déplacée rapidement d’une bouteille à l’autre. Les communautés benthiques de différentes profondeurs peuvent différer par leur compos...

La productivité primaire est la seule entrée du carbone autochtone dans les systèmes aquatiques qui forment l’ensemble du réseau trophiquedu système 1. Par conséquent, l’estimation précise de la productivité primaire est une étape essentielle pour comprendre le fonctionnement des écosystèmes aquatiques. Les zones littorales sont des zones de productivité primaire et de biodiversité élevées. En plus du phytoplancton, le périphyton (ci-après appelé tapis microbien) et les macroalgues sont supposés contribuer de manière significative à la productivité primaire dans les zones littorales2. En raison de leur mode de vie sessile et de leur grande hétérogénéité spatiale, la quantification de la productivité primaire n’est pas anodine. 
La productivité primaire est principalement déterminée par l’intensité lumineuse, la température, la disponibilité des nutriments et la distribution des espèces ioniques du système carbonaté dans les profondeurs respectives des zones euphotiques 3,4. La profondeur influence nettement la distribution spatiale des tapis microbiens. Les communautés microbiennes doivent faire face aux effets néfastes d’une irradiation élevée et de variations saisonnières prononcées de température à faible profondeur et à une intensité lumineuse plus faible à des profondeurs plus élevées. En plus du gradient de profondeur, les interactions trophiques dynamiques génèrent des motifs spatiaux multiples et complexes à différentes échelles5. Ce système complexe est compliqué à simuler en laboratoire. La façon la plus précise de déduire l’activité métabolique des producteurs primaires individuels à partir des zones littorales est de mettre en place des expériences in situ.
La méthodologie présentée dans le présent document est basée sur la méthode traditionnellede la chambre 2,6,7, ainsi que sur une barge flottante transportable et facile à construire à faible coût. Cela permet de mesurer la productivité primaire à différentes profondeurs sous le spectre de la lumière naturelle, la température et la distribution différente des espèces ioniques du système carbonaté avec la profondeur. La méthode est basée sur le principe de l’oxygène en bouteille clair par rapport à l’oxygène foncé, qui a d’abord été utilisé pour mesurer la photosynthèse du phytoplancton 6 et est encore couramment utilisé 6,7. Il compare le taux de variation de l’oxygène dans les bouteilles conservées à la lumière (ce qui inclut les effets de la productivité primaire et de la respiration) avec ceux maintenus dans l’obscurité (respiration seulement)8. La méthode utilise l’évolution de l’oxygène (photosynthèse) comme indicateur de la productivité primaire. Les variables mesurées sont la productivité nette de l’écosystème (NEP, comme un changement de la concentration d’O2 au fil du temps dans des conditions de lumière) et la respiration de l’écosystème (RE, comme un changement de la concentration d’O2 au fil du temps dans l’obscurité). La productivité brute des écosystèmes (BPE) est le calcul de la différence entre les deux (tableau 1). Le terme « écosystème » est utilisé ici pour indiquer que le périphyton est composé d’organismes autotrophes et hétérotrophes. L’amélioration la plus significative de cette méthode traditionnelle en chambre est l’utilisation de capteurs optiques d’oxygène non invasifs et l’optimisation de cette méthode principalement planctonique pour mesurer la productivité primaire périphyte.
La technique est décrite dans l’exemple de la mesure de tapis microbiens dans la zone littorale des lacs post-miniers nouvellement apparus en République tchèque-Milada, Most et Medar. L’activité métabolique des tapis microbiens est déterminée à l’aide de mesures in situ directes des flux d’O2 effectuées directement à des profondeurs spécifiques, où les communautés étudiées se trouvent naturellement. L’activité hétérotrophe et phototrophe est mesurée dans des bouteilles en verre fermées équipées de capteurs optiques d’oxygène non invasifs. Ces capteurs détectent la pression partielle de l’oxygène en utilisant la fluorescence de colorants photosensibles. Les flacons avec tapis microbiens sont suspendus et incubés sur un dispositif flottant aux profondeurs appropriées. La concentration d’oxygène à l’intérieur des bouteilles a été mesurée en continu pendant la période de clarté à partir du petit bateau.
Des échantillons de tapis microbiens intacts sont prélevés et placés dans des bouteilles d’incubation étanches aux gaz à des profondeurs désignées par les plongeurs. Chaque bouteille est équipée d’un microcapteur optique d’oxygène non invasif, qui surveille la productivité/consommation de l’O2 dans le temps. Toutes les mesures sont effectuées en cinq paires sombre/lumière répliquées dans chaque profondeur. La température et l’intensité du rayonnement photosynthétiquement actif (PHAR) sont mesurées à des profondeurs respectives tout au long de l’incubation. Après 6 h d’incubation in situ (heures de clarté), les tapis microbiens sont récoltés dans les bouteilles et séchés. Les flux O2 sont normalisés à la biomasse microbienne. À titre de témoin, les flux sont corrigés en fonction des changements dans la concentration d’O2 dans des bouteilles étanches aux gaz clairs et foncés distinctes (témoins vierges) contenant de l’eau de lac sans biomasse microbienne. Vous trouverez ci-dessous des instructions détaillées pour la construction de la barge flottante et la réalisation de l’ensemble de l’expérience étape par étape. Cet article présente également des résultats représentatifs des mesures de tapis microbiens à deux profondeurs (1 m et 2 m), avec cinq répétitions à chaque profondeur. La température réelle et l’intensité lumineuse ont été mesurées pendant toute l’expérience à l’aide d’enregistreurs de données.

