Name: Administrer des traitements cardioactifs dans un modèle d’infarctus du myocarde porcin (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-10T12:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 20 s
Description: Découvrez trois techniques d'administration de médicaments cardioactifs chez le porc après infarctus du myocarde. Ce protocole chirurgical permet une livraison intramyocardique fiable avec haute rétention locale pour la recherche translationnelle en réparation cardiaque.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ces travaux ont été financés par des subventions du Conseil national de la santé et de la recherche médicale APP1194139/APP1126276 (JC), de la National Stem Cell Foundation of Australia et du Bureau de la santé et de la recherche médicale du gouvernement de la Nouvelle-Galles du Sud (JC). DS a été soutenu par le Royal Australasian College of Physicians, l’Institute of Clinical Pathology and Medical Research et le programme de formation à la recherche du gouvernement australien. La TD a reçu le soutien de l’Institute of Clinical Pathology and Medical Research, de la bourse d’études de la famille Penfolds, du National Health and Medical Research Council (APP2002783) et de la National Heart Foundation of Australia (104615).

<ol><li>Vogel, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ST-segment+elevation+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Disease+Primers%22%5BJournal%5D)">ST-segment elevation myocardial infarction.</a> Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 39(2019).</li>
<li>Niccoli, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+treatment+of+ST-elevation+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Optimized treatment of ST-elevation myocardial infarction.</a> Circulation Research. 125 (2), 245-258 (2019).</li>
<li>Ezekowitz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Declining+in-hospital+mortality+and+increasing+heart+failure+incidence+in+elderly+patients+with+first+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Declining in-hospital mortality and increasing heart failure incidence in elderly patients with first myocardial infarction.</a> Journal of the American College of Cardiology. 53 (1), 13-20 (2009).</li>
<li>Hastings, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+and+cell+delivery+for+cardiac+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Drug+Delivery+Reviews%22%5BJournal%5D)">Drug and cell delivery for cardiac regeneration.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 84, 85-106 (2015).</li>
<li>Silva, K. A. S., Emter, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+animal+models+of+heart+failure%3A+a+translational+bridge+to+clinical+success%5BTitle%5D)+AND+%22JACC%3A+Basic+to+Translational+Science%22%5BJournal%5D)">Large animal models of heart failure: a translational bridge to clinical success.</a> JACC: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).</li>
<li>Suzuki, Y., Yeung, A. C., Ikeno, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+representative+porcine+model+for+human+cardiovascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">The representative porcine model for human cardiovascular disease.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 195483(2011).</li>
<li>Thavapalachandran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Platelet-derived+growth+factor-AB+improves+scar+mechanics+and+vascularity+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Platelet-derived growth factor-AB improves scar mechanics and vascularity after myocardial infarction.</a> Science Translational Medicine. 12 (524), (2020).</li>
<li>Hou, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiolabeled+cell+distribution+after+intramyocardial%2C+intracoronary%2C+and+interstitial+retrograde+coronary+venous+delivery%3A+implications+for+current+clinical+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials.</a> Circulation. 112, 150-156 (2005).</li>
<li>Tousoulis, D., Briasoulis, A., Antoniades, C., Stefanadi, E., Stefanadis, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+regeneration%3A+what+cells+to+use+and+how%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Heart regeneration: what cells to use and how.</a> Current Opinion in Pharmacology. 8 (2), 211-218 (2008).</li>
<li>Bonnet, G., Ishikawa, K., Hajjar, R. J., Kawase, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+myocardial+injection+of+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Direct myocardial injection of vectors.</a> Methods in Molecular Biology. 1521, 237-248 (2017).</li>
<li>Marchlinski, F. E., Callans, D. J., Gottlieb, C. D., Zado, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linear+ablation+lesions+for+control+of+unmappable+ventricular+tachycardia+in+patients+with+ischemic+and+nonischemic+cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Linear ablation lesions for control of unmappable ventricular tachycardia in patients with ischemic and nonischemic cardiomyopathy.</a> Circulation. 101 (11), 1288-1296 (2000).</li>
<li>Polin, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endocardial+unipolar+voltage+mapping+to+identify+epicardial+substrate+in+arrhythmogenic+right+ventricular+cardiomyopathy%2Fdysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Endocardial unipolar voltage mapping to identify epicardial substrate in arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy/dysplasia.</a> Heart Rhythm. 8 (1), 76-83 (2011).</li>
<li>Tatay, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTatay%2C+J+%22Veterinary+Sutures+Handbook%22">Veterinary Sutures Handbook</a>. , Editorial Servet. (2018).</li>
<li>McCall, F. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarction+and+intramyocardial+injection+models+in+swine%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocol%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine.</a> Nature Protocol. 7 (8), 1479-1496 (2012).</li>
<li>Sun, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+swine+model+of+post-myocardial+infarction+heart+failure+for+stem+cell+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Establishing a swine model of post-myocardial infarction heart failure for stem cell treatment.</a> Journal of Visualized Experiments. (159), e60392(2020).</li>
<li>Gwon, H. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+feasibility+and+safety+of+fluoroscopy-guided+percutaneous+intramyocardial+gene+injection+in+porcine+heart%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">The feasibility and safety of fluoroscopy-guided percutaneous intramyocardial gene injection in porcine heart.</a> International Journal of Cardiology. 79 (1), 77-88 (2001).</li>
<li>Krause, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+intramyocardial+stem+cell+injection+in+patients+with+acute+myocardial+infarction%3A+first-in-man+study%5BTitle%5D)+AND+%22Heart%22%5BJournal%5D)">Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study.</a> Heart. 95 (14), 1145-1152 (2009).</li>
<li>Wang, X., Shangguan, W., Li, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiotensin-%281-7%29+prevents+atrial+tachycardia+induced-heat+shock+protein+27+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electrocardiology%22%5BJournal%5D)">Angiotensin-(1-7) prevents atrial tachycardia induced-heat shock protein 27 expression.</a> Journal of Electrocardiology. 51 (1-7), 117-120 (2018).</li>
<li>Klatt, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+nonfibrotic+left+ventricular+hypertrophy+in+an+ANG+II-induced+chronic+ovine+hypertension+model%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Development of nonfibrotic left ventricular hypertrophy in an ANG II-induced chronic ovine hypertension model.</a> Physiological Reports. 4 (17), 12897(2016).</li>
<li>Singh, B., Dyce, K. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSingh%2C+B+%22Dyce%2C+Sack%2C+and+Wensing%27s+Textbook+of+Veterinary+Anatomy%22">Dyce, Sack, and Wensing's Textbook of Veterinary Anatomy</a>. , Saunders. St. Louis, Missouri. (2018).</li>
<li>Percie du Sert, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reporting+animal+research%3A+Explanation+and+elaboration+for+the+ARRIVE+guidelines+2.0%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Biology%22%5BJournal%5D)">Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0.</a> PLOS Biology. 18 (7), 3000411(2020).</li>
