Name: Injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine pour créer un modèle murin de xénogreffe de métastases osseuses (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-11-04T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 32 s
Description: Découvrez l'injection intracardiaque de cellules PC3 marquées à la luciférase pour créer un modèle murin de métastases osseuses du cancer de la prostate. Cette technique permet d'étudier les mécanismes moléculaires et d'évaluer les effets thérapeutiques in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail est soutenu par des subventions du National Key R&D Program of China (2018YFC1704300 et 2020YFE0201600), de la National Nature Science Foundation (81973877 et 82174408), des projets de recherche dans le cadre du budget de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Shanghai (2021LK047) et du Shanghai Collaborative Innovation Center of Industrial Transformation of Hospital TCM Preparation.

Des souris athymiques BALB/c mâles âgées de six à huit semaines (n = 10) ont été hébergées dans des cages de souris ventilées individuellement (5 souris/cage) dans une salle animalière exempte d’agents pathogènes spécifiques (FPS) dans des conditions de cycle lumière/obscurité de 12 h, avec libre accès à des aliments pour FPS et à de l’eau stérile. Les souris ont été nourries de manière adaptative pendant une semaine avant les expériences. Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le comité du bien-être animal de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Shanghai.
1. Préparation cellulaire
<ol><li>Le jour de l’injection de cellules cancéreuses de la prostate, laver à 80% -90% de cellules PC-3 marquées par la luciférase confluente (PC-3-luciférase) cultivées dans une boîte de culture cellulaire de 10 cm avec du PBS stérile pré-froid (pH 7,4) deux fois. Trypsiniser pendant 3 minutes avec 1,5 mL de trypsine à 0,25 % et recueillir les cellules dans un tube centrifugé de 15 mL après avoir trempé la trypsine avec 6 mL de milieu F-12 contenant 10 % de sérum. NOTE: La lignée cellulaire PC-3-luciférase est dérivée de la lignée cellulaire PC-3 après avoir été transfectée avec le vecteur pLV-luciférase15.</li>
	<li>Utilisez un compteur automatique de cellules et calculez la concentration de la cellule en transférant 20 μL de la suspension cellulaire sur la plaque de comptage des cellules (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Centrifuger les cellules à 800 x g à température ambiante (RT) pendant 5 min.</li>
	<li>Utiliser une pipette pour jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille de cellule dans un milieu F-12 (voir le tableau des matériaux) jusqu’à obtenir une densité cellulaire finale de 1 x 107 cellules/mL.</li>
	<li>Gardez les cellules sur la glace en tout temps jusqu’à l’injection.</li>
	<li>Amenez les cellules à la salle d’opération et terminez l’injection cellulaire dans les 2 heures. REMARQUE : Préparez des suspensions cellulaires supplémentaires (habituellement des volumes doublés au besoin) pour assurer des doses d’injection précises (par exemple, pour éviter les espaces morts à l’intérieur des seringues).</li>
</ol>2. Chirurgie pour injection intracardiaque des cellules cancéreuses de la prostate humaine
REMARQUE : L’appareil chirurgical utilisé pour l’injection intracardiaque est une seringue de 1 mL (figure 1). Fournir un soutien thermique tout au long de la procédure jusqu’à la récupération de l’animal après l’anesthésie.
<ol><li>Gardez la souris dans la salle animalière SPF. Effectuer toutes les procédures avec des appareils stérilisés dans une armoire aseptique.</li>
	<li>Anesthésier la souris en utilisant 2% d’isoflurane avec 98% d’oxygène sous un débit d’oxygène de 2 L/min. REMARQUE: Étaler une petite quantité de pommade ophtalmique sur les yeux de la souris pour éviter la sécheresse pendant l’anesthésie. Effectuez toute la chirurgie dans un endroit bien ventilé. Assurez-vous que la souris est profondément anesthésiée en pinçant les orteils de la souris avant l’injection cellulaire. S’il reste des réponses (p. ex., une secousse ou une contraction), attendez plus de temps pour que l’anesthésie fasse effet.</li>
	<li>Placez la souris en position supone et immobilisez les deux membres supérieurs perpendiculairement éloignés de la ligne médiane (Figure 2A).</li>
	<li>Immobiliser la souris de l’abdomen vers le bas avec du ruban adhésif chirurgical. Évitez d’appuyer fort et de déplacer les organes internes (Figure 2B). REMARQUE : Le maintien de l’anatomie topographique (c.-à-d. la fixation avec du ruban adhésif) est essentiel puisque l’injection intracardiaque est aveugle (c.-à-d. que le site d’injection précis sur le cœur est invisible à l’œil nu).</li>
	<li>Désinfectez la peau du thorax avec un tampon à l’éthanol à 70%.</li>
	<li>Identifier le processus xiphoïde de la souris dans la dépression à l’extrémité inférieure du sternum moyen en palpant le milieu de la paroi thoracique antérieure. Identifiez l’encoche jugulaire de la souris dans la dépression centrale au bord supérieur du manubrium en palpant à partir du milieu de la paroi thoracique antérieure.</li>
	<li>Étiquetez le point le plus inférieur du processus xiphoïde et l’encoche jugulaire à l’aide d’un marqueur (figure 2A). Faites une troisième marque au milieu de ces deux repères et légèrement à droite (à gauche de l’animal) juste au-dessus du cœur dans le troisième espace intercostal. REMARQUE : Le site d’injection se trouve à 1-2 mm à gauche de la ligne médiane, et le point d’injection se situe entre les troisième et quatrième côtes de la souris (Figure 2A).</li>
