Name: Le cochon miniature : un grand modèle animal pour la recherche sur les implants cochléaires (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-07-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 16 s
Description: Découvrez la chirurgie d'implantation cochléaire chez le porc miniature pour la recherche sur les implants auditifs et la thérapie génique. Ce modèle animal présente des similarités anatomiques avec l'humain.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Cette étude a été financée par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (n° 81970890) et du projet d’incitation à la performance de l’Institut de recherche scientifique de Chongqing (n° 19540). Nous remercions Anandhan Dhanasingh et Zhi Shu de la société MED-EL pour leur soutien.

Toutes les procédures et chirurgies animales ont été effectuées conformément aux directives du Comité d’éthique de l’Hôpital général de l’APL et ont été approuvées.
1. Anesthésie et préparation chirurgicale
<ol><li>Injectez au porc (mâle, 2 mois, 5 kg) musculairement avec de la tilétamine et du zolazépam avec une dose de 10-15 mg / kg et intuber avec un tube endotrachéal français 5.5. Maintenir l’anesthésie par respiration assistée par ventilateur avec inhalation d’isofluorane. Surveillez la saturation en oxygène (>90%), la respiration (15-20 / min) et la fréquence cardiaque (60-120 battements / min) à l’aide de la pince d’oxymétrie de pouls d’un moniteur ECG, qui est connecté à la langue du porc.</li>
	<li>Placez le mini-porc en position latérale gauche (lorsque le côté droit doit être implanté) sur un coussin chauffant à régulation thermostatique pour éviter l’hypothermie. Confirmez que le porc est anesthésié adéquatement à l’aide de divers stimuli. Assurez-vous de l’absence de toute réponse (p. ex., réflexe de pincement des orteils). Appliquez une pommade lacrymale artificielle sur les yeux du miniporc pour empêcher la cornée de sécher. Gardez les yeux fermés à l’aide d’un timbre médical.</li>
	<li>Rasez la zone chirurgicale autour du lobe de l’oreille, en la maintenant de 10 cm de diamètre (Figure 1) et désinfectez-la avec trois écouvillons alternés d’iode et d’alcool dans un mouvement circulaire du centre vers l’extérieur. Couvrez la zone chirurgicale avec des champs chirurgicaux stériles.</li>
	<li>Couvrez le microscope avec un manchon en plastique stérile et retirez les parties recouvrant les oculaires et l’objectif.</li>
</ol>2. Intervention chirurgicale
<ol><li>Localisez le site de projection de surface de la cochlée à 1 cm derrière le sillon auriculaire postérieur au niveau du lobe de l’oreille. Faites une incision postauriculaire d’environ 5 cm de long avec le site de projection comme centre à l’aide d’un scalpel #15. Diviser le tissu sous-cutané, la glande parotide et le muscle sternocléidomastoïdien avec des micro-ciseaux pour exposer la surface de l’os mastoïdien (Figure 2A). Utilisez la cautérisation bipolaire lorsque nécessaire pour minimiser les saignements.</li>
	<li>Mastoïdectomie corticale<ol><li>Percer la mastoïde à la projection superficielle de la cochlée sur l’os mastoïdien (Figure 2B) jusqu’au conduit auditif externe (CAE), qui est dense et bleu pâle (Figure 2C). Veillez à ne pas endommager le segment vertical pâle ou rougeâtre du nerf facial dorsal à l’EAC pour éviter les saignements (Figure 2C). REMARQUE: Si le nerf facial est endommagé, la cautérisation bipolaire est un bon choix pour arrêter le saignement.</li>
	</ol></li>