<li>Schüttler, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+practical+guide+to+setting+up+pig+models+for+cardiovascular+catheterization%2C+electrophysiological+assessment+and+heart+disease+research%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animals%22%5BJournal%5D)">A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research.</a> Lab Animals. 51 (2), 46-67 (2022).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Injection intramyocardique transépicardique Cette procédure présente l’avantage d’une visualisation cardiaque directe et il a été démontré qu’elle permet une plus grande rétention locale des agents thérapeutiques que les méthodes d’administration systémique 9,10,14. Cependant, les thoracotomies sont invasives, nécessitent des compétences techniques considérables et présentent un risque plus élevé de morbidité et de mortalité que les autres méthodes discutées10,15. La connaissance des étapes critiques et précaires de la procédure peut aider à la médiation de ce risque accru.
Il faut faire preuve d’une grande prudence lors de la manipulation du cœur pour exposer l’apex cardiaque en raison du risque élevé d’arythmie et de compromis hémodynamique associé. La surveillance invasive continue de la pression artérielle et l’électrocardiographie permettent d’identifier rapidement l’hypotension ou les arythmies instables, ce qui facilite une intervention et une correction rapides. L’hypotension transitoire peut généralement être traitée par des bolus de métaraminol. L’hypotension prolongée peut être retardée en réduisant l’anesthésique par inhalation (surveillance attentive de la profondeur de l’anesthésie) et en commençant une perfusion de vasopresseur, tout en déterminant simultanément la cause de l’hémodynamique altérée. Les arythmies instables, telles que la tachycardie ventriculaire ou la fibrillation ventriculaire, peuvent être traitées par cardioversion électrique avec ou sans antiarythmiques intraveineux.
Il est tout aussi important pour la survie de l’animal de réussir à éliminer les gaz libres de la cavité pleurale avant de fermer le thorax. Le non-respect de cette consigne peut entraîner le développement d’un pneumothorax, exposant l’animal à un risque élevé de compromission respiratoire et de décès une fois débranché du ventilateur mécanique au moment de la récupération. La pression positive des voies respiratoires doit être maintenue pendant au moins 30 s jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de bulles. Le tube en silicone est rapidement retiré à l’arrêt du bouillonnement, et le thorax est alors rapidement fermé. Il est également possible de placer chirurgicalement une sonde de thoracostomie à la fermeture, ce qui permet l’élimination manuelle de l’air et du liquide inflammatoire au cours des prochaines 24 à 72 heures. Ceci, cependant, est difficile à garder propre et intact, surtout si les animaux sont logés ensemble. L’endommagement ou la contamination du tube peut entraîner un pyothorax, un pneumothorax ou une septicémie. D’après notre expérience, l’insertion d’un drain thoracique temporaire n’est pas nécessaire si le gaz libre est correctement éliminé avant la fermeture du coffre.
Injection intramyocardique transendocardique percutanée Cette méthode d’administration thérapeutique a l’avantage de permettre l’administration locale de tissus avec un risque moindre en raison de sa nature moins invasive par rapport à une approche chirurgicale10,14. Cette technique est déjà utilisée dans les études sur les grands animaux, avec à la fois la fluoroscopie et la cartographie électromécanique comme guide en l’absence de visualisation directe10,16,17.
Étant donné que le cœur n’est pas sous vision directe, il est prudent pour le procédurier d’utiliser des vues fluoroscopiques orthogonales lors du choix d’un site d’injection. De plus, l’injection d’un produit de contraste iodé dilué avant et l’administration du traitement est extrêmement précieuse pour confirmer le contact myocardique. Un contact approprié peut être confirmé par l’observation d’un « rougissement myocardique » caractéristique, qui peut être l’un des seuls marqueurs du succès de l’injection avant le prélèvement de tissus. En raison du risque de perforation de la chambre, il est également recommandé que l’épaisseur de la paroi myocardique au site d’injection sélectionné soit supérieure à 9 mm14,16.
Minipompe osmotique veineuse jugulaire La minipompe osmotique est un dispositif populaire couramment utilisé dans les études sur les petits animaux. Il y a eu un intérêt croissant pour l’utilisation de ce dispositif dans de grands modèles animaux 7,18,19, compte tenu de son avantage unique d’administrer un agent thérapeutique à un rythme constant sur une période de temps donnée. Une limite possible de cette méthode est l’incapacité de modifier ou d’arrêter les débits de perfusion du médicament sans remplacer ou retirer la pompe. Cela devrait être pris en compte avant d’essayer un traitement de cette manière.
Cette étude a démontré que cette méthode pouvait être réalisée avec un taux de réussite élevé chez les porcs, avec une faible morbidité et mortalité. Il convient de noter que de nombreuses structures vitales sont adjacentes au site chirurgical, notamment les ganglions lymphatiques, le thymus et l’artère carotide. L’adhésion à la méthode et la consultation des textes anatomiques20 sont fortement recommandées pour éviter d’endommager par inadvertance l’une de ces structures. La complication la plus préoccupante de cette méthode est le choc hémorragique dû à une lésion accidentelle de la veine jugulaire ou d’une structure environnante. Il est donc essentiel que les tissus mous entourant la veine jugulaire soient soigneusement retirés. Si vous n’effectuez pas correctement cette étape, il peut être difficile de placer la tubulure de la minipompe ou de contrôler les saignements involontaires.
Cet article a décrit trois méthodes d’administration de thérapies cardioactives. Malgré le succès rapporté de chaque technique, il y a des limites inhérentes à prendre en compte. Les procédures invasives (injection transépicardique) permettent d’augmenter la précision de l’administration thérapeutique ; Cependant, ils présentent un risque accru de complications potentiellement mortelles. De plus, l’accouchement invasif nécessite davantage de compétences techniques afin de minimiser le risque de complications. De même, l’injection transendocardique guidée par fluoroscopie nécessite un certain degré de compétence technique pour le cathétérisme et la manipulation du matériel. Si cette méthode n’est pas effectuée correctement, l’échec de l’injection et des complications fatales sont possibles.
Les méthodes d’injection directe décrites permettent l’administration unique d’un médicament dans le tissu cible. La minipompe osmotique veineuse jugulaire permet l’administration systémique d’un traitement sur une période de 7 jours. Comparativement, cette méthode est plus simple et associée à moins de risques, cependant, elle repose sur une découverte thérapeutique systémique du myocarde. De plus, une fois la pompe en place, il est impossible d’arrêter l’administration ou de modifier le débit de dose sans réanesthésier l’animal et retirer la pompe.
Toutes les méthodes décrites dans cet article ont été réalisées sur des animaux le jour ou 2 semaines après l’infarctus du myocarde. Par conséquent, ce travail ne peut pas rapporter le succès des méthodes mentionnées chez les animaux sains ou les animaux soumis à une pathologie cardiaque alternative. Enfin, la pharmacologie et la biotechnologie de tout agent envisagé doivent être soigneusement examinées, car elles seront intrinsèquement liées à l’efficacité de la voie d’administration choisie. Une discussion détaillée à ce sujet dépasse le cadre de ce manuscrit.
Des descriptions complètes des méthodes précliniques profitent au bien-être animal et à la communauté scientifique au sens large. L’amélioration de la reproductibilité des procédures et des résultats qui en résulte entraîne moins de complications pour la santé animale, une réduction du nombre d’animaux nécessaires pour produire des résultats significatifs et une plus grande confiance dans les résultats expérimentaux21,22. Trois méthodes d’administration de nouveaux traitements sont décrites dans cet article pour le traitement de l’infarctus du myocarde dans un modèle porcin. En détaillant les techniques utilisées et en articulant les avantages et les risques de chacune d’elles, on s’attend à ce que les chercheurs soient en mesure de créer confortablement des modèles précliniques cohérents et fiables qui répondent à leurs objectifs de recherche.

