Name: Ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-09T14:45:00.000+00:00
Duration: 5 min 48 s
Description: Apprenez la ligature chirurgicale de l'artère coronaire gauche chez la souris pour modéliser l'infarctus du myocarde. Cette méthode permet d'étudier la physiopathologie et la réponse inflammatoire post-infarctus.

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Ce travail a été soutenu par des subventions de l’Institut national de la santé (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 et R01DK129339), AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) et ALA Innovation Project Award (IA-629694) (à).

Le présent protocole d’étude a été examiné et approuvé par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de Pittsburgh. Huit souris C57BL/6J femelles (simulé n = 4 et MI n = 4) âgées de 1 an pesant entre 24 et 30 g ont été utilisées pour ces expériences. Environ 100% et au moins 80% des souris ont survécu au cours des premières 24 heures et 28 jours, respectivement.
1. Préparation et intubation endotrachéale des souris
<ol><li>Préchauffez un stérilisateur à billes (voir le tableau des matériaux) à 250 °C et placez-y des instruments chirurgicaux autoclavés pendant quelques minutes.</li>
	<li>Anesthésier la souris dans une chambre d’induction avec 3% d’isoflurane et 1 L/min d’oxygène pendant 5 min.</li>
	<li>Assurez-vous de la profondeur de l’anesthésie chez la souris en vérifiant la réponse à un pincement ferme des orteils.</li>
	<li>Peser la souris pour estimer la posologie de l’analgésique préopératoire, la buprénorphine (0,1 mg/kg). Injectez le médicament par voie intrapéritonique.</li>
	<li>Coupez la fourrure sur le côté gauche du thorax à l’aide d’un rasoir électrique.</li>
	<li>Désinfectez le site chirurgical avec de la povidone iodée et de l’éthanol à 70% trois fois.</li>
	<li>Placez la souris en décubitus dorsal sur une planche inclinée. Fixez la tête et les membres de la souris à l’aide d’une bande élastique fixée aux incisives supérieures et au ruban adhésif, respectivement. Appliquez un lubrifiant ophtalmique stérile sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.</li>
	<li>Ouvrez la mâchoire et retirez doucement la langue de la cavité buccale.</li>
	<li>Identifier l’ouverture du larynx en éclairant l’oropharynx à l’aide d’un laryngoscope (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Coupez environ 0,5 cm d’une aiguille de cathéter de 24 G et insérez l’aiguille émoussée dans le bouclier en plastique. Dirigez l’aiguille émoussée avec le bouclier en plastique dans la trachée. Sortez l’aiguille en laissant le bouclier en plastique dans la trachée.</li>
	<li>Réglez le ventilateur (voir le tableau des matériaux) à une fréquence respiratoire de 137 battements par minute (optimisée pour les souris utilisées dans cette étude) et un volume courant de 0,18 cc. Connectez les tubes du respirateur au bouclier du cathéter et confirmez l’intubation correcte en recherchant un mouvement thoracique synchronisé avec le ventilateur.</li>
	<li>Débranchez le tube respiratoire de l’écran du cathéter et placez l’animal en décubitus dorsal sur une planche chirurgicale préchauffée à température contrôlée. Reconnectez la souris au ventilateur.</li>
</ol>2. Ligature permanente de l’artère coronaire gauche
<ol><li>Désinfectez le site chirurgical avec de la povidone iodée et de l’alcool à 70%. Appliquez un champ stérile ayant un trou de la taille d’un quart au centre pour sécuriser le site chirurgical. Soulevez doucement la peau à l’aide d’une paire de pinces et faites une petite incision transversale cutanée (1,5-2 cm) le long de la ligne entre le grand pectoral gauche et les muscles mineurs à l’aide d’une paire de ciseaux chirurgicaux. REMARQUE: Des ciseaux ont été utilisés pour faire l’incision car ils fournissent le contrôle requis sur la profondeur et la direction de la coupe.</li>
	<li>Séparez les muscles pectoraux sous-jacents avec des pinces et des ciseaux à dissectionner. Les muscles ont été séparés à l’aide de rétracteurs attachés à des bandes élastiques.</li>
	<li>Faites une incision dans le troisième espace intercostal avec une paire de micro-ciseaux en suivant l’angle naturel de la cage thoracique. À ce stade, une extrême prudence doit être exercée pour éviter les blessures au cœur et aux poumons.</li>
	<li>Étirez doucement les côtes à l’aide de rétracteurs pour exposer le ventricule gauche. Déplacez la graisse péricardique de côté et localisez l’ACV, qui s’étend du bord de l’oreillette gauche vers l’apex du cœur.</li>