	<li>Exposez le tympan en forant l’os entourant l’EAC osseux postérieur (figure 2D). Séparez la peau de l’EAC et du nerf facial avec une aiguille hypodermique pour éviter d’endommager le nerf facial. Repoussez délicatement la peau de l’EAC pour exposer le tympan (y compris la chaîne ossiculaire) et la niche de fenêtre ronde (figure 3A).</li>
	<li>Exposez la membrane ronde de la fenêtre. Retirez la niche de fenêtre ronde à l’aide d’une petite bavure diamantée et maintenez une irrigation par aspiration continue pour exposer le tour basal de la cochlée et la membrane ronde de la fenêtre (figure 3B).</li>
	<li>Réparez le package du récepteur. Séparez le muscle pariétal crânien pour former une poche juste assez grande pour le récepteur. Placez l’emballage récepteur interne dans la poche musculaire et fixez-le avec une suture de fixation.</li>
	<li>Insérez le réseau d’électrodes, qui est relié à un récepteur fixé dans une poche musculaire, en ouvrant la membrane de la fenêtre ronde avec un couteau microchirurgical tranchant et en insérant le réseau à l’aide de micro-pinces lentement, régulièrement et continuellement par rapport au modiolus de la cochlée (Figure 3C). Suturer l’incision chirurgicale avec une suture résorbable 2-0.</li>
	<li>Mesures ECAP REMARQUE: La configuration est composée d’un PC avec le logiciel MAESTRO connecté à l’implant cochléaire (IC) du patient via le dispositif de stimulation (interface de programmation MAX) et la bobine CI.<ol><li>Connectez magnétiquement la bobine CI au récepteur CI à travers la peau. Confirmer l’intégrité de l’IC et vérifier l’impédance de l’électrode pour tous les canaux avant les mesures ECAP à l’aide de la fonction de télémétrie de l’IC, qui est effectuée automatiquement par MAESTRO Software (Figure 4A,B).</li>
		<li>Effectuer les mesures ECAP comme décrit précédemment19. Sélectionnez le module ECAP, choisissez les 12 électrodes pour la stimulation et attendez que les tests ECAP des électrodes soient terminés. Voir le tableau des matériaux pour le logiciel et le dispositif de stimulation utilisés pour mesurer les réponses ECAP. Stimuler les 12 électrodes pour les mesures ECAP à l’aide de stimuli biphasiques d’une durée de phase de 30 μs, avec un paradigme de polarité alternative, avec une moyenne de plus de 25 itérations et un taux de stimulation de 45,1 impulsions/s.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Soins postopératoires
<ol><li>Continuez à surveiller le mini-cochon pour éviter les dommages dus à un mouvement inconscient jusqu’à ce qu’il ait repris suffisamment conscience pour maintenir la position couchée sternale. Placez le minicochon sur le coussin chauffant à régulation thermostatique pour éviter l’hypothermie.</li>
	<li>Replacez le mini-cochon seul dans sa cage familiale.</li>
	<li>Injectez des antibiotiques pour prévenir l’infection postopératoire pendant 7 jours.</li>
	<li>Vérifiez le mini-porc pour détecter les symptômes de blessures vestibulaires telles que le nystagmus, les cercles ou le retournement.</li>
</ol>4. TDM postopératoire
<ol><li>Administrer une injection intramusculaire de pentobarbital sodique à 3% 1 ml / kg et 0,1 ml / kg de sulforaphane au miniporc pour induire l’anesthésie. Utilisez une plaque chauffante à 37 °C pour la garder au chaud. Après 3 ou 5 minutes, un scanner peut être effectué.</li>
	<li>Pour confirmer la position correcte du réseau d’électrodes, narcotisez le mini-porc avec de la tilétamine et du zolazepam 1 semaine après l’opération. Effectuer le scanner et la reconstruction 3D20 à l’aide de la plateforme de calcul d’images 3D slicer (voir le tableau des matériaux). Importez les données DICOM du CT et effectuez le module de rendu de volume pour obtenir des images 3D de l’IC.</li>
</ol>