	<li>Charger 200 μL de la suspension cellulaire dans une seringue de 1 mL. REMARQUE : Conservez une bulle d’air dans la seringue, comme illustré à la figure 2C, pour vous assurer que le sang pulse. La suspension cellulaire doit être soigneusement mélangée avant le chargement.</li>
	<li>Insérez verticalement une aiguille de 26 G à travers le site d’injection (Figure 2D).</li>
	<li>Gardez la main tenant la seringue stable sur la table, ou utilisez l’autre main pour la maintenir stable. Assurez-vous que le grand axe de la seringue est perpendiculaire au site d’injection et insérez la seringue d’environ 2 mm par voie sous-cutanée.</li>
	<li>Une pulsation sanguine rouge vif est visible dans le moyeu de l’aiguille et/ou la suspension cellulaire lorsque l’extrémité de l’aiguille est correctement insérée dans le ventricule gauche. Si la pulsation sanguine est invisible, la pointe de l’aiguille n’est pas dans le cœur. Rétractez et remplacez l’aiguille (au cas où la coagulation du sang à l’intérieur de l’aiguille arrêterait les pulsations sanguines). Insérez à nouveau l’aiguille.</li>
	<li>Injectez les cellules. Injectez la suspension cellulaire (100 μL) très lentement pendant 40-60 s et maintenez la main tenant la seringue stable tout le temps. REMARQUE: Surveillez de près la suspension cellulaire dans la seringue et n’injectez pas la bulle d’air à l’intérieur de la seringue dans le cœur.</li>
	<li>Appliquez une pression sur le site d’injection avec un coton-tige sec pendant 15 s pour assurer l’hémostase lorsque l’aiguille est rétractée.</li>
	<li>Remettez la souris dans la cage propre et surveillez l’animal jusqu’à ce qu’il se rétablisse complètement de l’anesthésie.</li>
	<li>Imagez la souris avec un système de bioluminescence in vivo dans les 24 heures suivant l’injection pour s’assurer que les cellules cancéreuses sont entrées dans la circulation systémique. REMARQUE : Les cellules cancéreuses correctement injectées pénètrent dans la circulation artérielle par le ventricule cardiaque gauche, ce qui est visible par la signalisation de bioluminescence visible dans tout le corps (par exemple, voir Figure 3A).</li>
	<li>Effectuer l’imagerie par bioluminescence in vivo .<ol><li>Allumez l’instrument et l’ordinateur. Ouvrez le logiciel lorsque le voyant d’alimentation de l’instrument et de l’ordinateur s’allume, puis ouvrez la fenêtre Image Acquisition .</li>
		<li>Identifiez le système d’imagerie in vivo connecté à l’ordinateur dans le volet du périphérique. Placez la souris à imager dans la chambre d’imagerie en décubitus dorsal. Fermez ensuite la porte de la chambre d’imagerie.</li>
		<li>Définissez les paramètres du volet Paramètres fourni dans la fenêtre Acquisition d’images .<ol><li>Réglez les paramètres avec Lens > Zoom > 1x, Lens > Focus > 108 et Lens > Iris > F 2.8 pour rendre les images claires.</li>
			<li>Définissez le canal de prise de vue sur Filter&Light: Filter&Light > Filter > Luminescence, Filter&Light > Light > OFF et Filter&Light > Light Intensity > Middle.</li>
			<li>Définissez le type d’image à prendre : Imagerie > Type > Monoimage, Imagerie > Temps d’exposition > 500 ms, Imagerie > Mode HDR > Mode Gain faible. Cliquez sur le bouton Acquérir pour acquérir l’image.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Visualisez la croissance métastatique du cancer avec la bioluminescence in vivo . REMARQUE: À chaque point temporel de la visualisation, injecter par voie intrapéritonéale 200 μL du substrat de la luciférine dans une souris de 20 g (150 mg / kg) et attendre 15 minutes avant l’anesthésie (2% d’isoflurane mélangé à 98% d’oxygène dans une chambre à induction). Placez la souris sur la plate-forme du système d’imagerie par bioluminescence. Maintenir l’anesthésie à l’aide d’un masque nasal contenant 2 % d’isoflurane.</li>
</ol>3. Investigation pathologique
<ol><li>Quatre semaines après l’injection cellulaire, sacrifier la souris par inhalation de CO2 puis luxation cervicale.</li>
	<li>Immobiliser la souris en décubitus dorsal. Faites une incision verticale (environ 6 cm) de l’abdomen au thorax avec des ciseaux chirurgicaux pour exposer et examiner grossièrement tous les organes de l’abdomen et du thorax pour détecter les lésions cancéreuses et / ou les changements pathologiques. REMARQUE : Dans le cas d’une étude d’injection intracardiaque de cellules cancéreuses, les lésions cancéreuses dans le médiastin adjacent au cœur suggèrent des cellules cancéreuses mal injectées (cellules non injectées dans le ventricule cardiaque gauche); Par conséquent, ces souris ne sont pas incluses dans la collecte finale des données.</li>
	<li>Excise les tumeurs métastatiques avec des ciseaux. Mesurer les longs diamètres (a) et courts (b) de la tumeur à l’aide d’étriers pour calculer le volume tumoral (V) en utilisant la formule V = 1/2 × a × b2, et peser la tumeur à l’aide d’une balance électronique.</li>
	<li>Fixer les tissus tumoraux dans une solution de formol à 10% suivie d’une incorporation dans de la paraffine. Alternativement, congeler les tumeurs dans de l’azote liquide.</li>
	<li>Extrayez les os (membres postérieurs, vertèbres et/ou côtes) présentant des lésions métastatiques. Fixer l’échantillon de chaque souris dans un tube de 50 mL contenant 20 mL de solution de formol à 10 % pendant 24 h après avoir enlevé la peau et les muscles, suivie d’une décalcification pendant 14 jours dans une solution d’EDTA à 10 % avec changement fréquent de tampon (tous les 3 jours).</li>
	<li>Incorporer l’échantillon dans de la paraffine et couper les échantillons pour l’examen histologique de routine16.</li>
</ol>