	<li>Passer un 8-0 suture en nylon sous l’ACV à l’aide d’un porte-aiguille. Libellez l’ACV avec un double nœud suivi d’un deuxième nœud (un nœud de chirurgien modifié). REMARQUE: Le blanchiment du ventricule inférieur gauche confirme une ligature ACL réussie. En plus de cela, la mesure de la troponine, la surveillance de l’ECG (élévation du ST), l’écho / IRM cardiaque in vivo ou les images micro-CT sont également conseillées pour confirmer les lésions MI comparables.</li>
	<li>Retirez les rétracteurs et insérez une aiguille de cathéter de 22 G dans la cavité thoracique. Retirez l’aiguille en laissant l’extrémité du bouclier en plastique dans la cavité thoracique. Fermez la cage thoracique à l’aide d’une suture en nylon 4-0.</li>
	<li>Connectez une seringue au bouclier en plastique de 22 G et retirez lentement l’excès d’air emprisonné dans la cavité thoracique en appuyant doucement sur la poitrine pour établir une pression d’air négative. Retirez le bouclier en plastique.</li>
	<li>Fermez la peau avec une suture en nylon 4-0.</li>
	<li>Coupez l’alimentation en isoflurane. À ce stade, la souris est sur le ventilateur fournissant de l’oxygène.</li>
</ol>3. Soins postopératoires
<ol><li>Éteignez le ventilateur une fois que la respiration spontanée commence. REMARQUE: La procédure prend environ 30-35 minutes par animal de la préparation des souris jusqu’à cette étape.</li>
	<li>Gardez la souris sous une lampe chauffante et surveillez-la jusqu’à ce qu’elle soit réveillée. L’animal ne doit pas être laissé sans surveillance jusqu’à ce qu’il ait recouvré suffisamment de conscience pour maintenir une position couchée sternale.</li>
	<li>Après la chirurgie, placez l’animal dans une cage séparée et remettez-le dans la cage d’origine avec d’autres animaux seulement après son rétablissement complet.</li>
	<li>Surveillez la souris quotidiennement pour tout signe de douleur ou d’inconfort.</li>
	<li>Poursuivre l’injection intrapéritonéale de buprénorphine (0,1 mg / kg) toutes les 6-8 heures pendant 2 jours supplémentaires après la chirurgie.</li>
</ol>4. Évaluation échocardiographique
REMARQUE: Une échocardiographie a été réalisée pour évaluer les paramètres de l’insuffisance cardiaque le jour 28 après l’IM.
<ol><li>Après 28 jours après la chirurgie, anesthésiez les souris avec 3% d’isoflurane et 1 L / min d’oxygène, appliquez un lubrifiant ophtalmique stérile sur les yeux et enlevez les poils de la poitrine à l’aide d’une crème dépilatoire. Désinfectez la poitrine avec de la povidone iodée et de l’éthanol à 70% trois fois.</li>
	<li>Fixez les souris anesthésiées au sommet de la plateforme d’imagerie (voir le tableau des matériaux) en décubitus dorsal et maintenez un niveau constant d’anesthésie tout au long de la procédure à l’aide d’un cône nasal relié au système anesthésique (1 % à 2 % d’isoflurane et 1 L/min d’oxygène).</li>
	<li>Collez les quatre pattes aux électrodes ECG avec du gel d’électrode (voir le tableau des matériaux). Surveillez la température de l’animal en insérant une sonde rectale (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Appliquez le gel de balayage (voir le tableau des matériaux) sur la poitrine, placez le transducteur verticalement, abaissez-le jusqu’à la ligne parasternale (parallèle au thorax) et faites pivoter de 35° dans le sens inverse des aiguilles d’une montre pour obtenir la vue parasternale à grand axe du ventricule gauche.</li>
	<li>Appuyez sur le bouton d’imagerie en mode B du logiciel d’imagerie (voir Tableau des matériaux) pour obtenir une vue complète du cœur sur l’axe long. Ajustez la taille et la luminosité de la porte et enregistrez les images à l’aide de Save Clip ou Save Frame pour des mesures ultérieures16. </li>
	<li>Passez en mode M (mode mouvement) et placez l’axe du mode M au niveau du muscle papillaire. Ajustez la taille de la porte et appuyez sur le bouton Démarrer en mode M. Enregistrez les images à l’aide de Save Clip ou Save Frame 16,17.</li>
	<li>Comme le processus d’acquisition d’images en mode 4D est automatisé, vérifiez que les signaux ECG et respiratoire sont actifs (Figure 1) avant d’acquérir les données.</li>
	<li>Commencez à acquérir les données en mode B. Ouvrez le panneau de numérisation 4D et lancez le moteur 3D. Définissez les paramètres de l’image dans le panneau de numérisation 4D et appuyez sur le bouton Numérisation pour commencer la numérisation. Après avoir examiné les images dans la vue 2D, chargez-les en mode 4D à l’aide du bouton Charger dans 4D .</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Le modèle murin de l’IM gagne en popularité dans les laboratoires de recherche cardiovasculaire, et cette étude décrit un modèle d’IM reproductible et cliniquement pertinent. Ce protocole améliore le processus de ligature de l’ACV de plusieurs façons. Pour commencer, l’utilisation d’anesthésiques préopératoires injectables tels que la xylazine/kétamine ou le pentobarbitalsodique 14,15 est évitée. Seule l’anesthésie à l’isoflurane a été utilisée, ce qui aide à amé...