La maladie coronarienne (coronaropathie) et l’infarctus du myocarde avec élévation du segment ST (STEMI) associé sont les principales causes de décès dans le monde. Au cours des deux dernières décennies, de grands progrès ont été réalisés dans la réduction de la mortalité hospitalière des patients présentant un STEMI, grâce à l’avènement de l’intervention coronarienne percutanée, des thérapies fibrinolytiques et de la standardisation des algorithmes de traitement pour garantir que la reperfusion est réalisée en temps opportun 1,2,3. Malgré cela, la morbidité associée au STEMI reste un fardeau important, créant ainsi un grand besoin de développer de nouvelles thérapies cardioprotectrices et régénératives 2,3. Une composante essentielle du développement thérapeutique est la détermination de la manière dont une nouvelle thérapie doit être administrée4. L’innocuité, l’efficacité et la faisabilité de chaque méthode doivent correspondre aux caractéristiques de la thérapie elle-même.
Des modèles de grands animaux physiologiquement pertinents sont essentiels pour évaluer ces attributs de diverses stratégies d’administration thérapeutique5. En raison de leurs similitudes avec les humains en matière de physiologie cardiovasculaire, d’anatomie vasculaire coronaire et de rapport poids/poids cardiaque, les porcs sont l’une des espèces préférées dans l’évaluation préclinique de nouvelles thérapies pour l’infarctus du myocarde6. Nous avons déjà utilisé un modèle STEMI porcin pour démontrer la capacité réparatrice d’une thérapie protéique recombinante7, et nous continuons à étudier de nouvelles thérapies pharmacologiques, cellulaires et génétiques à l’aide de ce modèle. Ici, trois techniques d’administration thérapeutique utilisées dans des modèles porcins après la création d’un infarctus sont décrites : la thoracotomie et l’injection transépicardique, l’injection transendocardique percutanée et l’implantation d’une minipompe osmotique veineuse jugulaire. Les deux premières méthodes permettent l’administration locale de tissus, ce qui réduit les doses requises, les effets hors cible et le métabolisme hépatique de premier passage 8,9,10. La minipompe osmotique permet l’administration continue d’un médicament à demi-vie courte, ce qui élimine la dépendance à l’égard d’une pompe à perfusion et d’une canule intraveineuse brevetée, qui sont toutes deux difficiles à instituer dans de grands modèles animaux.
En décrivant ces techniques, nous espérons que cet article pourra aider les scientifiques translationnels à étudier de nouveaux agents cardioprotecteurs ou régénératifs à la suite d’un infarctus du myocarde dans de grands modèles animaux.