<ol><li>World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing">https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing</a> (2021).</li>
<li>Lee, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+course+of+residual+hearing+preservation+with+a+slim%2C+modiolar+cochlear+implant+electrode+array%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array.</a> American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382(2022).</li>
<li>Lorens, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Binaural+advantages+in+using+a+cochlear+implant+for+adults+with+profound+unilateral+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Oto-Laryngologica%22%5BJournal%5D)">Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss.</a> Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).</li>
<li>Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+cochlear+implantation+in+the+elderly%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Otolaryngology+%26+Head+and+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">The use of cochlear implantation in the elderly.</a> Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).</li>
<li>Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Future+of+implantable+auditory+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngologic+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Future of implantable auditory devices.</a> Otolaryngologic Clinics of North America. 52 (2), 363-378 (2019).</li>
<li>Colesa, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+chronically-implanted+mouse+model+for+studies+of+cochlear+health+and+implant+function%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function.</a> Hearing Research. 404, 108216(2021).</li>
<li>Toulemonde, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+efficacy+of+dexamethasone-eluting+electrode+array+on+the+post-implant+cochlear+fibrotic+reaction+by+three-dimensional+immunofluorescence+analysis+in+Mongolian+gerbil+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinic+Medicine%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea.</a> Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315(2021).</li>
<li>King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+physiological+and+behavioral+system+for+hearing+restoration+with+cochlear+implants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).</li>
<li>Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+extracochlear+multichannel+electrical+stimulation+to+relieve+tinnitus+and+reverse+tinnitus-related+auditory-somatosensory+plasticity+in+the+cochlear+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromodulation%22%5BJournal%5D)">Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus.</a> Neuromodulation. , (2021).</li>
<li>Yi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniature+pigs%3A+A+large+animal+model+of+cochlear+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation.</a> American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).</li>
<li>Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+stimulation+and+behavioral+training+differentially+transform+temporal+processing+in+the+inferior+colliculus+and+primary+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex.</a> Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).</li>
<li>Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+bilateral+cochlear+implant+stimulation+partially+restores+neural+binaural+sensitivity+in+neonatally-deaf+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits.</a> The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).</li>
<li>Mantokoudis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lamb+temporal+bone+as+a+surgical+training+model+of+round+window+cochlear+implant+electrode+insertion%5BTitle%5D)+AND+%22Otology+%26+Neurotology%22%5BJournal%5D)">Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion.</a> Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).</li>
<li>de Abajo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+implantation+and+reimplantation+of+cochlear+implant+electrodes+in+an+in+vivo+animal+experimental+model+%28Macaca+fascicularis%29%5BTitle%5D)+AND+%22Ear+and+Hearing%22%5BJournal%5D)">Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis).</a> Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).</li>
<li>Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+bone+characterization+and+cochlear+implant+feasibility+in+the+common+marmoset+%28Callithrix+jacchus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus).</a> Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).</li>
<li>Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+pathogenic+insights+from+large+animal+models+of+neurodegenerative+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+%26+Cell%22%5BJournal%5D)">New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases.</a> Protein & Cell. , (2022).</li>
<li>Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Raising+and+pathogen+purification+of+Chinese+experimental+mini-pig%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science+and+Administration%22%5BJournal%5D)">Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig.</a> Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).</li>
<li>Guo, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+morphology+and+electrophysiology+of+the+cochlea+of+the+miniature+pig%5BTitle%5D)+AND+%22The+Anatomical+Record%22%5BJournal%5D)">The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig.</a> The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).</li>
<li>Christov, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electric+compound+action+potentials+%28ECAPs%29+and+impedances+in+an+open+and+closed+operative+site+during+cochlear+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cochlear+Implants+International%22%5BJournal%5D)">Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation.</a> Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).</li>
<li>Zhong, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inner+ear+structure+of+miniature+pigs+measured+by+multi-planar+reconstruction+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques.</a> American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).</li>
<li>The Lancet. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hearing+loss%3A+An+important+global+health+concern%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Hearing loss: An important global health concern.</a> The Lancet. 387 (10036), 2351(2016).</li>
<li>Guo, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+implant-based+electric-acoustic+stimulation+modulates+neural+stem+cell-derived+neural+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Chemistry+B%22%5BJournal%5D)">Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration.</a> Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).</li>
<li>Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+hormone+promotes+neurite+growth+of+spiral+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons.</a> Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).</li>
<li>Li, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+growth+of+auditory+neurons%3A+Bioactive+particles+towards+gapless+neural+-+electrode+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface.</a> Biomaterials. 122, 1-9 (2017).</li>
<li>Wille, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+neuronal+guidance+fibers+for+stimulating+electrodes%3A+Basic+construction+and+delivery+of+a+growth+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Bioengineering+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor.</a> Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890(2022).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts.

