Name: Un protocole de transplantation cardiaque hétérotopique murin modifié correspondant aux normes contemporaines de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-28T13:20:00.000+00:00
Duration: 12 min 40 s
Description: Apprenez une technique de transplantation cardiaque hétérotopique murine modifiée avec anesthésie et analgésie optimisées. Ce modèle économique permet d'étudier l'immunité et le rejet des greffes chez la souris.

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Les auteurs tiennent à souligner les efforts remarquables du personnel de soins aux animaux de l’Université d’Australie occidentale et de l’Institut Harry Perkins de recherche médicale, dont le dévouement et l’expertise ont contribué à la faisabilité et au succès de ces chirurgies.

<ol><li>Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+the+intact+mammalian+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of the intact mammalian heart.</a> Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).</li>
<li>Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homologous+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homologous heart transplantation.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).</li>
<li>Downie, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Homotransplantation+of+the+dog+heart%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Homotransplantation of the dog heart.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).</li>
<li>Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homotransplantation+of+canine+heart+and+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homotransplantation of canine heart and lungs.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).</li>
<li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
<li>Joffre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+acute+and+chronic+allograft+rejection+with+CD4%2BCD25%2BFoxp3%2B+regulatory+T+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes.</a> Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).</li>
<li>Gregori, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+T+cells+induced+by+1+alpha%2C25-dihydroxyvitamin+D3+and+mycophenolate+mofetil+treatment+mediate+transplantation+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance.</a> The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li>
<li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+in+aseptic+rodent+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Techniques in aseptic rodent surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).</li>
<li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia%3A+The+art+and+science%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR Journal. , (2021).</li>
<li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia+and+analgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Mouse+Biology%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).</li>
<li>Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes">https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes</a> (2013).</li>
<li>Prosser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+changes+to+tissue-resident+immunity+after+MHC-matched+and+MHC-mismatched+solid+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation.</a> Cell Reports. 35 (7), 109141(2021).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Le modèle de transplantation cardiaque orthotopique murine est un modèle préclinique robuste utilisé principalement pour étudier les effets de l’incompatibilité du CMH sur le niveau et la nature du rejet immunologique et, plus récemment, l’effet de la transplantation sur la rétention de l’immunité résidente du tissu greffé16. Tout en suivant initialement de près le protocole Corry et al.7 , nous avons affiné le protocole pour incorporer les meilleures pratiques en matière d...

Nous devons une grande partie de notre compréhension de l’immunologie et de la transplantation à la recherche basée sur des modèles expérimentaux de transplantation d’organes solides utilisant des sujets animaux. Depuis la première description de la transplantation cardiaque vascularisée chez les mammifères1, de tels modèles ont contribué à la connaissance de domaines très variés, notamment l’application thérapeutique de l’hypothermie2, les avantages de l’utilisation de sutures spécialisées3 et les techniques d’homotransplantation pulmonaire et cardiaque totale4. Le développement de modèles de transplantation cardiaque chez le rat 5,6 a élargi le champ de l’expérimentation immunologique en raison de la disponibilité de différentes lignées de reproduction. La gamme considérablement plus large de souches de souris consanguines et mutantes disponibles a conduit Corry et al.7 à développer une technique de transplantation cardiaque hétérotopique murine en raison des avantages considérables que cette gamme apporte à la recherche sur la transplantation. Ce modèle a été largement utilisé et a contribué à une meilleure compréhension du rejet de greffe8 et de la thérapeutique9. Depuis sa première description, cependant, la technique est restée largement inchangée, à l’exception de quelques détails techniques mineurs tels que les ajustements de la position des sites anastomotiques10,11.
Depuis l’intégration de la technique de Corry et al.7 dans nos expériences, nous avons identifié des domaines prometteurs pour améliorer le protocole, à savoir ceux de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie. On s’attendait à ce que les améliorations dans ces domaines aient un impact positif sur les résultats expérimentaux et améliorent le bien-être des animaux. Cela a déjà été démontré lorsque la technique aseptique est utilisée dans les chirurgies de petits animaux, car elle aide à réduire les infections postopératoires12, ce qui a non seulement un impact sur la morbidité et la mortalité, mais peut également compromettre les expériences conçues pour évaluer la réponse immunitaire après une chirurgie de transplantation. Du point de vue de l’anesthésie et de l’analgésique, l’utilisation d’un régime raffiné permet de réduire le coût pour les animaux et d’équilibrer l’argument éthique de ce modèle chirurgical en atténuant la douleur et la souffrance des sujets expérimentaux. De plus, une anesthésie et une analgésie appropriées limitent la réponse au stress associée à la douleur, améliorant la qualité de la récupération postopératoire et, en fin de compte, augmentant le taux de réussite chirurgicale13.
Dans le but d’améliorer à la fois le bien-être animal et les résultats expérimentaux, un protocole a été élaboré avec des ajustements pour combler ces lacunes. Ce protocole a été adapté de celui décrit à l’origine par Corry et coll.7 avec la consultation d’un anesthésiste vétérinaire et en tenant dûment compte des effets et de la durée des effets des interventions pharmacologiques utilisées dans le régime anesthésique et analgésique. L’approche était basée sur les principes de l’anesthésie équilibrée et de l’analgésie multimodale pour assurer des soins périopératoires appropriés14. En plus de l’application de la technique aseptique, la buprénorphine opioïde et l’anesthésique local bupivacaïne ont été administrés de manière préventive. L’anesthésie générale a été réalisée à l’aide de l’agent anesthésique inhalé isoflurane.