Les maladies cardiovasculaires sont un problème majeur de santé publique qui fait 17,9 millions de victimes chaque année, soit 31 % de la mortalité mondiale1. Le type d’anomalie cardiovasculaire le plus répandu est la maladie coronarienne, et l’infarctus du myocarde (IM) est l’une des principales manifestations de la maladie coronarienne2. L’IM est généralement causée par une occlusion thrombotique d’une artère coronaire due à la rupture d’une plaque vulnérable3. L’ischémie qui en résulte provoque de profonds changements ioniques et métaboliques dans le myocarde affecté, ainsi qu’une diminution rapide de la fonction systolique. L’IM entraîne la mort des cardiomyocytes, ce qui peut entraîner un dysfonctionnement ventriculaire et une insuffisance cardiaque4.
La recherche sur l’IM chez les patients est limitée en raison de la rareté des tissus obtenus chez les patients atteints d’IM5. En tant que tels, les modèles murins de l’IM sont utiles à la fois pour étudier les mécanismes de la maladie et pour développer des cibles thérapeutiques potentielles. Les modèles murins actuellement disponibles d’IM comprennent des modèles d’ischémie irréversible (ACV et méthodes d’ablation) et des modèles de reperfusion (ischémie/reperfusion, I/R)6. La ligature permanente de l’artère coronaire gauche (ACL) chez la souris est la méthode la plus utilisée, et elle imite la physiopathologie et l’immunologie de l’IM chez les patients 7,8,9. L’IM permanent peut également être induit par des méthodes d’ablation, qui impliquent des dommages électriques ou des cryoblessures. Les méthodes d’ablation sont capables de générer un infarctus de taille uniforme à l’endroit précis10. D’autre part, la formation de cicatrices, la morphologie de l’infarctus et les mécanismes de signalisation moléculaire peuvent varier selon les méthodes d’ablation10,11. La méthode I/R murine est un autre modèle important d’IM car elle représente le scénario clinique de la thérapie de reperfusion12. Le modèle I/R est associé à des défis tels qu’une taille variable de l’infarctus, la difficulté à distinguer les réponses de la blessure initiale et la reperfusion6.
Bien que largement utilisées, les méthodes de ligature de l’ACL sont associées à de faibles taux de survie et à des douleurs postopératoires13. Ce protocole démontre le modèle chirurgical murin de ligature de l’ACL qui implique la préparation et l’intubation de souris, la ligature de l’ACL, les soins postopératoires et la validation de l’IM. Plutôt que d’utiliser une trachéotomieinvasive 14, cette méthode utilise l’intubation endotrachéale. L’animal est intubé en éclairant l’oropharynx à l’aide d’un laryngoscope, ce qui rend la procédure plus facile, plus sûre et moins traumatisante15. La souris est maintenue sous assistance respiratoire et sous anesthésie à l’isoflurane tout au long de la procédure. De plus, l’échocardiographie et la coloration trichrome de Masson sont effectuées pour évaluer la fonction cardiaque et la fibrose cardiaque après un IM, respectivement. Dans l’ensemble, cette méthode fournit un modèle murin chirurgical fiable et reproductible de l’IM qui peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et l’inflammation après un IM.