Environ 15 % de la population mondiale souffre d’une perte auditive d’un certain degré et plus de 5 % d’une perte auditive invalidante21. La fourniture d’IC est le traitement le plus efficace pour les patients adultes et pédiatriques présentant une perte auditive neurosensorielle sévère et profonde. En tant que premier stimulateur implantable réussi du nerf crânien, au cours des 2 dernières décennies, les IC ont offert à des milliers de personnes malentendantes la possibilité de retourner dans le ...

Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), plus de 1 milliard de personnes risquent de souffrir de perte auditive dans le monde, et on estime que, d’ici 2050, une personne sur quatre souffrira d’une perte auditive1. Au cours des 2 dernières décennies, les IC ont été l’intervention la plus efficace pour les personnes atteintes d’une perte auditive neurosensorielle sévère et profonde (SNHL) permanente. Un IC convertit les signaux physiques du son en signaux bioélectriques qui stimulent les neurones ganglionnaires en spirale (SGN), en contournant les cellules ciliées. Au fil du temps, les indications d’un IC ont été élargies de sorte qu’elles incluent maintenant les personnes ayant une audition résiduelle, une perte auditive unilatérale et les personnes très âgées ou jeunes 2,3,4. Pendant ce temps, des CI totalement implantables et des réseaux avancés ont été développés5. Il n’existe cependant pas de modèle de grand animal économiquement réalisable pour étudier l’électrophysiologie et l’histopathologie de l’oreille interne avec un IC. Cette absence d’un grand modèle animal limite la recherche visant à améliorer les IC et à mieux comprendre l’impact électrophysiologique des IC sur l’oreille interne.
Plusieurs modèles animaux de rongeurs ont été appliqués dans la recherche sur l’IC, tels que la souris6, la gerbille7, le rat8 et le cobaye9; Cependant, les caractéristiques de la morphologie et des réponses électrophysiologiques sont différentes de celles de l’homme. Les structures cochléaires des modèles animaux traditionnellement utilisés pour les études IC, tels que les chats, les cobayes et d’autres animaux, diffèrent considérablement de celles des structures cochléaires humaines10. Bien que l’insertion de réseaux ait été effectuée sur des chats11 et des lapins12, en raison de leurs cochlées plus petites, cela a été fait avec des réseaux qui n’ont pas été conçus pour être utilisés chez l’homme. Plusieurs grands modèles animaux ont également été explorés pour l’IC. Les agneaux sont bien adaptés comme modèle d’entraînement pour l’implantation cochléaire atraumatique, mais la plus petite taille de la cochlée rend impossible l’insertion complète13. Les primates pourraient être les animaux les plus appropriés pour la recherche sur les IC en raison de leur similitude anatomique avec les humains14,15; Cependant, la maturité sexuelle des singes est retardée (4-5 ans), la période de gestation peut aller jusqu’à environ 165 jours et chaque femelle ne produit généralement qu’une seule progéniture par an16. Ces raisons, et le coût élevé, entravent l’application extensive des primates dans la recherche sur les IC.
En revanche, les porcs atteignent la maturité sexuelle entre 5 et 8 mois et ont une période de gestation de ~ 114 jours, ce qui rend les porcs plus accessibles pour la recherche sur les IC en tant que modèle animal de grande taille16. Les mini-porcs Bama (mini-porcs) sont issus d’une espèce de porc de petite taille en Chine en 1985, dont le bagage génétique est bien compris. Ils se caractérisent par une petite taille inhérente, une maturité sexuelle précoce, une reproduction rapide et une facilité de prise en charge17. Le mini-cochon est un modèle idéal pour l’otologie et l’audiologie en raison de sa similitude avec les humains en morphologie et en électrophysiologie18. La longueur de scala tympani d’un mini-cochon Bama est de 38,58 mm, ce qui est proche de la longueur de 36 mm chez l’homme10. La cochlée mini-porc a 3,5 tours, ce qui est similaire aux 2,5-3 tours observés chez l’homme10. En plus de la morphologie, l’électrophysiologie des mini-porcs Bama est également très similaire à celle des humains18. Par conséquent, dans la présente étude, nous avons inséré des réseaux conçus pour l’usage humain dans la cochlée mini-porc via la membrane de fenêtre ronde et avons suivi une approche chirurgicale similaire à celle utilisée chez les receveurs humains d’IC. Des mesures ECAP peropératoires ont été appliquées pour évaluer la procédure. Le processus que nous décrivons ici pourrait être utilisé à la fois pour la recherche translationnelle préclinique associée aux IC et comme plate-forme pour la formation des résidents.