<table><tbody><tr><td>2030 Canule d’irrigation Rycroft 30 G</td><td>McFarlane</td><td>56005HU</td><td></td></tr><tr><td>Soie chirurgicale tressée 7-0</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pince Bulldog courbée - 35 mm&nbsp ;</td><td>Roboz</td><td>RS-7441-5</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaïne 0,25 %&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo porte-aiguille loquet courbé -&nbsp ; 145 mm</td><td>Haag-Streit</td><td>11.62.15</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidine 5 % solution</td><td>Ebos</td><td>JJ61371</td><td></td></tr><tr><td>Applicateur à coton-tige - 7,5 cm</td><td>Dove</td><td>SN109510</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 70 % solution</td><td>Ebos</td><td>WH130192EE</td><td></td></tr><tr><td>Gaze 5 x 5 cm blanc</td><td>Aero</td><td>AGS50</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam 80 mm x 125 mm&nbsp ;</td><td>Pfizer</td><td>7481D</td><td></td></tr><tr><td>Tondeuse à cheveux</td><td>Wahl</td><td>9860L</td><td></td></tr><tr><td>Héparine 1 000 UI en 1 mL</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iris SuperCut ciseaux droits - 11,5 cm&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Inka Surgical&nbsp ;</td><td>11550.11</td><td></td></tr><tr><td>Vaporisateur Isoflurane</td><td>Darvall</td><td>9176</td><td></td></tr><tr><td>Micro pince bouledogue - 3,7 cm</td><td>Greman</td><td>14119-G</td><td></td></tr><tr><td>Micro ciseaux courbés 105 mm&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ruban chirurgical en papier ordinaire Micropore - 2,5 cm de large</td><td>Ebos</td><td>7810L</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux microchirurgicaux - pointe</td><td></td><td></td><td></td>incurvée</tr><tr><td>Suture en polyprolène monofilament - 5/0</td><td>Surgipro</td><td>P-205-X</td><td></td></tr><tr><td>Myweigh i101 Balance de précision 100 g x 0,005 g</td><td>Myweigh</td><td>Kit00053</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille - 30 g x 0,5 pouce</td><td>BD</td><td>BD304000</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille 15 cm courbé « super fin"</td><td>Spécialistes chirurgicaux</td><td>ST-B-15-8.2</td><td></td></tr><tr><td>Nylène 10/0 x 15 cm sur 3,8 mm 3/8 cercle conique rond (diam 0,07mm) CV300</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pince à suture ronde courbée 0,3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD281R</td><td></td></tr><tr><td>Pince à suture ronde droite 0,3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD280R</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort vannas à manche rond-str/12.5 cm</td><td></td><td>15400-12</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort-Cvd Sm lames</td><td></td><td>15001-08</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux Stevens blunt droit 110 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Panneau</td><td></td><td></td> chirurgical <td>Carton laminé rigide. 15 x 15 cm</td></tr><tr><td>Champs chirurgicaux</td><td>Coupés en deux tailles. 25 cm x 25 cm et 25 cm x 40 cm&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr>Microscope <td></td><td></td><td></td><td>chirurgical</td></tr><tr><td>Seringue - 1 mL</td><td>BD</td><td>592696</td><td></td></tr><tr><td>Seringue - 3 mL</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Pince dentée</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>Université du Wisconsin</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solution Coussin</td><td></td><td></td> chauffant <td>Coussin chauffant à infrarouge lointain 20 x 25 cm</td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort Westcott</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Yasargil clip applier baïonnette</td><td>Aesculap</td><td>FE582K</td><td></td></tr><tr><td>Yasargil titane clip perm 6,6 mm</td><td>Aesculap</td><td>A19FT222T</td><td></td></tr><tr><td><fort>utilisation de la souris</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><fort>Souche/SEXE/Poids</fort></td><td><fort>Donneur</fort></td><td><fort>Recipent</fort></td><td></td></tr><tr><td>BALB/c, femelle, 19-23 g</td><td>7</td><td>21</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6, femelle, 17-20 g</td><td>7</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CD45.1 BALB/c, femelle, 17-21 g</td><td>5</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