<ol><li>Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer+Cancerstatistics%2C+2021%5BTitle%5D)+AND+%22CA%3A+A+Cancer+Journal+for+Clinicians%22%5BJournal%5D)">Cancer Cancerstatistics, 2021.</a> CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (1), 7-33 (2021).</li>
<li>Sung, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+cancer+statistics+2020%3A+GLOBOCAN+estimates+of+incidence+and+mortality+worldwide+for+36+cancers+in+185+countries%5BTitle%5D)+AND+%22CA%3A+A+Cancer+Journal+for+Clinicians%22%5BJournal%5D)">Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries.</a> CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).</li>
<li>Coleman, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+complications+of+malignancy%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer%22%5BJournal%5D)">Skeletal complications of malignancy.</a> Cancer. 80, 1588-1594 (1997).</li>
<li>Macedo, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+metastases%3A+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Oncology+Reviews%22%5BJournal%5D)">Bone metastases: An overview.</a> Oncology Reviews. 11 (1), 321(2017).</li>
<li>Rea, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+in+prostate+cancer+translational+research%3A+From+xenograft+to+PDX%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Mouse models in prostate cancer translational research: From xenograft to PDX.</a> BioMed Research International. 2016, 9750795(2016).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+GFP+intravital+imaging+of+the+differences+in+cellular+and+angiogenic+behavior+of+subcutaneous+and+orthotopic+nude-mouse+models+of+human+PC-3+prostate+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cellular+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Real-time GFP intravital imaging of the differences in cellular and angiogenic behavior of subcutaneous and orthotopic nude-mouse models of human PC-3 prostate cancer.</a> Journal of Cellular Biochemistry. 117 (11), 2546-2551 (2016).</li>
<li>Stephenson, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metastatic+model+for+human+prostate+cancer+using+orthotopic+implantation+in+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+National+Cancer+Institute%22%5BJournal%5D)">Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice.</a> Journal of the National Cancer Institute. 84 (12), 951-957 (1992).</li>
<li>Simmons, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+bone+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Animal models of bone metastasis.</a> Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).</li>
<li>Jenkins, D. E., Hornig, Y. S., Oei, Y., Dusich, J., Purchio, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescent+human+breast+cancer+cell+lines+that+permit+rapid+and+sensitive+in+vivo+detection+of+mammary+tumors+and+multiple+metastases+in+immune+deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Breast+Cancer+Research%3A+BCR%22%5BJournal%5D)">Bioluminescent human breast cancer cell lines that permit rapid and sensitive in vivo detection of mammary tumors and multiple metastases in immune deficient mice.</a> Breast Cancer Research: BCR. 7 (4), 444-454 (2005).</li>
<li>Corey, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+and+characterization+of+osseous+prostate+cancer+models%3A+intra-tibial+injection+of+human+prostate+cancer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Prostate%22%5BJournal%5D)">Establishment and characterization of osseous prostate cancer models: intra-tibial injection of human prostate cancer cells.</a> The Prostate. 52 (1), 20-33 (2002).</li>
<li>Andersen, C., Bagi, C. M., Adams, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-tibial+injection+of+human+prostate+cancer+cell+line+CWR22+elicits+osteoblastic+response+in+immunodeficient+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Musculoskeletal+%26+Neuronal+Interactions%22%5BJournal%5D)">Intra-tibial injection of human prostate cancer cell line CWR22 elicits osteoblastic response in immunodeficient rats.</a> Journal of Musculoskeletal & Neuronal Interactions. 3 (2), 148-155 (2003).</li>
<li>Sudhan, D. R., Pampo, C., Rice, L., Siemann, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cathepsin+L+inactivation+leads+to+multimodal+inhibition+of+prostate+cancer+cell+dissemination+in+a+preclinical+bone+metastasis+model%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Cathepsin L inactivation leads to multimodal inhibition of prostate cancer cell dissemination in a preclinical bone metastasis model.</a> International Journal of Cancer. 138 (11), 2665-2677 (2016).</li>
<li>Jinnah, A. H., Zacks, B. C., Gwam, C. U., Kerr, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emerging+and+established+models+of+bone+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Cancers%22%5BJournal%5D)">Emerging and established models of bone metastasis.</a> Cancers. 10 (6), 176(2018).</li>