<table><tbody><tr><td>Aiguille de cathéter 22 G</td><td>Exel INT</td><td>26741</td><td>Thoracentèse</td></tr><tr><td>Aiguille de cathéter 24 G</td><td>Exel INT</td><td>26746</td><td>Intubation endotrachéale</td></tr><tr><td>4-0 suture en nylon</td><td>Covetrus</td><td>29263</td><td>Suture des muscles et de la peau</td></tr><tr><td>Suture en nylon 8-0</td><td>S& T</td><td>3192</td><td>Ligature des</td></tr><tr><td>vaporisateurs anesthésiques</td> LAD <td>Equipement vétérinaire</td><td>VE-6047</td><td>Support anesthésique</td></tr><tr><td>Moniteur de physiologie animale</td><td>Fujifilm</td><td>VEVO 3100</td><td>Moniteur de fréquence cardiaque, de fréquence respiratoire et de température corporelle</td></tr><tr><td>Solution de bétadine</td><td>PBS santé animale</td><td>11205</td><td>Antispétique</td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Covetrus</td><td>55175</td><td>Analgésique</td></tr><tr><td>Microscope de disséquage</td><td>OMANO</td><td>OM2300S-V7</td><td>Binoculaire</td></tr><tr><td>Rasoir électrique</td><td>Wahl</td><td>79300-1001M</td><td></td></tr><tr><td>Gel d’électrode</td> de rasage <td>Parker Laboratories</td><td>W60698L</td><td>Gel conducteur</td></tr><tr><td>d’électricité Éthanol</td><td>Decon Laboratories</td><td>22-032-601</td> Pince <td>désinfectante</td></tr><tr><td></td><td>FST</td><td>11065-07</td><td>Acier inoxydable</td></tr><tr><td>Gaze</td><td>Curity</td><td>CAR-6339-PK</td><td>Lampe</td></tr><tr><td>chauffante</td> stérile <td>Satco</td><td>S4998</td><td>Soins post-opératoires</td></tr><tr><td>Coussin chauffant</td><td>Kent scientific</td><td>Surgi-M</td><td>Contrôle de la température</td></tr><tr><td>Stérilisateur à billes chaudes</td><td>Germinator 500</td><td>11503</td><td>Stérilisation de l’instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Covetrus</td><td>29405</td><td>Anesthésie</td></tr><tr><td>Masson&rsquo; s kit de coloration trichrome</td><td>Thermoscientific</td><td>87019</td><td>Mesure de la fibrose cardiaque</td></tr><tr>Micro<td>porte-aiguille</td><td>FST</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Micro-ciseaux</td> en acier inoxydable <td>FST</td><td>15000-02</td><td>Pommade</td></tr><tr><td>ophtalmique</td> en acier inoxydable <td>Dechra</td><td>Puralube Vet</td><td>Lubrifiant oculaire stérile</td></tr><tr><td>Gel de balayage</td><td>Parker Laboratories</td><td>Aquasonic 100</td><td>Gel de transmission d’ultrasons aqueux</td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>FST</td><td>14060-11</td><td>Acier inoxydable</td></tr><tr><td>Laryngoscope pour petits animaux</td><td>Penn-Century</td><td>Modèle LS-2-M</td><td>Éclairage de l’oropharynx</td></tr><tr><td>Ventilateur pour petits animaux</td><td>Appareil de Harvard</td><td>557058</td><td>Support de ventilateur</td></tr><tr><td>Lampe chirurgicale</td><td>Cole parmer</td><td>41723</td><td>Largeur de l’illuminateur (po) : 7</td></tr><tr><td>Plateforme d’imagerie préclinique Vevo 3100</td><td>Fujifilm</td><td>VEVO 3100</td><td>Échocardiographie</td></tr><tr><td>Logiciel VevoLAB</td><td>Fujifilm</td><td>VevoLAB 3.2.6</td><td>Analyse des données d’échocardiographie</td></tr></tbody></table>

ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde

Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

La cardiopathie ischémique et l’infarctus du myocarde (IM) subséquent sont l’une des principales causes de mortalité aux États-Unis et dans le monde. Afin d’explorer les changements physiopathologiques après un infarctus du myocarde et de concevoir de futurs traitements, des modèles de recherche de l’IM sont nécessaires. La ligature permanente de l’artère coronaire gauche (ACL) chez la souris est un modèle populaire pour étudier la fonction cardiaque et le remodelage ventriculaire après l’IM. Nous décrivons ici un modèle chirurgical d’IM murin moins invasif, fiable et reproductible par ligature permanente de l’ACL. Notre modèle chirurgical comprend une anesthésie générale facilement réversible, une intubation endotrachéale qui ne nécessite pas de trachéotomie et une thoracotomie. L’électrocardiographie et la mesure de la troponine doivent être effectuées pour assurer l’IM. L’échocardiographie au jour 28 après l’IM permettra de discerner la fonction cardiaque et les paramètres d’insuffisance cardiaque. Le degré de fibrose cardiaque peut être évalué par la coloration trichrome de Masson et l’IRM cardiaque. Ce modèle d’IM est utile pour étudier les altérations physiopathologiques et immunologiques après un IM.

La figure 1 montre les signaux ECG et respiratoires actifs représentatifs lors de l’évaluation échocardiographique de souris simulées (Figure 1A) et MI (Figure 1B). La vérification de l’ECG actif et des signaux respiratoires est importante avant d’acquérir les données échocardiographiques. La figure 2 montre la mesure échocardiographique des paramètres fonctionnels cardiaques 28 jours ...

Présenté ici est une procédure chirurgicale pour la ligature permanente de l’artère coronaire gauche chez la souris. Ce modèle peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et la réponse inflammatoire associée après un infarctus du myocarde.

Ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...

Le modèle chirurgical de ligature permanente de l’artère gauche chez la souris peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et la réponse inflammatoire associée après un infarctus du myocarde. Cette méthode fournit un modèle murin fiable et productible de MI, qui est facile, sûr et moins invasif. Pour commencer, préchauffez un stérilisateur à billes à 250 degrés Celsius et placez-y des instruments chirurgicaux autoclavés pendant quelques minutes.Assurez-vous de la profondeur de l’anesthésie chez la souris en vérifiant la réponse à un pincement ferme des orteils. Pesez la souris pour estimer la posologie de l’analgésique préopératoire buprénorphine et injectez le médicament par voie intrapéritonéale. Coupez la fourrure sur le côté gauche du thorax à l’aide d’un rasoir électrique.Après avoir désinfecté le site chirurgical, placez la souris en décubitus dorsal sur une planche inclinée. Fixez la tête et les membres de la souris à l’aide d’une bande élastique fixée respectivement aux incisives supérieures et au ruban adhésif. Appliquez un lubrifiant ophtalmique stérile sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.Ouvrez la mâchoire et retirez doucement la langue de la

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Cette vidéo montre comment utiliser un modèle rapide et fiable pour étudier les processus pathobiologiques et physiopathologiques de l'ischémie myocardique.