<table><tbody><tr><td>Central line placement</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-0 sutures</td><td>Ethicon</td><td>JJ9220</td><td></td></tr><tr><td>Arrow' Pediatric Two-Lumen Cathester Veno Phetrique avec cathéter Blue FlexTip (contient une aiguille de cuisson 18G et un fil J-tip 0.035")</td><td>Teleflex</td><td>CS-14502</td><td>Central</td></tr><tr><td>Line Green Fluorsence Protein (GFP)</td><td>Abcam</td><td>ab13970</td><td>Taux de dilution de 1:100</td></tr><tr><td>Anticorps Histology</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ku80</td><td>Technologie de signalisation cellulaire</td><td>C48E7</td><td>Rapport de dilution 1:500</td></tr><tr><td>N° 11 Scalpel</td><td>Swann-Morton</td><td>203</td><td></td></tr><tr><td>Sparq' Système d’échographie</td><td>Philips</td><td>MP11742 Medpick</td><td></td></tr><tr><td>Couvercle de sonde à ultrasons stérile</td><td>Atris</td><td>28041947</td><td></td></tr><tr><td>Veste de porc avec poche, taille 'Medium’Lomir</td> <td>Biomedical</td><td>SS J2YJJET</td><td></td></tr><tr><td>Implantation de minipompe osmotique de veine jugulaire</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adson Brown Tissue Forceps</td><td>Icon</td><td>Medical Supplies KLINI316012</td><td></td></tr><tr><td>Bellucci Self-Retention Retractor</td><td>surgicalinstruments.net.au</td><td>group-24.26.02</td><td>Écarteur de tissu auto-retenant</td></tr><tr><td>Crayons électrochirurgicaux avec électrodes enrobées 'Edge'</td><td>Covidien</td><td>E2450H</td><td>Crayon de cautère</td></tr><tr><td>Metzenbaum Ciseaux</td><td>Icon Fournitures médicales</td><td>ARMO3250</td><td></td></tr><tr><td>Lame de scalpel n° 22</td><td>Suture en nylon Swann-Morton</td><td>208</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; (2-0, 3-0)</td><td>Ethicon</td><td>D9635, 663G</td><td></td></tr><tr><td>Minipompe à perfusion osmotique</td><td>Alzet</td><td>2ML1, 2ML2, 2ML4</td><td></td></tr><tr><td>Attaches vasculaires en silicone</td><td>Vecmedical</td><td>95001</td><td></td></tr><tr><td>Suture vicryle (5-0)</td><td>Ethicon</td><td>W9982</td><td></td></tr><tr><td>Injection transédocardique percutanée</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Artis Zee' C-Arm Fluoroscopie&nbsp ;</td><td>Siemens&nbsp ;</td><td>IR-19-1994</td><td></td></tr><tr><td>Système CARTO' 3&nbsp ; &nbsp ;</td>Logiciel de cartographie électrophysiologique <td>Biosense Webster</td><td></td><td>& Système</td></tr><tr><td>Cook Access Needle</td><td>Cook Medical</td><td>G07174</td><td>Aiguille de canulation</td></tr><tr><td>Fast-Cath' Introducer (6 français, 8 français)</td><td>Abbott</td><td>406204, 406142</td><td>Gaine vasculaire avec introducteur et fil-guide</td></tr><tr><td>Cathéter d’injection Myostar'</td><td>Biosense Webster</td><td>121117S, 121119S, 1211120S</td><td>Cathéter d’injection intramyocardique</td></tr><tr><td>No.11 scalpel</td><td>Swann-Morton</td><td>203</td><td></td></tr><tr><td>Omnipaque' Iohexol Contrast</td><td>GE Healthcare</td><td>AUST R 39861&nbsp ;</td><td>Produit de contraste iodé</td></tr><tr><td>Système d’échographie Sparq'</td><td>Philips</td><td>MP11742 Medpick</td><td></td></tr><tr><td>Sédation et anesthésie générale</td>Compound Sodium Lactate 894451 <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>s Hartmann’s Solution</td><td>Free</td></tr><tr><td>flex Fentanyl 50 mcg/mL</td><td>Pfizer</td><td>AUST R 107027.</td><td>Anesthésie et analgésie intraveineuses</td></tr><tr><td>Forthane' Isoflurane</td><td>Abbott</td><td>AUST R 29656&nbsp ;</td><td>Anesthésique inhalé</td></tr><tr><td>Appareil d’anesthésie GE Aestiva 5</td><td>Datex Ohmeda</td><td>17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions</td><td>Appareil d’anesthésie&nbsp ;</td></tr><tr><td>Hypnovel' Midazolam 5 mg/mL</td><td>Roche</td><td>AUST R 13726</td><td>Sédatif</td></tr><tr><td>Canule intraveineuse</td><td>BD Angiocath</td><td>381137</td><td>Canule de calibre 20</td></tr><tr><td>Ketamil' Kétamine 10 mg/mL</td><td>Ilium</td><td>Numéro APVMA : 51188c&nbsp ;</td><td>sédatif</td></tr><tr><td>Laryngoscope</td><td>Miller</td><td>VDI-6205</td><td></td></tr><tr><td>Médétomidine 1 mg/mL</td><td>Ilium</td><td>Numéro APVMA 64251 ; Numéro ACVM A10488&nbsp ;</td><td>sédatif</td></tr><tr><td>Métaraminol 10 mg/mL</td><td>Phebra</td><td>AUST R 284784</td><td>Vasopresseur à courte durée d’action</td></tr><tr><td>Méthadone 10 mg/mL</td><td>Ilium</td><td>Numéro APVMA : 63712&nbsp ;</td><td>Sédatif, Médicament d’usage restreint</td></tr><tr><td>Onsetron' Ondansétron 2 mg/mL</td><td>Accord Healthcare</td><td>AUST R 205593&nbsp ;</td><td>Anti-émétique</td></tr><tr><td>Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/mL</td><td>Braun</td><td>AUST R 142906&nbsp ;</td><td>Anesthésie intraveineuse</td></tr><tr><td>Oxymètre de pouls&nbsp ;</td><td>Meditech</td><td>GVPMT-M3S</td><td>Oxymètre de pouls portable</td></tr><tr><td>Shiley' Cuffed Basic Endotraheal Tube (taille 5.5 & 6.0)</td><td>Medtronic</td><td>86108-, 86109-Shiley</td><td></td></tr><tr><td>' Intubating Stylet, 10 Fr</td><td>Medtronic</td><td>85864</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium 0,9 %</td> <td>Free flex</td><td>FAH1322</td><td></td></tr><tr><td>Thoracotomie et injection de cellules épicardiques</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>27 G Aiguille à insuline</td><td>Terumo</td><td>51907</td><td></td></tr><tr><td>Adson Brown Tissue Forceps</td><td>Icon Fournitures médicales</td><td>KLINI316012</td><td></td></tr><tr><td>Système CARTO' 3&nbsp ; &nbsp ;</td>Logiciel de cartographie électrophysiologique <td>Biosense Webster</td><td></td><td>& Système</td></tr><tr><td>Cefazolin 1 g Flacon</td><td>AFT Pharmaceuticals</td><td>9421900137367 CH2</td><td>Antibioprophylaxie&nbsp ;</td></tr><tr><td>Tube de drainage thoracique</td><td>SurgiVet</td><td>SKU-336</td><td></td></tr><tr><td>Cook Access Needle</td><td>Cook Medical</td><td>G07174</td><td>Aiguille de canulation</td></tr><tr><td>Cooley Sternotomie Écarteur Pédiatrique</td><td>Millenium Chirurgical</td><td>9-61287</td><td></td></tr><tr><td>Durogesic' 100 mcg/h Fentanyl Patch</td><td>Janssen</td><td>AUST R 112371&nbsp ;</td><td>Analgésie postopératoire</td></tr><tr><td>Crayons électrochirurgicaux avec électrodes enrobées 'Edge'</td><td>Covidien</td><td>E2450H</td><td>Crayon de cautérisme</td></tr><tr><td>Crayons électrochirurgicaux avec électrodes enrobées 'Edge'</td><td>Crayon de cautérisme</td><td>Covidien</td><td>E2450H</td></tr><tr><td>Introducteur Fast-Cath' (6 français, 8 français)</td><td>Abbott</td><td>406204, 406142</td><td>Gaine vasculaire avec introducteur et fil-guide</td></tr><tr><td>Lignocaïne 20 mg/mL</td><td>Pfizer</td><td>AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 et AUST R 49295.</td><td>Anesthésie locale, anti-arythmique</td></tr><tr><td>Marcaine' Bupivacaïne 0,5 %</td><td>Pfizer</td><td>AUST R 48328&nbsp ;</td><td>Anesthésie locale.</td></tr><tr><td>Metzenbaum Ciseaux</td><td>Icon Medical Supplies</td><td>ARMO3250</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel n° 22</td><td>Swann-Morton</td><td>208</td><td></td></tr><tr><td>Suture en Nylon&nbsp ; (2-0, 3-0)</td><td>Ethicon</td><td>D9635, JJ76264</td><td></td></tr><tr><td>Taille 1 Suture PDS</td><td>Ethicon</td><td>JJ75414</td><td></td></tr><tr><td>Sparq' Système d’échographie</td><td>Philips</td><td>MP11742 Medpick</td><td></td></tr><tr><td>Gaze stérile</td><td>Kerlix</td><td>KE5072</td><td></td></tr><tr><td>Éponges de laparotomie stériles</td><td>Propax</td><td>2907950</td><td></td></tr><tr><td>Thermocool Smartouch' Catheter</td><td>Biosense Webster</td><td>D133601, D133602 D133603</td><td>Cathéter de cartographie épicardique</td></tr></tbody></table>