<li>Simmons, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canine+prostate+cancer+cell+line+%28Probasco%29+produces+osteoblastic+metastases+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22The+Prostate%22%5BJournal%5D)">Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo.</a> The Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).</li>
<li>Lamar, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SRC+tyrosine+kinase+activates+the+YAP%2FTAZ+axis+and+thereby+drives+tumor+growth+and+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">SRC tyrosine kinase activates the YAP/TAZ axis and thereby drives tumor growth and metastasis.</a> The Journal of Biological Chemistry. 294 (7), 2302-2317 (2019).</li>
<li>Chang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrine+inhibits+prostate+cancer+via+activation+of+the+unfolded+protein+response%2Fendoplasmic+reticulum+stress+signaling+and+reversal+of+epithelial+to+mesenchymal+transition%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Medicine+Reports%22%5BJournal%5D)">Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition.</a> Molecular Medicine Reports. 18 (1), 945-957 (2018).</li>
<li>Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+experimental+metastasis+to+bone+and+bone+marrow%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow.</a> Cancer Research. 48 (23), 6876-6881 (1988).</li>
<li>Brylka, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spine+Metastases+in+immunocompromised+mice+after+intracardiac+injection+of+MDA-MB-231-SCP2+breast+cancer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancers%22%5BJournal%5D)">Spine Metastases in immunocompromised mice after intracardiac injection of MDA-MB-231-SCP2 breast cancer cells.</a> Cancers. 14 (3), 556(2022).</li>
<li>Rahman, M. M., Veigas, J. M., Williams, P. J., Fernandes, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DHA+is+a+more+potent+inhibitor+of+breast+cancer+metastasis+to+bone+and+related+osteolysis+than+EPA%5BTitle%5D)+AND+%22Breast+Cancer+Research+and+Treatment%22%5BJournal%5D)">DHA is a more potent inhibitor of breast cancer metastasis to bone and related osteolysis than EPA.</a> Breast Cancer Research and Treatment. 141 (3), 341-352 (2013).</li>
<li>Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pre-clinical+mouse+models+of+human+prostate+cancer+and+their+utility+in+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery.</a> Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 14, Unit 14.15 (2010).</li>
<li>Wright, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+models+of+breast+cancer+bone+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22BoneKEy+Reports%22%5BJournal%5D)">Murine models of breast cancer bone metastasis.</a> BoneKEy Reports. 5, 804(2016).</li>
<li>Fearon, K. C., Glass, D. J., Guttridge, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer+cachexia%3A+mediators%2C+signaling%2C+and+metabolic+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Cancer cachexia: mediators, signaling, and metabolic pathways.</a> Cell Metabolism. 16 (2), 153-166 (2012).</li>
<li>Waning, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excess+TGF-%CE%B2+mediates+muscle+weakness+associated+with+bone+metastases+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice.</a> Nature Medicine. 21 (11), 1262-1271 (2015).</li>
<li>Talbot, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defining+body-weight+reduction+as+a+humane+endpoint%3A+a+critical+appraisal%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Defining body-weight reduction as a humane endpoint: a critical appraisal.</a> Laboratory Animals. 54 (1), 99-110 (2020).</li>
<li>Paget, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+distribution+of+secondary+growths+in+cancer+of+the+breast%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Metastasis+Reviews%22%5BJournal%5D)">The distribution of secondary growths in cancer of the breast.</a> Cancer Metastasis Reviews. 8 (2), 98-101 (1989).</li>
<li>Yin, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TGF-beta+signaling+blockade+inhibits+PTHrP+secretion+by+breast+cancer+cells+and+bone+metastases+development%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">TGF-beta signaling blockade inhibits PTHrP secretion by breast cancer cells and bone metastases development.</a> The Journal of Clinical Investigation. 103 (2), 197-206 (1999).</li>
<li>Schneider, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((turnover+mediates+preferential+localization+of+prostate+cancer+in+the+skeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">turnover mediates preferential localization of prostate cancer in the skeleton.</a> Endocrinology. 146 (4), 1727-1736 (2005).</li>
<li>Padalecki, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chromosome+18+suppresses+prostate+cancer+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22Urologic+Oncology%22%5BJournal%5D)">Chromosome 18 suppresses prostate cancer metastases.</a> Urologic Oncology. 21 (5), 366-373 (2003).</li>
</ol>