<table><tbody><tr><td>Meule diamantée de</td><td></td><td></td><td></td>0,5 mm</tr><tr><td>Meule diamantée</td><td></td><td></td><td></td>de 1 mm</tr><tr><td>Meule</td><td></td><td></td><td></td>de diamant de 5 mm</tr><tr><td>Soie de suture 2-0 Trancheuse</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plateforme</td><td></td><td></td> de calcul <td>d’image Reconstruction 3D de l’image CT</td></tr><tr><td></td> Alcool <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cautère</td><td></td><td></td> bipolaire<td></td></tr><tr><td>Électrocoagulation</td><td></td><td></td> bipolaire <td>Stop bleeding</td></tr><tr><td>CI conçue pour l’usage humain (CONCERTO FLEX28)</td><td>MED-EL</td><td>&nbsp ; Concerto F28</td><td></td></tr><tr>Pince <td></td><td></td><td></td>à<td>pansement</td></tr><tr><td>Moniteur</td><td></td><td></td><td></td>ECG</tr><tr><td>Teinture</td><td></td><td></td><td></td>d’iode</tr><tr><td>Isoflurane</td><td></td><td></td><td>3,6 mL/h</td></tr><tr><td>Laryngoscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>MAESTRO Logiciel</td><td>MED-EL</td><td></td><td>Mesurer les réponses ECAP</td></tr><tr><td>Micro pince</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro spatule</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pince</td><td></td><td></td><td></td>à moustiques</tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sonde</td><td></td><td></td><td></td>à aiguille</tr><tr>Dispositif <td></td><td></td><td></td><td>d’aspiration à pression négative</td></tr><tr><td>Instruments chirurgicaux otologiques&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Appareil</td><td></td><td></td><td></td>d’anesthésie respiratoire</tr><tr><td>Scalpel avec lame n° 15</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rasoir</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Appareil de stimulation (interface de programmation MAX)</td><td>MED-EL</td><td></td><td>Mesure des réponses ECAP</td></tr><tr><td>Microscope chirurgical</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr>Exercice <td></td><td></td><td></td><td>chirurgical</td></tr><tr><td>Dispositif chirurgical Power Device</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tiletamine et zolazepan</td><td></td><td></td><td>10-15 mg/kg</td></tr><tr><td>Pince</td><td></td><td></td><td></td>à tissus</tr><tr><td>Canule</td><td></td><td></td><td></td> de trachée</tr></tbody></table>

le cochon miniature : un grand modèle animal pour la recherche sur les implants cochléaires