administrer des traitements cardioactifs dans un modèle d’infarctus du myocarde porcin

Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

L’infarctus du myocarde est l’une des principales causes de décès et d’invalidité dans le monde, et il est urgent de mettre au point de nouvelles stratégies cardioprotectrices ou régénératives. Un élément essentiel du développement d’un médicament consiste à déterminer comment un nouveau traitement doit être administré. Les modèles animaux de grande taille physiologiquement pertinents sont d’une importance cruciale pour évaluer la faisabilité et l’efficacité de diverses stratégies d’administration thérapeutique. En raison de leurs similitudes avec les humains en matière de physiologie cardiovasculaire, d’anatomie vasculaire coronarienne et de rapport poids/poids cardiaque, les porcs sont l’une des espèces préférées dans l’évaluation préclinique de nouvelles thérapies pour l’infarctus du myocarde. Le présent protocole décrit trois méthodes d’administration d’agents thérapeutiques cardioactifs dans un modèle porcin. Après un infarctus du myocarde induit par voie percutanée, les porcs landrace femelles ont reçu un traitement avec de nouveaux agents par : (1) thoracotomie et injection transépicardique, (2) injection transendocardique par cathéter, ou (3) perfusion intraveineuse via minipompe osmotique de la veine jugulaire. Les procédures employées pour chaque technique sont reproductibles, ce qui permet d’administrer des médicaments cardioactifs fiables. Ces modèles peuvent être facilement adaptés pour s’adapter à des modèles d’étude individuels, et chacune de ces techniques d’administration peut être utilisée pour étudier une variété d’interventions possibles. Par conséquent, ces méthodes sont un outil utile pour les scientifiques translationnels qui poursuivent de nouvelles approches biologiques dans la réparation cardiaque après un infarctus du myocarde.