un protocole de transplantation cardiaque hétérotopique murin modifié correspondant aux normes contemporaines de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie

A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

Le développement de modèles expérimentaux de transplantation cardiaque chez l’animal a contribué à de nombreuses avancées dans les domaines de l’immunologie et de la transplantation d’organes pleins. Alors que le modèle de transplantation cardiaque murine vascularisée hétérotopique a été initialement utilisé dans des études sur le rejet de greffon utilisant des combinaisons de souches de souris consanguines non appariées, l’accès aux souches génétiquement modifiées et aux modalités thérapeutiques peut fournir de nouvelles informations précliniques puissantes. Fondamentalement, la méthodologie chirurgicale de cette technique n’a pas changé depuis son développement, en particulier en ce qui concerne des facteurs importants tels que la technique aseptique, l’anesthésie et l’analgésie, qui ont des impacts matériels sur la morbidité et la mortalité postopératoires. De plus, on s’attend à ce que les améliorations apportées à la prise en charge périopératoire améliorent à la fois le bien-être animal et les résultats expérimentaux. Cet article rend compte d’un protocole élaboré en collaboration avec un expert en anesthésie vétérinaire et décrit la technique chirurgicale en mettant l’accent sur la gestion périopératoire. De plus, nous discutons des implications de ces améliorations et fournissons des détails sur le dépannage des étapes chirurgicales critiques pour cette procédure.

Pour déterminer l’efficacité de la technique chirurgicale dans la promotion de bons résultats de cicatrisation des plaies et de récupération chez la souris, les premières expériences en laboratoire ont déterminé les caractéristiques de survie d’une gamme de greffons cardiaques d’immunogénicité variable pour le receveur. Il s’agissait notamment de greffes congéniques (n = 5) et syngéniques (n = 5), qui partagent les mêmes marqueurs du complexe majeur d’histocompatibilité (CMH) que le receveur, et de greffes à mécompatibil...

Le présent article décrit une technique modifiée pour la transplantation cardiaque vascularisée hétérotopique avec une technique aseptique mise à jour, une analgésie et une anesthésie.

