Name: Microsonde de radiométrie intratissulaire pour mesurer la radiance in situ dans un tissu vivant (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 10 s
Description: Découvrez une méthode de radiométrie intratissulaire utilisant des microsondes en verre pour mesurer la radiance in situ dans les tissus vivants. Cette technique permet des mesures spectrales spatialement résolues dans des matériaux épais et absorbants.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs remercient Sanaz Vahidinia de nous avoir présenté les collègues du Dr Jorgensen et son travail. Cette recherche a été financée par des subventions du Bureau de recherche de l’armée (n° W911NF-10-0139), de l’Office of Naval Research (par le biais de la bourse MURI n00014-09-1-1053) et du prix NSF-INSPIRE NSF-1343158.

<ol><li>Williams, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+properties+of+the+ocean%5BTitle%5D)+AND+%22Reports+on+Progress+in+Physics%22%5BJournal%5D)">Optical properties of the ocean.</a> Reports on Progress in Physics. 36 (12), 1567-1608 (2001).</li>
<li>Solonenko, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+reflectance+measurement+of+optical+properties%2C+blood+oxygenation+and+motexafin+lutetium+uptake+in+canine+large+bowels%2C+kidneys+and+prostates%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+in+Medicine+%26+Biology%22%5BJournal%5D)">In vivo reflectance measurement of optical properties, blood oxygenation and motexafin lutetium uptake in canine large bowels, kidneys and prostates.</a> Physics in Medicine & Biology. 47 (6), 857-873 (2002).</li>
<li>Vásquez-Elizondo, R. M., Enríquez, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+absorption+in+coralline+algae+%28Rhodophyta%29%3A+A+morphological+and+functional+approach+to+understanding+species+distribution+in+a+coral+reef+lagoon%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Light absorption in coralline algae (Rhodophyta): A morphological and functional approach to understanding species distribution in a coral reef lagoon.</a> Frontiers in Marine Science. 4, 393(2017).</li>
<li>Samatham, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+properties+of+mutant+versus+wild-type+mouse+skin+measured+by+reflectance-mode+confocal+scanning+laser+microscopy+%28rCSLM%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Optical properties of mutant versus wild-type mouse skin measured by reflectance-mode confocal scanning laser microscopy (rCSLM).</a> Journal of Biomedical Optics. 13 (4), 041309(2008).</li>
<li>Dimofte, A., Finlay, J. C., Zhu, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+determination+of+the+absorption+and+scattering+properties+interstitially+in+turbid+media%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+in+Medicine+%26+Biology%22%5BJournal%5D)">A method for determination of the absorption and scattering properties interstitially in turbid media.</a> Physics in Medicine & Biology. 50 (10), 2291-2311 (2005).</li>
<li>Wang, L., Jacques, S. L., Zheng, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MCML-Monte+Carlo+modeling+of+light+transport+in+multi-layered+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Computer+Methods+and+Programs+in+Biomedicine%22%5BJournal%5D)">MCML-Monte Carlo modeling of light transport in multi-layered tissues.</a> Computer Methods and Programs in Biomedicine. 47 (2), 131-146 (1995).</li>
<li>Wangpraseurt, D., Larkum, A. W. D., Ralph, P. J., Kühl, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+gradients+and+optical+microniches+in+coral+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Light gradients and optical microniches in coral tissues.</a> Frontiers in Microbiology. 3, 316(2012).</li>
<li>Garcia-Pichel, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+SCALAR+IRRADIANCE+FIBER-OPTIC+MICROPROBE+FOR+THE+MEASUREMENT+OF+ULTRAVIOLET+RADIATION+AT+HIGH+SPATIAL+RESOLUTION%5BTitle%5D)+AND+%22Photochemistry+and+Photobiology%22%5BJournal%5D)">A SCALAR IRRADIANCE FIBER-OPTIC MICROPROBE FOR THE MEASUREMENT OF ULTRAVIOLET RADIATION AT HIGH SPATIAL RESOLUTION.</a> Photochemistry and Photobiology. 61 (3), 248-254 (1995).</li>
<li>Rickelt, L. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiber-Optic+Probes+for+Small-Scale+Measurements+of+Scalar+Irradiance%5BTitle%5D)+AND+%22Photochemistry+and+Photobiology%22%5BJournal%5D)">Fiber-Optic Probes for Small-Scale Measurements of Scalar Irradiance.</a> Photochemistry and Photobiology. 92 (2), 331-342 (2016).</li>
<li>Jorgensen, B. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+fiber-optic+microprobe+for+high+resolution+light+measurements%3A+Application+in+marine+sediment%5BTitle%5D)+AND+%22Limnology+and+Oceanography%22%5BJournal%5D)">A simple fiber-optic microprobe for high resolution light measurements: Application in marine sediment.</a> Limnology and Oceanography. 31 (6), 1376-1383 (1986).</li>
<li>Kühl, M., Lassen, C., Jørgensen, B. B. Optical properties of microbial mats: Light measurements with fiber-optic microprobes. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aK%C3%BChl%2C+M+%22Microbial+Mats.+NATO+ASI+Series%22">Microbial Mats. NATO ASI Series</a>. 35, Springer. Berlin, Heidelberg. (1994).</li>
<li>Holt, A. L., Vahidinia, S., Gagnon, Y. L., Morse, D. E., Sweeney, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photosymbiotic+giant+clams+are+transformers+of+solar+flux%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Royal+Society+Interface%22%5BJournal%5D)">Photosymbiotic giant clams are transformers of solar flux.</a> Journal of the Royal Society Interface. 11 (101), 20140678(2014).</li>
<li>Nayak, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+thermogenesis+in+mice+is+enhanced+by+opsin+3-dependent+adipocyte+light+sensing%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Adaptive thermogenesis in mice is enhanced by opsin 3-dependent adipocyte light sensing.</a> Cell Reports. 30 (3), 672-686 (2020).</li>
<li>Zhang, K. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Violet-light+suppression+of+thermogenesis+by+opsin+5+hypothalamic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Violet-light suppression of thermogenesis by opsin 5 hypothalamic neurons.</a> Nature. 585 (7825), 420-425 (2020).</li>
</ol>