The Miniature Pig: A Large Animal Model for Cochlear Implant Research

Les implants cochléaires (IC) sont la méthode la plus efficace pour traiter les personnes atteintes d’une perte auditive neurosensorielle sévère à profonde. Bien que les IC soient utilisés dans le monde entier, il n’existe pas de modèle standard pour étudier l’électrophysiologie et l’histopathologie chez les patients ou les modèles animaux avec un IC ou pour évaluer de nouveaux modèles de réseaux d’électrodes. Un grand modèle animal avec des caractéristiques de cochlée similaires à celles des humains peut fournir une plate-forme de recherche et d’évaluation pour les réseaux avancés et modifiés avant leur utilisation chez l’homme. 
À cette fin, nous avons établi des méthodes d’IC standard avec des mini-porcs Bama, dont l’anatomie de l’oreille interne est très similaire à celle des humains. Des réseaux conçus pour l’usage humain ont été implantés dans la mini cochlée porcine à travers une membrane de fenêtre ronde, et une approche chirurgicale similaire à celle utilisée pour les receveurs humains d’IC a suivi. L’insertion du réseau a été suivie de mesures du potentiel d’action du composé évoqué (ECAP) pour évaluer la fonction du nerf auditif. Cette étude décrit la préparation de l’animal, les étapes chirurgicales, l’insertion en réseau et les mesures électrophysiologiques peropératoires. 
Les résultats ont indiqué que le même IC utilisé pour les humains pouvait être facilement implanté chez des mini-porcs via une approche chirurgicale standardisée et donnait des résultats électrophysiologiques similaires à ceux mesurés chez les receveurs d’IC humains. Les mini-porcs pourraient être un modèle animal précieux pour fournir des preuves initiales de la sécurité et de la performance potentielle de nouveaux réseaux d’électrodes et d’approches chirurgicales avant de les appliquer à des êtres humains.

L’intégrité (Figure 4A) et les impédances (Figure 4B) de l’IC ont été confirmées par MAESTRO Software. Les résultats ECAP ont montré que les 12 électrodes présentaient de bonnes réponses neuronales (Figure 4C), ce qui signifie que le réseau d’électrodes était bien attaché à l’axe cochléaire et stimulait le nerf auditif. La figure 5 montre des bobines d’électrodes 3D reconstruites postopératoires dans la...

Les porcs miniatures (mini-porcs) sont un modèle animal idéal pour la recherche sur les implants cochléaires. La chirurgie d’implantation cochléaire chez les mini-porcs peut être utilisée pour fournir des preuves initiales de la sécurité et de la performance potentielle de nouveaux réseaux d’électrodes et d’approches chirurgicales dans un système vivant similaire aux êtres humains.

Le cochon miniature : un grand modèle animal pour la recherche sur les implants cochléaires

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, ...