Thoracotomie et injection de cellules épicardiques Sur les 29 animaux qui ont subi une thoracotomie et une injection épicardique, 26 ont survécu. L’analyse histologique a confirmé la prise de greffe de cellules humaines par cette méthode chez tous les animaux survivants (Figure 1E). Un animal a présenté des arythmies mortelles lors de l’injection de cellules et n’a pas pu être réanimé. Un autre a connu une activité électrique sans pouls pendant la fermeture et l’application prolongée d’une pression positive sur les voies respiratoires et n’a pas pu être récupéré. Un troisième animal a vomi et a fait un arrêt respiratoire lors de l’extubation. Cet animal n’a pas pu être réanimé.
Deux animaux ont connu des complications majeures, mais ont pu être récupérés. Un animal a développé une fibrillation ventriculaire lors d’une injection intramyocardique et a pu être réanimé à l’aide de palettes de défibrillation interne et d’un massage cardiaque. Le deuxième animal a vomi lors de l’extubation et a eu un bref arrêt respiratoire, mais a pu être rapidement réintubé et s’est bien rétabli. Tous ces événements se sont produits au cours des premières expériences, avec une diminution des effets indésirables à mesure que l’expérience de l’équipe avec le protocole augmentait (tableau 1).
Implantation d’une minipompe osmotique de la veine jugulaire Aucune mortalité ou complication majeure n’a été associée à l’implantation d’une minipompe osmotique jugulaire. La plupart des sept animaux ont présenté un léger gonflement au site chirurgical au cours des 24 premières heures, qui a disparu sans intervention. L’analyse ELISA réalisée sur le sérum au jour 3 après l’implantation de la pompe a démontré l’efficacité de la pompe, atteignant une concentration sanguine significative de facteur de croissance dérivé des plaquettes AB humain (PDGF-AB) par rapport aux témoins7 (Figure 2E).
Injection transendocardique percutanée Au total, 22 animaux ont reçu des injections endocardiques. Parmi ces injections, 17 ont été considérées comme « réussies », déterminées par la fluorescence ou la coloration à l’encre observée dans le tissu cible à l’autopsie (Figure 3B). Il n’y a pas eu de mortalité associée à cette procédure. Un animal a développé un épanchement péricardique de petit volume à la suite d’une perforation ventriculaire droite. Cela s’est résolu d’elle-même et n’a pas entraîné de compromis cardiovasculaire. Ce même animal est mort ; Cependant, il s’agissait d’une procédure supplémentaire non liée après l’injection intramyocardique.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig01.jpg"> Figure 1 : L’injection transépicardique de cardiomyocytes permet une visualisation cardiaque directe et permet d’obtenir une proportion élevée de cellules viables délivrées au myocarde. (A) L’apex cardiaque est exposé à travers une écharpe de gaze humidifiée guidée sous la base du cœur. (B) Un cathéter de cartographie épicardique délimite les zones cicatricielles et frontalières et annote les sites d’injection. (C) Une aiguille de 31 G est utilisée pour injecter des cellules par voie transépicardique dans le myocarde. (D) Carte de tension épicardique avec annotation du site d’injection. Violet : tension normale, myocarde sain ; Rouge : tension anormale, myocarde malade ; Points gris : sites d’injection. Après le sacrifice, le cœur est recueilli et fixé au formol pour une évaluation histologique en aval. En (E), les cellules humaines greffées sont détectées par immunomarquage de l’anticorps antinucléaire humain, Ku80, et d’un anticorps anti-GFP. Barre d’échelle = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig02.jpg"> Figure 2 : L’insertion de la minipompe de la veine jugulaire constitue une méthode sûre et fiable d’administration de PDGF sur une période de 7 jours. (A) La veine jugulaire droite est exposée et les tissus mous sont dégagés du vaisseau. (B) Les attaches vasculaires obstruent le vaisseau tandis qu’une aiguille de 14 G est utilisée pour faire une ponction, à travers laquelle le tube de la minipompe est enfilé. (C) La tubulure de la minipompe est avancée dans la veine et le corps de la minipompe est fixé aux tissus mous adjacents. (D) Le corps de la minipompe et la tubulure avant l’implantation. (E) La concentration sérique de la protéine recombinante délivrée par la minipompe et le PDGF-AB a été mesurée à l’aide d’un test ELISA chez chaque animal le jour 3 après l’implantation. Il a été démontré que les animaux recevant le PDGF-AB avaient une concentration sanguine significativement plus élevée de PDGF-AB que les animaux témoins, ce qui confirme l’efficacité de la méthode d’administration de la minipompe osmotique. **indique une différence statistiquement significative entre les groupes (p = 0,005, test U de Mann-Whitney) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig03.jpg"> Figure 3 : L’injection intramyocardique transendocardique permet une méthode d’administration thérapeutique peu invasive. (A) Une image fluoroscopique oblique antérieure droite montrant le cathéter d’injection (flèche blanche) administrant un produit de contraste (flèche jaune) dans le myocarde. L’injection de produit de contraste précède et suit l’injection thérapeutique afin que la mise en place de l’aiguille dans le myocarde puisse être confirmée. (B) Le vecteur injecté exprimait une protéine fluorescente verte (GFP) de sorte que le matériel injecté devenait fluorescent lors du prélèvement de tissus, confirmant ainsi le succès de l’injection. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Injection transépicardique (n = 29)</td>
			<td>Injection transendocardique (n = 22)</td>
			<td>Minipompe osmotique (n = 7)</td>
		</tr><tr><td>Mortalité</td>
			<td>3</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Vomissements postopératoires et arrêt respiratoire</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Fibrillation ventriculaire lors de l’injection</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Activité électrique sans pouls pendant la fermeture thoracique</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Morbidité</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Pneumothorax</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Épanchement pleural</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Perforation de la cavité cardiaque</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Hémorragie</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 1 : Liste des complications.