<table><tbody><tr><td>Angle en aluminium profilé en L 40 x 40 mm x 3 mm, longueur 2 000 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Barre plate en aluminium 40 x 3 x 350 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Godet 15 L avec remplissage en béton&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mousqueton avec verrou à vis 50 x 5 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ruban électrique noir</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Polystyrène extrudé (XPS) 500 x 200 x 150 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fibox 3 LCD trace</td><td>PreSens Precision Sensing GmbH</td><td></td><td>Oxymètre à fibre optique autonome</td></tr><tr><td>Hondex PS-7 Sondeur portable</td><td>Hondex&nbsp ; - Honda Électronique</td><td></td><td>pour mesurer les distances dans l’eau - jusqu’à la mesure de la profondeur du fond ; https://www.honda-el.net/industry/ps-7e</td></tr><tr><td>KORKEN - bocal en verre étanche</td> bouteilles d’incubation <td>IKEA</td><td></td> de 0,5 L <td>; https://www.ikea.com/cz/en/p/korken-jar-with-lid-clear-glass-70213545/</td></tr> <tr><td>crochet en métal&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Capteur d’oxygène Spot SP-PSt3-NAU-D5</td><td>PreSens Precision Sensing GmbH</td><td></td><td>Capteur d’oxygène optique non invasif pour les mesures en conditions réelles</td></tr><tr><td>SCOUT canoë infantable</td><td>GUMOTEX</td><td></td><td>https://www.gumotexboats.com/en/scout-standard#0000-044667-021-13/11C</td></tr><tr><td>Vis 10 x 170 mm avec écrous</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>hexagonaux Vis 4 x 15 mm avec hexagonale écrous</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vis 4 x 15 mm avec écrous</td><td></td><td></td><td></td>papillonnés</tr><tr><td>Mousquetons 50 x 5 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mousqueton en acier 50 x 5 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chaîne en acier avec fil diamètre 3 mm, maillon intérieur 5,5 x 26 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chaîne en acier, 5 m</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>brosse à</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr>dents<td>pince à épiler</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rondelle 10 x 50 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rondelle 4 x 10 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rondelle 4 x 10 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

une méthode peu coûteuse de mesure de la productivité primaire in situ des communautés de périphytons des eaux lentiques

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

La mesure de la productivité primaire in situ du périphyton pendant le gradient de la saison de croissance peut élucider l’effet quantitatif des facteurs environnementaux (principalement la concentration de phosphore et l’intensité lumineuse) et de la composition des espèces sur la productivité primaire. La productivité primaire est principalement déterminée par l’intensité lumineuse, la température, la disponibilité des nutriments et la distribution des espèces ioniques du système carbonaté dans les profondeurs respectives de la zone euphotique. C’est un système complexe qui est très difficile à simuler en laboratoire. Cette barge flottante bon marché, transportable et facile à construire permet de mesurer la productivité primaire avec précision, directement dans les conditions naturelles réelles. La méthodologie est basée sur la mesure de la productivité primaire en temps réel à l’aide de capteurs d’oxygène non invasifs intégrés dans des bocaux en verre hermétiquement fermés, permettant une surveillance en ligne du flux d’oxygène et fournissant de nouvelles informations sur les activités métaboliques. Des mesures saisonnières détaillées in situ de la productivité primaire brute de tapis microbiens (ou d’autres organismes benthiques) peuvent améliorer les connaissances actuelles sur les processus contrôlant la dynamique de la productivité primaire dans les eaux lentiques.

<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64078/64078fig05.jpg"> Figure 5 : Productivité écosystémique nette et brute des tapis microbiens pendant la journée. (A) Productivité de l’écosystème des filets de bouteilles légères : données temporelles sur la productivité nette en oxygène des tapis microbiens des bouteilles lumineuses. Le changement de concentration d’oxygène dans les bouteilles d’incubation a été mesu...

On présente ici une méthode/installation rentable et transportable pour mesurer la productivité primaire des tapis microbiens dans des conditions réelles de température et de lumière ambiantes in situ . L’installation expérimentale est basée sur des matériaux largement disponibles et peut être utilisée dans diverses conditions tout en offrant les avantages des modèles en laboratoire.