La chirurgie d’implantation cochléaire chez les mini-porcheries peut être utilisée pour fournir des preuves intentionnelles de la sécurité et de la performance potentielle de nouvelles zones d’électrodes et de l’approche chirurgicale dans un système vivant similaire aux êtres humains. Les mini porcheries sont un modèle animal endo-laboratoire pour la recherche sur les implants cochléaires. Les implants cochléaires sur mini-porcheries fournissent une plate-forme individuelle pour les personnes transplantées présentant une perte auditive neurosensorielle sévère à profonde.De plus, il fournit également une perte chirurgicale de thérapie génique pour la perte auditive dans un modèle de grand animal. Comme ils sont significatifs et similaires, dans la morphologie et la structure des organes osculatoires entre les mini-porcheries et les êtres humains. Cette méthode chirurgicale clarifie la procédure et est utile pour les débutants.La démonstration de la procédure sera Ji Xiaojun et professeur d’oto-rhino-laryngologie et Luo Yi un médecin en chef de mon laboratoire. Après avoir anesthésié le porc mâle de deux mois, surveiller la respiration et la fréquence cardiaque de saturation en oxygène à l’aide de la pince d’oxymétrie de pouls d’un moniteur ECG connecté à la langue du porc. Placez le mini cochon en position latérale gauche.Gardez les yeux fermés à l’aide d’un timbre médical pour prévenir la sécheresse. Rasez la zone chirurgicale de 10 centimètres autour du lobe de l’oreille. Désinfectez la peau avec trois écouvillons alternés d’iode et d’alcool.Ensuite, couvrez la zone chirurgicale avec des champs chirurgicaux stériles. Couvrez le microscope avec un manchon en plastique stérile et retirez les parties recouvrant les oculaires et l’objectif. Localisez le site de projection de surface de la cochlée un centimètre derrière le sillon auriculaire postérieur au niveau du lobe de l’oreille.Ensuite, à l’aide d’un scalpel, faites une incision post-auriculaire de 5 centimètres de long avec le site de projection comme centre. Divisez le tissu sous-cutané, la glande parotide et le muscle sternocléidomastoïdien avec des micro-ciseaux pour exposer la surface de l’os mastoïdien. Pour la mastoïdectomie corticale, percez la mastoïde à la projection superficielle de la cochlée sur l’os mastoïdien vers le conduit auditif externe ou EAC qui est dense et bleu pâle.Veillez à ne pas endommager le segment vertical pâle ou rougeâtre du nerf facial dorsal à l’EAC pour éviter les saignements. Ensuite, exposez le tympan en perçant l’os entourant l’EAC osseux postérieur. Séparez la peau de l’EAC et du nerf facial avec une aiguille hypodermique pour éviter d’endommager le nerf facial.Repoussez soigneusement la peau de l’EAC pour exposer le tympan, y compris la chaîne ossiculaire et la niche de fenêtre ronde. Ensuite, retirez la niche de fenêtre ronde avec une petite fraise en diamant et maintenez une irrigation par aspiration continue pour exposer le tour basal de la cochlée et la membrane de fenêtre ronde. Séparez le muscle pariétal crânien pour former une poche pour le récepteur.Placez l’emballage récepteur interne dans la poche musculaire et fixez-le avec une suture de fixation. Ensuite, insérez le réseau d’électrodes relié à un récepteur fixé dans une poche musculaire en ouvrant la membrane de la fenêtre ronde avec un couteau microchirurgical tranchant et en insérant le réseau à l’aide de micro-pinces lentement, régulièrement et continuellement par rapport au modiolus de la cochlée. Pour les mesures de potentiel d’action du composé évoqué ou ECAP, connectez-vous magnétiquement à l’implant cochléaire ou à la bobine CI au récepteur CI à travers la peau.Ensuite, à l’aide du logiciel Maestro, confirmez l’intégrité de l’IC et vérifiez l’impédance de l’électrode pour tous les canaux avant les mesures ECAP à l’aide de la fonction de télémétrie de l’CI.To effectuer la mesure ECAP, sélectionnez le module ECAP. Ensuite, stimulez les 12 électrodes pour les mesures ECAP en utilisant des stimuli biphasiques d’une durée de phase de 30 microsecondes avec un paradigme de polarité alternée en moyenne sur 25 itérations dans un taux de stimulation de 45,1 impulsions par seconde. L’intégrité et les impédances de l’IC ont été confirmées par le logiciel Maestro.Les résultats de l’ECAP ont démontré que les 12 électrodes présentaient de bonnes réponses neuronales, indiquant que le réseau d’électrodes était bien attaché à l’axe cochléaire et stimulait le nerf auditif. Les bobines d’électrodes tridimensionnelles reconstruites postopératoires dans la cochlée droite sont montrées. Le réseau d’électrodes a été enroulé dans le tour basal de la cochlée dans les électrodes ont été rendues en vert.De plus, la reconstruction tridimensionnelle démontre que le réseau d’électrodes était enroulé en spirale dans la cochlée. La chose la plus importante est d’exposer la teinte du récipient de l’élément de fenêtre cochléaire et de course et à l’intérieur des voies respiratoires de l’électrode dans le protocole. Après le développement de l’ACE, il n’y a pas de problème technique pour combiner la thérapie génique et les implants cochléaires pour traiter la perte auditive neurosensorielle profonde chez les êtres humains.

the-miniature-pig-a-large-animal-model-for-cochlear-implant-research

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Cette vidéo montre l’implantation d’un réseau d’électrocorticographie douce et les enregistrements corticaux à long terme chez un miniporc. Il décrit les étapes impliquées dans l'implantation chirurgicale du réseau sur le cortex auditif du mini-porc et l'enregistrement des potentiels d'action neuronale évoqués par le stimulus de base et sonore.

Implantation sous-durale d’un réseau d’électrocorticographie douce pour l’enregistrement de l’électrophysiologie corticale chez les miniporcs

La recherche sur la neurotoxicité du développement induite par l'anesthésie (AIDN) s'est concentrée sur les rongeurs, qui ne sont pas largement applicables aux humains. Les modèles de primates non humains sont plus pertinents, mais ils sont coûteux et difficiles à utiliser pour l'expérimentation. Le porcelet, en revanche, est un modèle animal cliniquement pertinent, idéal pour l'étude de la neurotoxicité anesthésiante.