Tous les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

L’injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine pour générer des métastases osseuses est un modèle murin idéal pour explorer les fonctions et les mécanismes des métastases osseuses du cancer de la prostate et évaluer l’efficacité thérapeutique. Des études ont montré que les lésions osseuses se produisent très probablement dans le tibia proximal et le fémur distal17, ce qui peut être dû à leur vascularisation élevée et à leur activité métabolique.
<p class="jove_conten...

Le cancer de la prostate est le cancer le plus fréquent chez les hommes dans 112 pays et se classe au deuxième rang pour la mortalité dans les pays à indice de développement humainsupérieur 1,2. La plupart des décès chez les patients atteints d’un cancer de la prostate sont causés par des métastases, et environ 65% à 75% des cas développeront des métastases osseuses 3,4. Par conséquent, la prévention et le traitement des métastases osseuses du cancer de la prostate sont nécessaires de toute urgence pour améliorer les résultats cliniques des patients atteints de cancer de la prostate. Le modèle animal des métastases osseuses est un outil indispensable pour explorer le processus en plusieurs étapes et les mécanismes moléculaires impliqués dans chaque stade des métastases osseuses du cancer de la prostate, identifiant ainsi des cibles thérapeutiques et développant de nouvelles thérapies5.
Les méthodes les plus courantes pour générer des modèles animaux expérimentaux de métastases osseuses du cancer de la prostate comprennent l’injection orthotopique, intra-diaphyse (comme intra-tibiale) et intra-cardiaque de cellules cancéreuses de la prostate. Le modèle de métastases osseuses avec injection orthotopique est généré par injection directe de cellules cancéreuses de la prostate dans la prostate d’une souris 6,7. Ce modèle animal expérimental présente des caractéristiques cliniques très similaires aux métastases osseuses du cancer de la prostate. Cependant, les métastases se produisent principalement dans le ganglion lymphatique axillaire et le poumon plutôt que dans l’os 8,9. Le modèle d’injection intra-tibiale pour le cancer de la prostate injecte directement des cellules cancéreuses de la prostate dans le tibia avec un taux élevé de formation tumorale dans l’os (tibia)10,11; Cependant, le cortex osseux et la cavité de la moelle osseuse sont facilement endommagés. De plus, la méthode d’injection tibiale ne peut pas stimuler le processus pathologique des métastases osseuses du cancer de la prostate dans lequel les cellules cancéreuses colonisent l’os par la circulation. Pour étudier la circulation, l’extravasation vasculaire et les métastases à distance avec un taux de métastases osseuses plus élevé des cellules cancéreuses, une technique d’injection intracardiaque a été développée en injectant directement des cellules cancéreuses de la prostate dans le ventricule gauche de la souris 8,12,13. Cela en fait un modèle animal précieux pour la recherche sur les métastases osseuses8. La méthode d’injection intracardiaque montre un taux de métastases osseuses d’environ 75%9,14, beaucoup plus élevé que la méthode d’injection orthotopique. Par conséquent, l’injection intracardiaque est une méthode idéale pour générer un modèle animal avec des métastases osseuses du cancer de la prostate.
Ce travail vise à décrire le processus d’établissement d’un modèle murin de métastases osseuses du cancer de la prostate, permettant aux lecteurs de visualiser l’établissement du modèle. Le travail actuel fournit des processus détaillés, des précautions et des images illustratives pour générer un modèle de xénogreffe de métastases osseuses par injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine chez des souris athymiques. Cette méthode fournit un outil efficace pour explorer davantage les mécanismes moléculaires et les effets thérapeutiques in vivo des métastases osseuses du cancer de la prostate.