Une méthode peu coûteuse de mesure de la productivité primaire in situ des communautés de périphytons des eaux lentiques

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers ...

Une mesure détaillée in situ de la productivité brute du périphyton ou de tout microorganisme aquatique dans un site approprié peut améliorer les connaissances actuelles sur les processus contrôlant la dynamique de productivité primaire dans les eaux lentiques. Les principales améliorations apportées aux méthodes proposées sont le caractère non invasif, le rapport coût-efficacité et la possibilité de mesures simultanées à divers endroits. Il permet également la collecte de données volumineuses sans frais supplémentaires.En remplaçant la barge dans la conduite des expériences, utilisez un kayak gonflable car il est facilement transportable. Sélectionnez un endroit avec une profondeur idéale pour ancrer le flotteur. Ensuite, attachez la barge assemblée derrière la poupe du bateau et abaissez délicatement l’ancre le long du côté du bateau.Alignez l’ancre en l’accrochant légèrement sous la surface de l’eau afin que le flotteur puisse être facilement remorqué avec l’ancre à l’endroit avec la profondeur requise. Une fois arrivé sur place, détachez l’ancre du bateau et abaissez-la au fond, puis fixez la barge à la chaîne d’ancre et aux chaînes pour attacher les bouteilles d’incubation à la barge. Pour préparer les bouteilles d’incubation, fixez des capteurs optiques d’oxygène sur la paroi interne des bouteilles transparentes de 0,5 litre à col large avec des joints étanches aux gaz, puis créez une couche opaque pour les bouteilles de traitement sombres en les enveloppant de ruban électrique noir.Découpez un petit trou à l’endroit du capteur optique placé et assurez-vous que le trou coupé est légèrement plus petit que le diamètre du capteur pour empêcher la lumière de pénétrer dans la bouteille. Placez les bouteilles d’incubation dans la boîte portable et plongez avec la boîte à la profondeur respective sans perturber les sédiments dans l’eau environnante. Ensuite, à l’aide de longues pincettes, remplissez soigneusement les échantillons dans les flacons d’incubation, en prenant soin de ne pas trop perturber la biomasse de l’échantillon.Si les tapis microbiens poussent sur une surface solide telle qu’une petite pierre, transférez soigneusement la pierre entière avec la biomasse intacte dans la bouteille. Remplissez une paire de bouteilles claires et foncées avec de l’eau propre des profondeurs respectives sans sédiments pour servir de témoins vides. Après vous être assuré que l’eau de toutes les bouteilles d’incubation est propre et ne contient aucun sédiment perturbateur, apportez les bouteilles fermées au bateau ancré à la barge flottante.Fixez les deux premières paires de flacons d’incubation aux mousquetons de la première chaîne, puis mesurez la concentration initiale d’oxygène dans chaque bouteille à l’aide du compteur d’oxygène à fibre optique. Fixez le câble optique du compteur au capteur d’oxygène monté à l’intérieur de la bouteille et, en quelques secondes, lisez la concentration d’oxygène dans le compteur et enregistrez la valeur mesurée. Immédiatement après la mesure, abaissez soigneusement la chaîne avec les bouteilles attachées dans l’eau, en veillant à ce que les bouteilles d’incubation soient placées à la même profondeur que celle à partir de laquelle la biomasse qui y a été placée a été échantillonnée.Après une heure, mesurez à nouveau la concentration d’oxygène en tirant soigneusement chaque chaîne avec les bouteilles dans le bateau. La lecture de la valeur d’oxygène a été démontrée précédemment et l’abaissement des échantillons dans l’eau à nouveau. Après avoir terminé toutes les mesures, sortez les échantillons des flacons d’incubation et frottez le tapis microbien cultivé à la surface d’une substance dure comme la pierre avec une brosse à dents ou un petit couteau, puis transférez le contenu dans des flacons en plastique.Une augmentation de la concentration d’oxygène au fil du temps est apparente à la fois dans les flacons témoins et les flacons d’échantillons exposés à la lumière, ce qui indique une productivité nette de l’écosystème. Néanmoins, la pente d’augmentation est significativement plus élevée dans les bouteilles avec des échantillons de tapis microbiens. Le changement de la concentration d’oxygène au fil du temps dans les bouteilles sombres est la somme de la respiration autotrophe et hétérotrophe.Dans ce cas, la pente de concentration d’oxygène dans la bouteille témoin n’est pas significativement différente de zéro. En soustrayant les taux de respiration de la productivité nette de l’écosystème, on obtient les taux de productivité brute de l’écosystème et les données sont bien conformes à la définition. Une application pratique de cette méthode a été réalisée dans les champs de trois lacs post-miniers qui montrent la productivité brute de l’écosystème de la communauté périphyte pendant la saison de végétation.Pendant le processus d’échantillonnage de la biomasse sous l’eau, il est important de s’assurer qu’aucune bulle d’air ne reste piégée à l’intérieur des bouteilles d’incubation une fois qu’elles sont fermées après l’ajout des échantillons. En utilisant cette procédure, il est possible de quantifier l’échange d’oxygène entre le plan d’eau et tout organisme ou communauté d’organismes d’une taille appropriée. Cette méthode permet d’étudier la productivité primaire tout au long de l’année de l’organisme sélectionné in situ en rendant la condition naturelle autant que possible, donnant ainsi une meilleure idée de son importance relative pour le métabolisme du carbone tout au long de la vie.