Utilisation d&#39;un modèle Piglet pour l&#39;étude de la neurotoxicité du développement induite par l&#39;anesthésie (AIDN): une approche de la neurologie translationnelle

Le but du présent protocole est de fournir un modèle animal d’implantation cochléaire, qui peut être utilisé pour traiter une multitude de questions de recherche. Les applications potentielles incluent l’évaluation des interventions pharmaceutiques ou stimulation électrique pour des effets bénéfiques sur les seuils d’audition ou d’impédance de l’électrode.

Implantation cochléaire chez le cobaye

Cette étude explore la nouvelle utilisation de la technologie de baies (MEA) de microélectrodes à base d’enzymes pour surveiller l’activité du neurotransmetteur in vivo chez les porcelets. L’hypothèse était que ce dérèglement du glutamate contribue au mécanisme de neurotoxicité anesthésique. Nous présentons ici un protocole visant à adapter la technologie de la MEA pour étudier le mécanisme de la neurotoxicité induite par l’anesthésie.

Adaptation de la microélectrode Array technologie pour l’étude de la neurotoxicité induite par l’anesthésie dans le cerveau Intact Porcinet

Modèles animaux des implants cochléaires peuvent faire avancer les connaissances des bases technologiques de traiter la surdité permanente avec une stimulation électrique. Cette étude présente un protocole chirurgical pour assourdissant aiguë et de l’implantation cochléaire d’un tableau d’électrode dans la souris ainsi que l’évaluation fonctionnelle avec réponse auditif du tronc cérébral.

Implant cochléaire et les enregistrements de réponse électriquement évoqué auditif du tronc cérébral chez les souris C57BL/6

Nous décrivons un modèle de péricardite stérile chez les minipigs pour étudier la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire (FA). Nous présentons des techniques chirurgicales et anesthésiques, des stratégies d’accès vasculaire et un protocole pour étudier l’inductibilité de la FA.

Péricardite stérile chez les minipigs d’Aachener comme modèle pour la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire

Une construction de chariot simple, construite pour effectuer une échocardiographie de recherche chez des miniporcs éveillés, est décrite, ainsi que des considérations de construction, des techniques d’entraînement et des images échographiques représentatives.

Enregistrement par échocardiographie chez des porcs miniatures éveillés

Ici, nous présentons une méthode pour l’évaluation à long terme de la performance et de la sécurité des réseaux d’électrodes sous-durales souples dans un modèle mini-porc, décrivant la méthode et les outils chirurgicaux, l’imagerie par résonance magnétique postopératoire, l’électrophysiologie du cortex auditif, les propriétés électrochimiques de l’implant et l’immunochimie post-mortem.

Implantation d’un réseau d’électrocorticographie molle sous-durale (ECoG) et enregistrement cortical à long terme chez les miniporcs

Cette étude propose un modèle préclinique de transplantation cardiaque orthotopique chez des porcs miniatures Bama, en utilisant la technique biatriale. Le modèle est applicable à l’immunologie de la transplantation, à l’évaluation des médicaments et à l’optimisation des techniques chirurgicales, fournissant un soutien pour les applications cliniques de transplantation cardiaque.

Un modèle préclinique de transplantation cardiaque orthotopique chez des porcs miniatures de Bama à l’aide de la technique biatrial

Ce protocole démontre l’utilisation d’un défibrillateur cardioverteur (DCI) implantable pour induire de manière fiable des arythmies ventriculaires, effectuer une cardioversion interne et obtenir des enregistrements ECG intracardiaques dans un modèle porcin.

Modèle d’arrêt cardiaque porcin utilisant un défibrillateur implantable

Découvrez la chirurgie d'implantation cochléaire chez le porc miniature pour la recherche sur les implants auditifs et la thérapie génique. Ce modèle animal présente des similarités anatomiques avec l'humain.

Le cochon miniature : un grand modèle animal pour la recherche sur les implants cochléaires

Explorer plus de vidéos