<table><tbody><tr><td>Seringues et aiguilles de 1 mL</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd</td><td>20200411</td><td>Les cellules ont été injectées dans les ventricules de souris</td></tr><tr><td>Appareil d’anesthésie</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>R500IP</td><td>Équipement pour anesthésier les souris</td></tr><tr><td>Compteur de cellules automatique</td><td>Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd</td><td>IC1000</td><td>&nbsp ; Pour le comptage de cellules</td></tr><tr><td>souris athymiques BALB/c</td><td>Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd.</td><td>Souris mâles</td><td>mâles âgées de 6 à 8 semaines Système</td></tr><tr><td>d’imagerie par bioluminescence</td><td>Shanghai Baitai Technology Co., Ltd</td><td>Vieworks</td><td>Pour le suivi de la croissance tumorale et des métastases pulmonaires si les cellules injectées sont marquées par luciférase</td></tr><tr><td>Tube à centrifuger (15 mL, 50 mL)</td><td>Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd</td><td>&nbsp ; 430790, Corning</td><td></td></tr><tr><td>EDTA solution</td><td>Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd</td><td>G1105</td><td>&nbsp ; Pour la décalcification de l’os tissure</td></tr><tr><td>F-12</td><td>milieu Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd</td><td>21700075, GIBCO</td><td>Milieu de culture cellulaire</td></tr><tr><td>Solution de formol</td><td>Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd</td><td>BL539A</td><td>Pour la fixation de l’échantillon de chaque souris</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>VETEASY</td><td>Pour l’anesthésie&nbsp ;</td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd</td><td>11668027, Thermo fisher</td><td>Réactif de transfection plasmidique</td></tr><tr><td>Lignée cellulaire PC-3</td><td>Banque de cellules de l’Académie chinoise des sciences</td><td>TCHu 158</td><td>Lignée cellulaire du cancer de la prostate</td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate</td><td>Beyotime Biotechnology</td><td>ST447</td><td>Laver les cellules d’ostéosarcome humain</td></tr><tr><td>Trypsine (0,25 %)</td><td>Shanghai YueNian Biotechnology Co. , Ltd</td><td>25200056, Gibco</td><td>Pour détacher les cellules</td></tr><tr><td>Vecteur (pLV-luciférase)</td><td>Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd</td><td>VL3613</td><td>Plasmide pour</td></tr> système <tr><td>d’imagerie par rayons X</td> par transfection <td>Brook (Beijing) Technology Co., Ltd</td><td>FX PRO</td><td>Pour obtenir des images radiographiques pour détecter la croissance tumorale</td></tr><tr><td>&mu ; CT80</td><td>Shenzhen Fraun Technology Service Co., Ltd</td><td>Scanco Medical AG, Suisse</td><td>Pour la détection de la destruction osseuse. Le mico-CT est équipé de 3DCalc, reconstruction conique, &nbsp ; et &mu ; Logiciel de visualisation de modèles CT Ray V3.4A.</td></tr></tbody></table>

injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine pour créer un modèle murin de xénogreffe de métastases osseuses

Intra-Cardiac Injection of Human Prostate Cancer Cells to Create a Bone Metastasis Xenograft Mouse Model

En tant que tumeur maligne masculine la plus courante, le cancer de la prostate (PC) se classe au deuxième rang pour la mortalité, principalement en raison d’un taux de métastases osseuses de 65% à 75%. Par conséquent, il est essentiel de comprendre le processus et les mécanismes connexes des métastases osseuses du cancer de la prostate pour développer de nouveaux traitements. Pour cela, un modèle animal de métastases osseuses est un outil essentiel. Ici, nous rapportons des procédures détaillées pour générer un modèle murin de métastases osseuses par injection intra-cardiaque de cellules cancéreuses de la prostate. Un système d’imagerie par bioluminescence peut déterminer si les cellules cancéreuses de la prostate ont été injectées avec précision dans le cœur et surveiller les métastases des cellules cancéreuses, car il présente de grands avantages dans la surveillance du développement des lésions métastatiques. Ce modèle reproduit le développement naturel des cellules cancéreuses disséminées pour former des micro-métastases dans l’os et imite le processus pathologique des métastases osseuses du cancer de la prostate. Il fournit un outil efficace pour approfondir l’exploration des mécanismes moléculaires et des effets thérapeutiques in vivo de cette maladie.

L’imagerie par bioluminescence offre d’énormes avantages dans le suivi du développement de la lésion métastatique pour un modèle d’injection intracardiaque. Peu après l’injection de cellules cancéreuses (dans les 24 heures), l’imagerie par bioluminescence a été utilisée pour visualiser les cellules cancéreuses entrant dans la circulation générale (Figure 3A). Une signalisation évidente de bioluminescence dans tout le corps sera observée lorsque les cellules cancéreuses sont injectées correct...

Ici, nous présentons un protocole pour l’injection intra-cardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine afin de générer un modèle murin avec des lésions de métastases osseuses.

Injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine pour créer un modèle murin de xénogreffe de métastases osseuses

As the most common male malignancy, prostate cancer (PC) ranks second in mortality, primarily due to a 65%-75% bone metastasis rate. Therefore, it is ...

