Échantillonnage de soluté dissous à travers une interface sol-eau oxique-anoxique à l’aide de profileurs de microdialyse

En tant que pédologue, nous devons toujours prendre de l’eau en poudre de sol pour analyse. Cependant, ce n’est pas très facile, surtout lorsque les produits chimiques contenus dans l’eau en poudre sont très sensibles à l’oxygène. Il s’agit d’une nouvelle technologie.

Nous l’appelons API sampler. En utilisant l’échantillonneur, nous pouvons prendre la poudre de sol tous les deux millilitres avec une perturbation réelle de la charge dans le sol. Mes étudiants Zhang Sha, Yujia, Liu Ziyan et Liu Hao vont démontrer comment construire l’échantillonneur et l’utiliser pour prélever de l’eau poudreuse de sol.

Commencez par couper avec précision les nanotubes à membrane vierges en 33 tubes courts, d’une longueur de 58 millimètres. Ensuite, coupez le tuyau en polytétrafluoroéthylène ou PTFE en 66 tuyaux, ayant une longueur de 180 millimètres avec un couteau en céramique. Ensuite, mélangez complètement les deux parties de l’adhésif époxy AB sur n’importe quelle plaque de plastique propre et laissez-la reposer pendant 30 minutes jusqu’à ce qu’elle devienne collante avant de l’appliquer sur la surface extérieure du haut du tuyau en PTFE.

Assurez-vous que l’adhésif époxy AB ne couvre que les quatre millimètres du tube et qu’il n’y a pas d’adhésif supplémentaire bloquant les tubes. Connectez les deux tuyaux en PTFE à chaque tube à nanomembrane en vissant doucement les tuyaux en PTFE dans le tube à nanomembrane pour assembler complètement les 33 échantillonneurs de microdialyse vierges. Laissez reposer les échantillonneurs assemblés pendant la nuit pour assurer le durcissement complet et la stabilisation de l’adhésif.

Pour améliorer l’hydrophilie et nettoyer les échantillonneurs de microdialyse, faites-les tremper dans de l’éthanol pendant une heure, puis un nettoyage par ultrasons avec de l’acide nitrique dilué à 2% et de l’eau ultrapure pendant 15 minutes chacun. Vérifiez la perméabilité et l’étanchéité à l’air de l’échantillonneur de microdialyse en faisant bouillonner dans l’eau à l’aide d’une seringue de cinq millilitres. Pour assembler le profileur de microdialyse, utilisez le fichier CAO pour imprimer le squelette préconçu en utilisant un matériau en nylon.

Ensuite, creusez un récipient en PVC lavé à l’acide avec deux fentes parallèles de cinq centimètres d’intervalle pour correspondre à la taille du squelette. Utilisez le module de gravure de l’imprimante 3D pour le fendage. Construisez un connecteur un-à-plusieurs en stabilisant l’adhésif époxy sous la forme d’un capuchon de tube centrifuge de 50 millimètres.

Insérez ensuite 33 bouchons de silicium d’un centimètre de long dans l’adhésif époxy avant de durcir et laissez-le reposer toute la nuit. Ensuite, retirez le connecteur un-à-plusieurs du capuchon du tube et coupez l’adhésif époxy curé à l’aide d’un couteau en céramique afin que toutes les extrémités du capuchon en silicone ne soient pas obstruées. Rincez soigneusement le connecteur un-à-plusieurs avec de l’acide nitrique dilué à 2% et de l’eau ultrapure pendant 15 minutes chacun et séchez-le dans des conditions ambiantes.

Une fois séché, connectez une vanne à trois voies au fond du tube pour servir de récipient tampon. Assembler le récipient tampon en installant un connecteur un-à-plusieurs sur un tube de seringue de 50 millilitres à l’aide d’un adhésif époxy AB Assembler les échantillonneurs de microdialyse individuels sur le squelette à l’aide d’un adhésif fusionné à chaud, en veillant à ce que chaque échantillonneur soit parallèle au bord supérieur ou inférieur du squelette. Installez les 33 échantillonneurs de microdialyse sur le squelette, en veillant à ce que les 33 échantillonneurs des deux côtés passent à travers les fentes en PVC.

Scellez les espaces au niveau des articulations du squelette et des fentes avec un adhésif époxy AB. Ensuite, connectez tous les échantillonneurs d’un côté du squelette à un récipient tampon via une vanne de connexion un-à-plusieurs préinstallée dans un tube centrifuge de 50 millilitres. Ensuite, connectez une poche de perfusion médicale préremplie d’eau de 18,3 milli ohms au récipient tampon à travers la valve à trois voies.

Fermez tous les échantillonneurs du côté de l’échantillonnage à l’aide de capuchons en silicone. Vérifiez la perméabilité et l’étanchéité à l’air de chaque échantillonneur de microdialyse en tournant la valve à trois voies, ce qui permet à l’eau de s’écouler de la poche de perfusion médicale vers l’échantillonneur. Ensuite, fermez et éteignez tous les échantillonneurs et la vanne sur le récipient tampon.

Avant d’incuber le sol inondé, éliminez l’oxygène en dégazant l’eau dans la poche de perfusion médicale. Bulles d’azote gazeux pendant la nuit dans la voie de la ligne d’azote gazeux de haute pureté vers la poche de perfusion médicale. À l’aide d’une vanne à trois voies, fermez le lien entre le profileur et le sac dégazé.