DAL-Ligature: un modèle murin d&#39;infarctus du myocarde

De nombreuses manipulations génétiques et / ou injections intra-myocardique de gènes, de protéines, de cellules et / ou biomatériaux sont superposées la dimension du temps dans des études de l'ischémie aiguë / reperfusion et le remodelage chronique chez la souris. Cette vidéo illustre les procédures de microchirurgie de l'ischémie / reperfusion, la ligature des artères coronaires permanente, et les études d'injection intramyocardique.

Ligature de l&#39;artère coronaire et injection intramyocardique dans un modèle murin d&#39;infarctus

La procédure chirurgicale utilisée pour induire un infarctus du myocarde expérimental chez la souris commence par thoracotomie gauche, entre le troisième et le quatrièmes nervures afin de visualiser la surface antérieure du cœur et le poumon gauche. L'artère coronaire gauche est ligaturée, la poitrine est fermée et la souris est autorisé à se rétablir spontanément.

Technique de modification de ligature de l&#39;artère coronaire chez la souris

Dans cette vidéo, nous décrivons une intervention chirurgicale visant à générer un modèle murin d’infarctus du myocarde en ligaturant de façon permanente l’artère coronaire descendante antérieure gauche.

Génération d’un modèle murin d’infarctus du myocarde : une procédure chirurgicale pour la ligature permanente de l’artère coronaire descendante antérieure gauche dans un modèle murin

Nous introduisons une méthode chirurgicale pour induire expérimental d'ischémie / reperfusion (I / R) des blessures pour simuler un infarctus du myocarde (IM) dans les modèles de souris qui permet une plus grande clarté dans le positionnement de la ligature sur l'artère interventriculaire antérieure gauche (LAD) d'augmenter la reproductibilité d'expériences MI chez la souris.

Un modèle murin d&#39;ischémie myocardique-reperfusion par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure

L’insuffisance cardiaque est la principale cause d’hospitalisation et une cause majeure de mortalité. Un modèle de ligature permanente de l’artère coronaire descendante antérieure gauche chez la souris est appliqué pour étudier le remodelage ventriculaire et le dysfonctionnement cardiaque après un infarctus du myocarde. La technique des mesures hémodynamiques invasives chez la souris est présentée.

Ligature permanente de l&#39;artère interventriculaire antérieure coronaire chez la souris: Un modèle de post-infarctus du myocarde et de remodelage de l&#39;insuffisance cardiaque

Nous fournissons une méthode fiable pour la ligature de l’artère descendante antérieure gauche (LAD) dans un modèle murin. Cette méthode est comparativement moins invasive que les autres méthodes, impliquant l’intubation endotrachéale, une approche de thoracotomie gauche et la thoracentèse. Cette méthode peut être utilisée comme modèle pour l’infarctus du myocarde (IM) aigu et chronique.

Murine gauche interventriculaire antérieure (LAD) Coronary Artery Ligature: un modèle amélioré et simplifié pour Myocardial Infarction

Ici nous décrivons une procédure chirurgicale montrant comment réaliser la ligature permanente de l'artère coronaire descendante gauche-antérieure chez les souris. Ce modèle est d'une grande pertinence pour étudier la pathophysiologie de l'infarctus du myocarde et les processus biologiques concomitants.

Modèle d'infarctus myocarde de Murine utilisant la ligation permanente de l'artère coronaire descendante antérieure gauche

Ce protocole décrit les étapes pour induire un infarctus du myocarde chez la souris tout en préservant le péricarde et son contenu.

Un modèle intact de rongeur ischémique péricardique

Nous décrivons ici une méthode simple et reproductible qui peut induire un infarctus du myocarde ou une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris par ligature de précision de l’artère coronaire descendante antérieure gauche par micromanipulation.

Induction d’un infarctus du myocarde et d’une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris

Apprenez la ligature chirurgicale de l'artère coronaire gauche chez la souris pour modéliser l'infarctus du myocarde. Cette méthode permet d'étudier la physiopathologie et la réponse inflammatoire post-infarctus.

Ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde

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