Le présent protocole décrit trois méthodes d’administration d’agents thérapeutiques cardioactifs dans un modèle porcin. Les porcs femelles ont reçu un traitement par : (1) thoracotomie et injection transépicardique, (2) injection transendocardique par cathéter, ou (3) perfusion intraveineuse par minipompe osmotique de la veine jugulaire.

Administrer des traitements cardioactifs dans un modèle d’infarctus du myocarde porcin

Myocardial infarction is one of the leading causes of death and disability worldwide, and there is an urgent need for novel cardioprotective or ...

Le protocole décrit trois techniques reproductibles pour l’administration de médicaments cardioactifs à des sujets porcins. Il est d’un grand intérêt pour les scientifiques translationnels qui étudient de nouvelles approches biologiques de la réparation cardiaque après un infarctus du myocarde. Dans cette vidéo, l’administration du médicament est démontrée par injection intramyocardique après une exposition chirurgicale du cœur.Cette technique permet une administration précise du médicament sous vision directe, et est associée à une rétention locale élevée du produit délivré. Aujourd’hui, Juntang Lu, un vétérinaire de notre laboratoire, fera la démonstration de la procédure avec moi. Il sera assisté par le Dr Alan Marcus, anesthésiste vétérinaire, le Dr Sally Kim, Samuel Turnbull et Mr.Vu Tran.Commencez la thoracotomie et l’injection de cellules épicardiques en administrant des antibiotiques prophylactiques par voie intraveineuse et continuez-les toutes les 90 minutes tout au long de la procédure. Placez l’animal dans la position latérale droite et appliquez un timbre de fentanyl de 100 microgrammes par heure sur le plan plat derrière les oreilles du porc. Couvrez-le d’un pansement adhésif ou d’une suture 2-0.Configurez le système de cartographie électroanatomique, le câblage et les correctifs conformément aux spécifications du produit. Avant de marquer une ligne horizontale de 10 centimètres entre les côtes quatre et cinq sur l’animal. Préparez un mélange de lidocaïne et de bupivacaïne dans une seringue avec une aiguille de calibre 25 et effectuez la procédure de bloc cutané sur un site chirurgical préparé de manière aseptique comme décrit dans le manuscrit.Après avoir drapé l’animal, faites une incision cutanée de 10 centimètres le long de la ligne marquée à l’aide d’un scalpel numéro 22. À l’aide d’une cautérisation monopolaire, approfondissez l’incision à travers les couches musculaires sous-jacentes jusqu’à ce que les muscles intercostaux aient été atteints. Préparez une seringue stérile de bupivacaïne et de lignocaïne.Fixez une aiguille de calibre 25 et insérez l’aiguille sur le bord caudal de la quatrième côte. Injectez lentement un quart du volume de la seringue sans faire passer l’aiguille dans la veine ou l’artère intercostale. Répétez cette opération à trois autres endroits le long du bord caudal de la quatrième côte.Après confirmation de l’anesthésiste, inciser soigneusement les muscles intercostaux à l’aide des ciseaux de Metzenbaum. Assurez-vous d’éteindre le ventilateur et d’inciser la plèvre. Une fois l’incision pratiquée, rallumez le ventilateur et ajustez la pression positive et expiratoire à quatre centimètres d’eau.Placez les écarteurs de côtes auto-retenus entre les côtes et ouvrez-les lentement pour exposer le cœur. À l’aide d’une pince à tissus, saisissez doucement le péricarde et incisez avec des ciseaux Metzenbaum pour extérioriser le cœur. Placez des sutures temporaires à 2-0 aux deux extrémités et sur les côtés de l’incision péricardique pour la fixer à la paroi thoracique.Créez un puits péricardique, en veillant à ce que les côtés du péricarde soient soutenus pour rendre le puits péricardique aussi peu profond que possible. Une fois cela fait, tassez la région entourant le cœur à l’aide d’écouvillons humidifiés ou d’éponges de laparotomie pour éviter le dessèchement des tissus exposés. Ensuite, délivrez l’apex du cœur à partir de l’intérieur de la cavité péricardique avec un index derrière le ventricule gauche.Prenez soin de minimiser la compression ventriculaire gauche. Ramène immédiatement le cœur dans la cavité péricardique et prend les mesures nécessaires pour améliorer les paramètres hémodynamiques avant une luxation supplémentaire. À l’aide d’un cathéter de cartographie électrophysiologique, créez une carte de tension électroanatomique de la surface épicardique du ventricule gauche.Identifiez les zones cicatricielles, les limites et les zones éloignées par des coupures de tension standard. Pliez l’aiguille de la seringue d’administration thérapeutique de calibre 27 à un angle d’environ 80 à 90 degrés et avancez l’aiguille dans le tissu cible à un angle peu profond. Appliquez une pression sur le piston de la seringue pour évacuer un quart à un tiers du volume total.Annotez l’emplacement du site d’injection sur la carte de tension épicardique générée à l’aide du cathéter de cartographie électrophysiologique. Retirez partiellement l’aiguille, redirigez-la dans le myocarde et déchargez un autre quart à un tiers du volume de la seringue. Répétez cette opération pour délivrer la dose souhaitée.Ensuite, retirez les écouvillons qui se détachent du cœur et retirez délicatement l’écharpe sous le cœur pour qu’il revienne à sa position neutre. Retirez les sutures à 2-0 du péricarde avant de détendre et de retirer l’écarteur du thorax. Fermez le thorax en plaçant des sutures en polydioxanone de taille un, ou PDS, dans les espaces entre les côtes trois et quatre et les côtes cinq et six à l’aide d’une aiguille ronde à pointe émoussée.Insérez un court tube en silicone dans le bord ventral de l’incision avant de resserrer et d’attacher les sutures se rapprochant des côtes. Placez l’extrémité libre du tube dans un bol de solution saline stérile pour un drainage étanche sous l’eau de la cavité pleurale. Pour expulser l’air libre du thorax, mettez le ventilateur sur le réglage de respiration libre.Utilisez le sac réservoir sur le circuit de réinspiration pour fournir une pression positive constante aux voies respiratoires et continuez cette pression jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de bulles dans le bol salin. Retirez ensuite le tube en silicone. Ensuite, fermez les couches musculaires sus-jacentes selon un motif continu simple avec des sutures résorbables 2-0, et fermez la peau selon un motif continu simple avec une suture non résorbable 2-0 ou 3-0.Enfin, appliquez un pansement adhésif sur le site chirurgical et placez des sutures simples et interrompues éparpillées pour aider à maintenir le pansement en place. Sur les 29 animaux qui ont subi une thoracotomie et une injection épicardique, 26 ont survécu. L’analyse histologique a confirmé que la greffe de cellules humaines a réussi chez tous ces animaux survivants.Une manipulation soigneuse et douce du cœur par le chirurgien, ainsi qu’une observation rigoureuse des paramètres hémodynamiques par l’anesthésiste sont essentielles pour assurer la sécurité de cette procédure. L’utilisation de vasopresseurs peut être nécessaire pour corriger toute instabilité hémodynamique transitoire. Ce protocole reproductible facilite l’administration fiable de médicaments par voie intramyocardique et peut être adapté pour s’adapter à des conceptions d’étude individuelles.