Ajoutez ensuite 450 grammes de terre tamisée séchée à l’air dans un récipient en PVC, en veillant à ce que cinq échantillonneurs de microdialyse restent au-dessus de la surface du sol. Couvrez la surface du sol avec des tissus avant d’inonder le sol avec de l’eau ultrapure. Une fois que le sol est inondé à cinq centimètres au-dessus de la surface du sol, retirez le tissu.

Une fois l’incubation du sol initialisée, purgez immédiatement le système avec la solution préchargée. Ensuite, rincez le système d’échantillonnage en activant la connexion entre le sac anaérobie et l’échantillonneur de dialyse. Utilisez dix fois le volume total de l’échantillonneur lors de la purge de chaque échantillonneur avec de l’eau.

Une fois la purge d’un échantillonneur terminée, coiffez-le à l’aide d’un bouchon en silicone propre avant de purger chaque échantillonneur pour établir un système d’incubation et d’échantillonnage du sol inondé. Ensuite, ajustez le sac anaérobie à la hauteur de la surface de l’eau, en vous assurant que tous les tubes sont remplis d’eau. Sinon, retirez le bouchon et abaissez le dessus du tube, permettant à l’eau de s’écouler du sac anaérobie.

Fermez les bouchons et les valves et incuber pendant sept jours en éteignant la connexion entre le sac anaérobie et l’échantillonneur de dialyse. Avant l’échantillonnage, ajuster les niveaux d’eau dans le récipient de terre, les sommets d’échantillonnage et le sac anaérobie à une hauteur similaire pour éviter des potentiels d’eau nettement différents. Activez ensuite la connexion entre le sac anaérobie et le conteneur tampon.

Retirez le capuchon du premier échantillonneur de haut en bas. À l’aide d’une pipette, transférer 133 microlitres d’échantillon de l’échantillonneur dans un flacon de 0,6 millilitre, préchargé de 133 microlitres d’acide nitrique à 2% pour la conservation. Pendant l’échantillonnage, observer un écoulement lent mais uniforme de gouttelettes d’eau vers l’échantillonneur de microdialyse dans la chambre d’observation du sac anaérobie.

Fermez le dessus du tube avec un bouchon en silicone avant de passer au tube d’échantillonnage suivant. Répétez cette opération pour les 33 échantillons avant de fermer la connexion entre le sac anaérobie et le récipient tampon. Reconstituer l’eau inondée le sixième jour après l’échantillonnage.

Calculer le volume de récupération de l’échantillon en pesant le flacon d’échantillon avant et après le transfert de l’échantillon d’eau pauvre. Mesurez ensuite les concentrations totales dissoutes des éléments dans l’eau pauvre à l’aide de la spectrométrie de masse à plasma à couplage inductif ou ICPMS. Le pourcentage de récupération du volume de l’échantillon était en moyenne de 101,4 % et variait de 100,2 % à 103,6 %Une récupération légèrement plus élevée du volume de l’échantillon indiquait une différence de niveau d’eau entre le sac anaérobie et le haut du tube d’échantillonnage.

À l’aide des échantillons prélevés à travers l’interface entre l’eau du sol le sixième et le septième jour, les concentrations totales dissoutes de fer, de manganèse, d’arsenic, de cadmium, de cuivre, de plomb, de nickel et de zinc dans l’eau pauvre ont été déterminées. Le sixième jour, les concentrations dissoutes de manganèse, de fer et d’arsenic augmentaient avec la profondeur du sol, tandis que celles de cuivre et de plomb diminuaient avec l’augmentation de la profondeur du sol. Cependant, pour le cadmium, le nickel et le zinc, les profils de profondeur de concentration indiquaient une tendance différente, car les concentrations dissoutes augmentaient de moins 20 millimètres à des endroits plus profonds.

Les profils de concentration de fer et d’arsenic à une profondeur de moins 12 millimètres le sixième jour étaient significativement plus élevés que les niveaux du septième jour. Cependant, les concentrations de fer et d’arsenic étaient significativement plus élevées des profondeurs de moins 18 à moins 50 millimètres. Pour la plupart des éléments déterminés, à l’exception du manganèse, les concentrations dissoutes dans les eaux de surface et le sol de surface uniforme à moins 15 millimètres de profondeur étaient significativement plus faibles après la reconstitution aérobie de l’eau.

Un pic de concentration de plomb le septième jour à une profondeur d’environ moins 10 millimètres a montré une tendance contrastée avec le sixième jour. Cette technique est particulièrement utile pour les chercheurs qui ont étudié les processus biogéochimiques de micro-interface. Il peut réduire les facteurs de confusion médicale.

Cette procédure est appliquée au sol plat, ce qui signifie que la fuite ou l’intrusion d’oxygène modifiera considérablement les processus chimiques inattendus, garantira que toutes les connexions sont étanches à l’air et que le dégazage de l’eau est suffisant. Après cette procédure, d’autres méthodes telles que la chromatographie liquide carpienne et la chromatographie de masse et l’analyse microbienne à résolution spéciale peuvent être effectuées pour relier les processus chimiques et biologiques. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs pour explorer de nouvelles questions sur la façon dont les perturbations virales affectent les comportements de l’élément capteur expurgé dans un environnement changeant.