Un protocole de transplantation cardiaque hétérotopique murin modifié correspondant aux normes contemporaines de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Il s’agit d’un modèle économique et reproductible de transplantation cardiaque. Il peut être utilisé à la fois pour améliorer les compétences microchirurgicales et permettre l’utilisation de souches de souris génétiquement modifiées comme donneurs ou receveurs. La technique inclut globalement toute la gestion de la douleur et la complexité anesthésique de la chirurgie humaine normale pour limiter la morbidité après la chirurgie.Ce modèle est essentiel pour étudier l’immunité induite chirurgicalement, l’effet de l’incompatibilité sur le rejet de greffe et la longévité de la greffe. Les approches chirurgicales générales de ce modèle peuvent être appliquées sous une forme modifiée à d’autres greffes d’organes solides de souris. L’échelle microscopique et les contraintes de temps associées laissent une petite marge d’erreur.La clé du succès est une pratique régulière avec une supervision professionnelle, fournissant un retour spécifique sur les domaines de difficulté. La démonstration de la procédure sera assurée par Mme Liu Liu, une assistante de recherche de mon laboratoire. Les interventions chirurgicales seront assistées par le Dr Wen Hua Huang, Mme Jas Kaur et Mme Xiao Zhang.Après avoir anesthésié et retiré la souris de la chambre d’induction, retirez les poils en rasant étroitement l’abdomen ventral à l’aide de tondeuses. Dans le cas du donneur, rasez la zone s’étendant des organes génitaux à la marge supérieure du thorax ventral. Assurez-vous que la zone rasée atteint la ligne médio-axillaire latéralement.Surveillez la température en insérant une sonde rectale lubrifiée propre dans le rectum de l’animal, puis en la fixant à la carte chirurgicale à l’aide de ruban microporeux. Évaluer la profondeur anesthésique en observant les réponses à la stimulation de la patte ou de la queue par la pression appliquée par les forceps traumatiques, le réflexe palpébral et le tonus musculaire. Mesurer la fréquence respiratoire en observant le mouvement de la paroi thoracique tout en observant l’effort respiratoire pour évaluer le volume courant, puis calculer la fréquence respiratoire comme décrit dans le manuscrit.Une fois le site chirurgical désinfecté à l’aide d’applicateurs stériles à embout de coton, appliquez la chlorhexidine dans un mouvement circulaire du centre du site chirurgical aux bords trois fois, suivi d’une combinaison de chlorhexidine et d’éthanol selon le même schéma. Préparez le champ chirurgical en plaçant des champs chirurgicaux stériles de chaque côté du tableau chirurgical comme site pour placer les instruments stériles. Après avoir fait une petite ouverture de forme ovale dans le champ, placez le champ fenêtré au site d’incision proposé.Après avoir préparé l’animal comme démontré précédemment, appliquez un lubrifiant pour les yeux. À l’aide d’une seringue à insuline de calibre 29 le long du site d’incision prévu, injectez par voie sous-cutanée une dose de bupivacaïne basée sur le poids dans l’abdomen ventral et recherchez une ligne droite de blebbing visible qui couvre l’étendue de l’incision prévue. Ensuite, utilisez une lame de scalpel chirurgical stérile pour faire une incision de la peau médiane ventrale sous huit fois grossissement.Assurez-vous que la laparotomie s’étend du bas-ventre à la marge costale. Et insérez un rétracteur pour maximiser le champ chirurgical. Humidifiez le segment de gaze stérile avec une solution de chlorure de sodium à 0,9% chauffée et positionnez-le à l’aspect supérieur du site chirurgical.Maintenant, utilisez des cotons-tiges stériles humidifiés pour éviscérer doucement les intestins. Placez-les sur cette gaze et enroulez-la autour de l’organe. À l’aide d’une combinaison d’applicateurs à embout de coton et de pinces rondes de suture corporelle, libérer et mobiliser l’aorte abdominale et la veine cave inférieure des tissus environnants avec une technique de dissection contondante.S’assurer que la zone de clairance se trouve entre la face infrarénale des vaisseaux et au-dessus de la bifurcation de l’aorte. Après avoir identifié les vaisseaux abdominaux postérieurs, tirez doucement l’aorte dans une direction éloignée de la colonne vertébrale à l’aide d’une pince. Faites un canal de chaque côté de ces vaisseaux céphalo-caudally en passant la pince incurvée postérieure aux vaisseaux abdominaux.Ligate chaque vaisseau identifié et mobilisé dans la zone anastomotique prévue en utilisant des longueurs de nylon 10-O attachées avec des instruments dans les nœuds du chirurgien avec un lancer supplémentaire. Isolez le site anastomotique de la circulation en installant une pince chirurgicale à la tête et aux extrémités du cabillaud du vaisseau abdominal. Assurez-vous que les pinces traversent les deux vaisseaux à un degré suffisant pour assurer une occlusion complète.Utilisez une pince dans la main non dominante pour stabiliser l’aorte. Effectuer une aortotomie à l’aide d’une aiguille de calibre 30 à la face antérieure de l’aorte. Étendre l’aortotomie