Cette méthode peut aider à produire un modèle idéal qui imite étroitement la progression naturelle des métastases osseuses des cellules cancéreuses de la prostate in vivo. Cette technique présente l’avantage d’une métastase osseuse et représente le processus naturel de métastases osseuses des cellules cancéreuses de la prostate in vivo. Cette technique profite à l’exploration des mécanismes moléculaires et à l’étude des effets thérapeutiques in vivo des métastases osseuses du cancer de la prostate.Le jour de l’injection, prenez 80 à 90% de cellules PC3 marquées à la luciférase confluente cultivées dans une boîte de culture cellulaire de 10 centimètres et commencez à préparer les cellules pour l’injection en les lavant deux fois avec du PBS stérile à froid. Trypsiniser les cellules lavées avec 1,5 millilitre de trypsine 0,25% pendant trois minutes, après quoi éteindre la trypsine en ajoutant six millilitres de milieu F12 contenant 10% de sérum et recueillir les cellules dans un tube centrifuge de 15 millilitres. Transférez 20 microlitres de la suspension cellulaire collectée dans une plaque de comptage de cellules et calculez la concentration de la cellule à l’aide d’un compteur de cellules automatique.Ensuite, centrifuger les cellules à température ambiante pendant cinq minutes à 800 G.Jeter le surnageant à l’aide d’une pipette et remettre en suspension la pastille de cellule dans un milieu F12 pour obtenir la densité cellulaire finale souhaitée. Maintenant, transportez les cellules à la salle d’opération et effectuez l’injection cellulaire dans les deux heures. Gardez les cellules sur la glace jusqu’à l’injection.Pour commencer la chirurgie, placez la souris anesthésiée en décubitus dorsal et immobilisez les deux membres supérieurs en les étirant perpendiculairement loin de la ligne médiane. À l’aide de ruban adhésif chirurgical, immobiliser la souris de l’abdomen vers le bas sans appuyer fort et déplacer les organes internes. Désinfectez la peau du thorax à l’aide d’un tampon à 70 % d’éthanol.Ensuite, palper le milieu de la paroi thoracique antérieure pour localiser le processus xiphoïde de la souris dans la dépression à l’extrémité inférieure du sternum moyen. Étiquetez le point le plus inférieur du processus xiphoïde. Ensuite, en palpant à partir du milieu de la paroi thoracique antérieure, localisez l’encoche jugulaire de la souris dans la dépression centrale au bord supérieur du manubrium et marquez le point le plus inférieur de l’encoche jugulaire.Maintenant, localisez et marquez le point médian entre les deux marques précédentes, légèrement vers la droite et juste au-dessus du cœur dans le troisième espace intercostal. C’est le point d’injection. Bien mélanger la suspension cellulaire avant de charger 200 microlitres de la suspension dans une seringue d’un millilitre montée avec une aiguille de calibre 26.Laissez un peu d’air dans la seringue entre le piston et la suspension pour permettre l’entrée de sang pulsé pendant l’injection. Pour effectuer l’injection, insérez verticalement l’aiguille à travers le site d’injection. Si l’extrémité de l’aiguille est correctement insérée dans le ventricule gauche, du sang pulsé rouge vif sera visible dans le moyeu de l’aiguille.Réessayez l’injection si les pulsations sanguines ne sont pas visibles ou si le sang coagule. Une fois l’aiguille insérée correctement, injectez 100 microlitres de la suspension cellulaire très lentement pendant 40 à 60 secondes avec une main stable. Une fois l’injection terminée, rétractez l’aiguille tout en appliquant une pression sur le site d’injection avec un coton-tige sec pendant 15 secondes pour assurer l’hémostase.Remettez la souris dans la cage propre et surveillez l’animal jusqu’à ce qu’il se rétablisse complètement de l’anesthésie. L’imagerie par bioluminescence réalisée 24 heures après l’injection de cellules PC3 marquées à la luciférase dans la souris a montré des signaux provenant de tout le corps de l’animal indiquant la présence de cellules cancéreuses dans la circulation systémique. Des lésions métastatiques sont apparues dans les membres postérieurs de la souris deux semaines après l’injection.Les lésions métastatiques se sont agrandies au fil du temps et ont commencé à apparaître dans d’autres sites. Les lésions métastatiques induites par les cellules cancéreuses de la prostate dans les os ont ensuite été détectées à l’aide d’une imagerie radiographique qui a montré une destruction osseuse du tibia proximal de l’animal. La même chose a également été confirmée par micro-tomodensitométrie.Les lésions métastatiques ont ensuite été confirmées dans les tissus incorporés dans la paraffine par coloration à l’hématine et à l’éosine. Un site d’injection précis est très important pour assurer le taux de réussite de ce modèle. Cela peut être réalisé par la pratique.

intra-cardiac-injection-human-prostate-cancer-cells-to-create-bone

Research

Recherche

JoVE Journal

Cancer Research

Recherche sur le cancer

Les modèles animaux sont fréquemment utilisés pour étudier la métastase du cancer de l'os. Dans ce protocole, nous allons décrire deux méthodes courantes de inoculation de la tumeur pour les études de métastases osseuses et décrire brièvement quelques-unes des analyses utilisés pour surveiller et quantifier ces modèles.