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Pour mesurer les taux potentiels de sol activités enzymatiques extracellulaires, des substrats synthétiques qui sont liés à un colorant fluorescent sont ajoutés à des échantillons de sol. L'activité enzymatique est mesurée en tant que le colorant fluorescent est libéré du substrat par une réaction catalysée par une enzyme, où la fluorescence est élevé, plus la dégradation du substrat.

À haut débit Fluorometric Mesure de sol Potentiel activités enzymatiques extracellulaires

lysimetry sur le terrain et l'eau interstitielle échantillonnage permettent aux chercheurs d'évaluer le devenir des produits chimiques appliqués sur les sols et la végétation établie. L'objectif de ce protocole est de démontrer comment installer l'instrumentation nécessaire et recueillir des échantillons pour l'analyse chimique pendant lysimetry de domaine intégré et expériences d'échantillonnage de l'eau interstitielle.

Lysimetry intégré sur le terrain et l&#39;eau interstitielle d&#39;échantillonnage pour l&#39;évaluation de la mobilité chimiques dans les sols et la végétation établie

L’objectif de cette procédure est de démontrer la reproductibilité et l’adaptabilité de l’utilisation d’un format de plaque de microtitration pour le criblage de microalgues. Ce criblage rapide combine la fluorométrie WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) pour mesurer le rendement photosynthétique en tant qu’indicateur de la santé du photosystème II (PSII) avec des co-cultures bactériennes-algales de petit volume.

Un essai biologique de petit volume pour évaluer bactérienne / phytoplancton co-culture avec de l&#39;eau-Pulse-modulé en amplitude (EAU-PAM) Fluorimétrie

Nous présentons le VacuSIP, une méthode simple, non intrusive et fiable pour un échantillonnage ponctuel propre et précis de l’eau. Le système a été mis au point et évalué pour la collecte simultanée de l’eau inhalée et expirée par les suspensions benthiques in situ, afin de mesurer proprement l’élimination et l’excrétion des composés particulaires et dissous.

VACUSIP, une méthode Inex améliorée pour<em&gt; In Situ</em&gt; Mesure des particules et composés dissous transformés par suspensivores actifs

Nous présentons une méthode simple et peu coûteuse pour construire un enregistreur de données open source qui mesure la conductance de cryptogames vasculaires ainsi que la température ambiante et l’humidité. Nous décrivons la conception matérielle de l’enregistreur de données et fournir des instructions d’assemblage étape par étape, la liste de logiciel d’enregistrement requis d’open source, le code permettant d’exécuter l’enregistreur de données et un protocole d’étalonnage.

BtM, un enregistreur de données Open source Low-cost pour estimer la teneur en eau des cryptogames vasculaires

Les flux de carbone dans la cryosphère ne sont guère encore évalués, mais sont cruciaux en ce qui concerne le changement climatique. Ici, nous montrons un nouveau prototype de dispositif qui capture le potentiel phototrophique dans des environnements supraglaciaires basés sur l'émission de fluorescence induite par le laser (L.I.F.E.) technologie offrant des données de haute résolution spectrale et spatiale dans des conditions in situ.

Émission de fluorescence induite par le laser (L.I.F.E.) comme nouvel outil non invasif pour la mesure in situ des biomarqueurs dans les habitats cryosphériques

Le fluoromètre à taux de répétition rapide (FRRf) est une méthode bénéfique pour mesurer la photophysiologie du photosystème II et la productivité primaire. Nous décrivons ici un protocole pour mesurer la photophysiologie PSII de l’algue épizoïque, Colacium sp. sur substrat zooplancton en utilisant FRRf de type cuvette.

Mesure de la photophysiologie du stade attaché de Colacium sp. par un fluoromètre à taux de répétition rapide de type cuvette

Découvrez une méthode peu coûteuse et transportable pour mesurer la productivité primaire des communautés de périphytons in situ dans les eaux lentiques. Cette technique non invasive permet des mesures simultanées sur plusieurs sites.

Une méthode peu coûteuse de mesure de la productivité primaire in situ des communautés de périphytons des eaux lentiques

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