à l’aide de ciseaux microchirurgicaux à pointe droite.Pour effectuer une adénotomie, utilisez une pince droite et appliquez une légère traction antérieure à la veine cave inférieure au point aligné avec le milieu de l’aortotomie. Utilisez des ciseaux microchirurgicaux incurvés avec le côté concave tourné vers l’avant pour enlever un segment de la veine cave inférieure de longueur égale à l’aortotomie. Laver l’intérieur des vaisseaux ouverts du sang restant avec une solution de chlorure de sodium héparinisée.Placez le cœur du donneur dans l’abdomen et assurez-vous que l’aorte ascendante est directement à côté de l’aortotomie abdominale et que le cœur est tourné, de sorte que l’artère pulmonaire peut être aspirée pour la deuxième anastomose. À l’aide de nylon 10-O, placez une suture de séjour entre la position 12:00 de l’aortotomie et l’extrémité correspondante de la lumière de l’aorte ascendante. À l’aide d’une pince à pointe droite dans un porte-aiguille microchirurgical, attachez-le avec trois jets ultérieurs de nœud de chirurgien et coupez les extrémités pour laisser environ deux millimètres de suture.Placez une deuxième suture de séjour entre la position 6:00 de l’aortotomie et l’aspect correspondant de l’aorte ascendante. Comme cette suture servira également de base pour les sutures de course suivantes, laissez au moins 10 millimètres de la queue pour l’attache finale. Placez une suture continue en nylon 10-O de manière ascendante pour opposer le bord droit anatomique de l’aortotomie et le bord libre correspondant de l’aorte ascendante.Effectuez cette procédure avec précaution et utilisez environ quatre lancers pour cette ligne. Passez l’extrémité libre de la suture autour de la suture distale avant de placer une deuxième suture continue le long du côté gauche anatomique pour affecter l’apposition avec le bord libre restant de l’aortotomie. Attachez la suture à la queue à l’aide d’un nœud de chirurgien avec deux lancers supplémentaires.Placez une suture de séjour entre la position de 12h00 de la veine cave inférieure, la veinotomie, et l’extrémité correspondante de la lumière de l’artère pulmonaire. À partir de ce point d’ancrage, placez une suture continue en cours d’exécution en discernant entre le bord anatomique gauche de l’artère pulmonaire et le bord correspondant de la veinotomie. Passez l’aiguille à travers la position 6:00 de la veinotomie et l’extrémité correspondante de la lumière artérielle pulmonaire.De manière ascendante, passez l’aiguille à travers le bord libre restant de l’artère pulmonaire et le droit anatomique de la veinotomie. Utilisez en moyenne quatre lancers pour cette ligne, puis dessinez les bords libres finaux de l’artère pulmonaire et de la veinotomie ensemble. Attachez l’extrémité libre de la suture à l’ancre et, à l’aide d’un instrument, nouez le nœud du chirurgien avec deux lancers supplémentaires et coupez le fil supplémentaire.Vérifiez que les vaisseaux ne se tordent pas, ce qui interférerait avec la circulation sanguine. Placez la mousse de gel sur la ligne de suture. Placez deux morceaux de mousse de gel d’environ deux millimètres autour d’eux et moulez de manière à ce que toutes les lignes de suture visibles soient recouvertes.Relâchez les pinces vasculaires en commençant par la pince à dorloter, puis la pince céphalée. Comme on s’attend à une petite quantité d’hémorragie, placez préventivement les applicateurs à pointe de coton sur les sites anastomotiques pour fournir une pression. Après avoir réparé les fuites visibles, vérifiez la pulsation du cœur.S’il est absent, vérifiez que les vaisseaux cardiaques ne se tordent, puis repositionnez les intestins au-dessus et autour du cœur et humidifiez la cavité péritonéale avec une solution de chlorure de sodium chauffée si vous semblez sec. En utilisant la technique continue non interrompue, fermer la cavité abdominale à l’aide d’un monofilament prolène 6-O non résorbable en suturant d’abord la couche musculaire, suivie de la peau. Une fois que le receveur est retiré de la carte chirurgicale et de l’anesthésique, administrer un millilitre de solution saline chaude par voie sous-cutanée et placer le receveur dans une cage préparée avec réchauffement pour observation conformément aux protocoles de récupération postopératoire.Une récupération complète et une acceptation ont été observées dans le cas de transplantations cardiaques murines hétérotopiques syngéniques et congéniques pendant 100 jours après la chirurgie. Cependant, un rejet rapide a été observé dès sept jours après la chirurgie en cas de transplantation cardiaque hétérotopique majeure non compatible. Pendant les anastomoses, vous devez rester conscient de l’endroit où se trouve votre suture dans le champ chirurgical.Ne pas le faire peut entraîner des dommages critiques aux structures ou un enchevêtrement de la suture. Ces techniques microchirurgicales de dissection et d’anastomose sont très applicables à d’autres modèles chirurgicaux de petits mammifères, y compris la transplantation rénale hétérotopique et orthotopique du foie, ce qui permet aux chercheurs d’étudier le rejet de greffe.