Modèles de métastases osseuses

La vidéo montre la technique d’inoculation orthotopique du cancer du sein dans un modèle murin. Cette technique produit un taux élevé de tumorigenèse avec moins de variabilité dans la taille et la forme de la tumeur par rapport à l’injection sous-cutanée ou non chirurgicale.

Injection orthotopique : implantation de cellules cancéreuses spécifiques à un tissu dans une souris adulte

Dans cette vidéo, nous montrons la procédure d’administration d’injection intra-prostatique de cellules cancéreuses de la prostate dans un modèle murin. Des modèles murins orthotopiques peuvent être utilisés pour étudier l’origine de la maladie et la réponse aux traitements thérapeutiques dans un environnement non invasif et cliniquement pertinent.

Injection intraprostatique de cellules cancéreuses : une technique d’administration de cellules cancéreuses pour établir un modèle murin de cancer de la prostate orthotopique

Ce modèle orthotopique de cancer de la prostate humain permet la quantification de la taille de la tumeur, les cellules tumorales circulantes, et la formation de métastases dans le poumon distinct. Comme les cellules doivent échapper à l'organe principal, entrer dans la circulation sanguine, et implanter dans un site secondaire, ce modèle reprend effectivement le scénario chez les humains.

Un modèle murin orthotopique de cancer de la prostate humain métastases

La technique établie pour inoculer des xénogreffes invasifs primaires de cancer de la vessie orthotopique nécessite une laparotomie et de mobilisation de la vessie. Cette procédure inflige une morbidité importante sur les souris, est techniquement difficile et de longue haleine. Nous avons donc développé une haute précision, approche percutanée utilisant un guidage échographique.

Minimalement invasive Création d&#39;murin orthotopique de la vessie xénogreffes

Le cancer est une maladie complexe qui est influencé par les tissus entourant la tumeur ainsi que locale pro- et anti-inflammatoires des médiateurs. Par conséquent, les modèles d'injection orthotropes, plutôt que sous-cutanées modèles peuvent être utiles pour étudier la progression du cancer d'une manière qui imite mieux de pathologie humaine.

Injection Orthotopique des cellules du cancer du sein dans le Fat Pad mammaire de souris pour étudier la croissance de la tumeur.

Ce manuscrit détaille une méthode utilisée pour générer des xénogreffes dérivées de patients atteints d’un cancer de la prostate (PDX) à partir de cellules tumorales circulantes (CTC). La génération de modèles PDX à partir de CTC fournit un modèle expérimental alternatif pour étudier le cancer de la prostate ; La tumeur la plus fréquemment diagnostiquée et une cause fréquente de décès par cancer chez les hommes.

Génération de cancer de la prostate des patients Dérivé modèles de xénogreffe de cellules tumorales circulantes

Le cancer de la prostate est la deuxième cause la plus fréquente de décès liés au cancer aux États-Unis. Un modèle de cancer orthotopique fournit une approche utile pour comprendre la biologie du cancer de la prostate et pour évaluer l’efficacité des schémas thérapeutiques. Ce protocole décrit en détail les étapes nécessaires à l’établissement d’un modèle murin orthotopique de cancer de la prostate.

Pré-clinique Orthotopique modèle murin de cancer de la prostate humaine

Le but du présent protocole est de démontrer l’injection intra prostatique de cellules de cancer de la prostate, avec castration ultérieure. Orthotopique des modèles précliniques de cancer de la prostate androgéno-dépendants et résistant à la castration sont essentielles pour étudier la maladie dans le contexte d’un micro-environnement tumeur cliniquement pertinents et un hôte immunocompétent.

Un modèle murin syngénique bioluminescentes et Fluorescent orthotopique du Cancer de la Prostate androgéno-dépendants et résistant à la Castration

Les modèles PDX de métastases du système nerveux central représentent les caractéristiques phénotypiques et moléculaires des métastases humaines, ce qui en fait d’excellents modèles pour les études précliniques. Décrit ici comment établir des modèles PDX et les voies d’inoculation qui sont les mieux utilisées pour les études précliniques.

L’établissement et l’utilisation de modèles de xénogreffes dérivés de patients de métastases du système nerveux central

Le présent protocole décrit l’injection intratibia de cellules d’ostéosarcome pour générer des modèles murins portant des lésions d’ostéosarcome orthotopique et de métastases pulmonaires.

Injection intratibiale de cellules d’ostéosarcome pour générer des modèles murins d’ostéosarcome orthotopique et de métastases pulmonaires

Découvrez l'injection intracardiaque de cellules PC3 marquées à la luciférase pour créer un modèle murin de métastases osseuses du cancer de la prostate. Cette technique permet d'étudier les mécanismes moléculaires et d'évaluer les effets thérapeutiques in vivo.

Injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine pour créer un modèle murin de xénogreffe de métastases osseuses (Vidéo) | JoVE Journal

Injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine pour créer un modèle murin de xénogreffe de métastases osseuses

Explorer plus de vidéos