delivery-cardioactive-therapeutics-porcine-myocardial-infarction

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Une méthode de transfert de gènes pour le traitement de l'insuffisance cardiaque ischémique est décrit en utilisant un modèle porcin d'infarctus du myocarde. Notre méthode simple et reproductible nous permet de facilement évaluer l'efficacité des transferts de gènes différents avec une manière très simple et reproductible.

Transfert de gènes pour insuffisance cardiaque ischémique dans un modèle préclinique

Ce protocole décrit le modèle d'infarctus du myocarde (MI) à l'aide d'un porc de 90 min à thorax fermé ballonnet coronarien occlusion de l'artère descendante antérieure gauche (LAD), suivie d'une reperfusion. En outre, le protocole pour plusieurs paramètres de résultats, tels que la fonction cardiaque, hémodynamique, résistance microvasculaire, et la taille de l'infarctus, sont également présentés.

Infarctus du myocarde et d&#39;évaluation fonctionnelle de résultats chez le porc

Nous avons développé un modèle porcin pour l’administration ciblée d’agents pharmacologiques dans l’espace/liquide péricardique. En utilisant cette approche, les avantages relatifs des agents administrés sur la fibrillation auriculaire induite, les périodes réfractaires relatives et/ou la protection ischémique peuvent être étudiés.

Test de l&#39;efficacité des agents pharmacologiques dans un modèle de prestation péricardique cible dans la Swine

l'évaluation des résultats fiables et précis est la clé pour la traduction des thérapies précliniques dans le traitement clinique. Le présent document décrit comment évaluer trois paramètres de résultats primaires cliniquement pertinents de la performance cardiaque et des lésions dans un modèle d'infarctus du myocarde aigu de porc.

Évaluation des résultats primaires dans un modèle porcin de infarctus aigu du myocarde

Nous démontrons un protocole visant à normaliser les procédures d’échantillonnage d’un modèle porcin établi d’infarctus aigu du myocarde afin d’augmenter sa valeur translationnelle dans la compréhension de la physiopathologie de l’ischémie/reperfusion myocardique et de tester de nouveaux médicaments candidats.

Amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang

Nous avons cherché à établir un modèle porcin de l’insuffisance cardiaque induite par le blocage de l’artère circonflexe gauche et le rythme rapide pour tester l’effet et l’innocuité de l’administration intramyocardique des cellules souches pour les thérapies à base de cellules.

Établissement d’un modèle porcin d’insuffisance cardiaque d’infarctus post-myocardique pour le traitement des cellules souches

La thérapie génique myocardique pour les cardiopathies ischémiques est très prometteuse pour les thérapies futures. Ici, nous introduisons un grand modèle animal pour évaluer l’efficacité de la thérapie génique dans le cœur ischémique.

Modèle grand animal pour évaluer l’efficacité de la thérapie génique dans le cœur ischémique

Les modèles animaux d’infarctus du myocarde (IM) qui imitent le processus naturel de la maladie chez l’homme sont essentiels pour comprendre les mécanismes physiopathologiques et tester l’innocuité et l’efficacité des nouvelles thérapies émergentes. Nous décrivons ici un modèle de porc MI créé en déployant une bobine d’embolisation percutanée.

Infarctus du myocarde par déploiement de bobine d’embolisation percutanée dans un modèle porcin

Cette étude présente un modèle chirurgical porcin d’ischémie myocardique chronique due à une sténose progressive de l’artère coronaire, entraînant une altération de la fonction cardiaque sans infarctus. Après l’ischémie, les animaux subissent un pontage aortocoronarien sans pompe avec mise en place épicardique d’un patch de collagène chargé d’exosomes dérivés de cellules souches. Ce traitement d’appoint améliore la fonction myocardique et la récupération.

Modèle chirurgical porcin d’ischémie myocardique chronique traité par un patch de collagène chargé d’exosomes et un pontage aortocoronarien sans pompe

Ce protocole démontre l’utilisation d’un défibrillateur cardioverteur (DCI) implantable pour induire de manière fiable des arythmies ventriculaires, effectuer une cardioversion interne et obtenir des enregistrements ECG intracardiaques dans un modèle porcin.

Modèle d’arrêt cardiaque porcin utilisant un défibrillateur implantable

Découvrez trois techniques d'administration de médicaments cardioactifs chez le porc après infarctus du myocarde. Ce protocole chirurgical permet une livraison intramyocardique fiable avec haute rétention locale pour la recherche translationnelle en réparation cardiaque.

Administrer des traitements cardioactifs dans un modèle d’infarctus du myocarde porcin

Explorer plus de vidéos