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Research

Recherche

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie et infection

Le modèle de souris transplantation cardiaque hétérotopique a été prouvée par de nombreux chercheurs d'être une méthode importante pour étudier les mécanismes de rejet et de la réponse immunitaire. Cependant, les techniques impliquées sont toujours difficiles. En modifiant les techniques standard, nous avons eu du succès avec plus de 1000 greffes.

Transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris

Le modèle de transplantation cardiaque col de l'utérus de souris est bien adapté pour immunologique ainsi que des études de lésions d'ischémie reperfusion. Nous avons modifié la procédure en utilisant une technique de manchette non-suture et effectué plus de 1.000 transplantations réussies avec cette approche.  Ici, nous fournissons des détails supplémentaires de cette technique pour compléter la vidéo.

Murin col de l&#39;utérus Cœur, la transplantation en utilisant une technique de modification de manchette

Une technique est démontrée pour la procédure microchirurgicale pour la transplantation hétérotopique de cœurs chez la souris, y compris des méthodes simplifiées pour le prélèvement du donneur et l’anastomose des vaisseaux receveurs.

Une méthode modifiée de Heterotopic souris coeur la transplantation

Le manuscrit décrit les étapes nécessaires pour effectuer la transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris.

Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique

La technique du brassard raccourcit et facilite le modèle de transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris en évitant les anastomoses de suture techniquement difficiles des petits vaisseaux. Les détails techniques présentés dans cet article vidéo devraient permettre aux chercheurs d’établir ce modèle dans leurs laboratoires.

Heterotopic col de l&#39;utérus chez la souris Transplantation cardiaque

Nous décrivons un modèle de transplantation abdominale hétérotopique de coeur chez les rats, impliquant des modifications des stratégies actuelles, qui mènent à une approche chirurgicale simplifiée. En outre, nous décrivons un modèle de rejet nouveau par l’injection dans l’oreille des cellules cardiaques vitales de muscle, permettant d’autres analyses immunologiques de greffe chez des rats.

Un modèle immunologique pour la transplantation héterotopique de cellules cardiaques et cardiaques chez les rats

Nous introduisons une approche de tube interne à la technique de manchette pour la transplantation de coeur hétérotopique cervical de souris pour aider evert le vaisseau au-dessus de la manchette. Nous avons constaté que la coopération entre deux chirurgiens expérimentés raccourcit nettement le temps d’opération.

Optimisation de la technique de manchette pour la transplantation cardiaque murine

Nous présentons un protocole pour l’utilisation d’un système de perfusion sanguin ex vivo normotherme pour l’administration de produits thérapeutiques à une allogreffe cardiaque entière dans un modèle de transplantation cardiaque hétérotopique porcine.

Protocole de transplantation cardiaque hétérotopique porcine pour l’administration de produits thérapeutiques à une allogreffe cardiaque

Dans le présent protocole, un modèle de transplantation cardiaque de souris est utilisé pour étudier le mécanisme du rejet de l’allogreffe cardiaque. Dans ce modèle de transplantation cardiaque hétérotopique, l’efficacité de l’opération est améliorée et la survie des greffons cardiaques est assurée par une anastomose cervicale de bout en bout de l’implantation cardiaque à l’aide d’une technique de brassard modifiée.

Une technique de brassard modifiée pour un modèle de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale de souris

Les modèles de transplantation cardiaque de souris représentent des outils de recherche précieux pour étudier l’immunologie de la transplantation. Le présent protocole détaille la transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris qui implique la mise en place de brassards sur l’artère carotide commune du receveur et le tronc de l’artère pulmonaire du donneur pour permettre le flux sanguin laminaire.

Transplantation cardiaque cervicale hétérotopique de souris utilisant des brassards vasculaires

Ce protocole présente une technique simplifiée d’anastomose de suture de bout en côté pour la transplantation de cœur cervical murin, fournissant un modèle robuste et reproductible pour l’étude de l’immunologie de la transplantation.

Transplantation cardiaque hétérotope cervicale de souris utilisant la technique d’anastomose de bout en côté pour étudier l’immunologie de la transplantation

Apprenez une technique de transplantation cardiaque hétérotopique murine modifiée avec anesthésie et analgésie optimisées. Ce modèle économique permet d'étudier l'immunité et le rejet des greffes chez la souris.

Un protocole de transplantation cardiaque hétérotopique murin modifié correspondant aux normes contemporaines de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie (Vidéo) | JoVE Journal

Un protocole de transplantation cardiaque hétérotopique murin modifié correspondant aux normes contemporaines de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie

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