Il n’y a pas de conflits d’intérêts.

Ce protocole décrit une technique de caractérisation systématique de l’environnement optique à travers un grand volume de tissu vivant avec une résolution spatiale approximativement à l’échelle de cellules individuelles. Cette méthode peu coûteuse, flexible et traitable sur le terrain pourrait être utile à tous les chercheurs qui étudient la propagation de la lumière dans les systèmes vivants. D’après l’expérience, par rapport aux méthodes existantes7, ces sondes nécessitent un peu plus de pratiqu...

Étonnamment, les animaux terrestres et les habitants des océans peu profonds ont suffisamment de lumière dans leur corps pour la physiologie visuelle et même la photosynthèse. Par exemple, les niveaux de lumière au centre de la tête d’une souris (en dehors des fortes bandes d’absorbance de l’hémoglobine) sont atténués de trois ou quatre ordres de grandeur par rapport au monde extérieur. C’est à peu près la différence entre les niveaux de lumière à l’intérieur et à l’extérieur. Ainsi, l’opacité d’un tissu ou d’un matériau due à une forte diffusion n’est pas la même que l’opacité due à une forte absorption de la lumière. La lumière peut continuer à se propager sur de longues distances dans un système fortement diffusant vers l’avant, semblable à la lumière qui se propage à travers les systèmes aquatiques avec de fortes concentrations de cellules et de particules1. Cette observation est particulièrement importante à la lumière du fait que les protéines d’opsine sont presque omniprésentes dans tous les tissus de tous les animaux. Ainsi, il est important de comprendre comment et où la lumière est atténuée et dispersée dans les tissus vivants. Cependant, contrairement aux systèmes aquatiques, avec des tissus vivants, il est impossible d’immerger un instrument dans la colonne d’eau et d’obtenir des mesures de radiance et d’irradiance, et une nouvelle technique est nécessaire.
D’autres méthodes précédemment utilisées pour caractériser les propriétés d’absorption et de diffusion des tissus vivants comprennent la mesure des sondes de réflectance tissulaire et/ou des sphères intégratrices2,3, les méthodes microscopiques telles que la microscopie confocale à balayage4, la mesure de la diffusion de la lumière laser sur la surface5, et les techniques de modélisation telles que le transfert radiatif de Monte Carlo6. Les méthodes expérimentales mentionnées nécessitent souvent un équipement spécifique, volumineux et coûteux ou des connaissances détaillées sur la structure tissulaire et sont généralement limitées dans leur capacité à caractériser la structure spatiale de la lumière profondément dans le tissu.
Il existe également des méthodes similaires basées sur des sondes qui utilisent une aiguille hypodermique pour insérer une fibre optique à travers le tissu 7,8,9. D’après notre expérience, les aiguilles modifiées sont efficaces pour percer les tissus, mais nécessitent une force considérable et déchirent généralement les tissus délicats lorsqu’elles passent à travers des cellules densément tassées. Par conséquent, ces aiguilles nécessitent généralement une intervention chirurgicale pour insérer plus d’un millimètre environ dans une couche de tissu. La méthode décrite ici, à l’aide d’un support en verre tiré lubrifié, est capable de glisser entre les cellules avec une blessure minimale du tissu et sans intervention chirurgicale supplémentaire.
Ce manuscrit présente une méthode inspirée des travaux de Jorgenson et de ses collègues sur la mesure de la lumière dans les tapis d’algues10,11, en utilisant des microsondes optiques à support de verre et une électronique portable qui se prêtent à sonder profondément dans les tissus denses et à la construction et à l’utilisation sur le terrain. Ces sondes peuvent être construites pour caractériser l’irradiance scalaire (la lumière frappant un point de toutes les directions) et la radiance descendante (lumière recoupant un plan horizontal) à l’intérieur des tissus vivants à des résolutions spatiales élevées. Ces sondes ont été développées à l’origine pour mesurer le transfert radiatif dans les tissus des palourdes géantes photosymbiotiques12. Les mesures standard de l’absorption et de la transmission du tissu total n’étaient pas suffisantes pour caractériser la performance photosynthétique du tissu, car il fait une grande différence si toute la lumière incidente est absorbée par quelques cellules subissant une intensité élevée à la surface du tissu ou de nombreuses cellules de faible intensité dans tout le volume du tissu. Dans un second projet, ces sondes ont été utilisées pour mesurer l’irradiance in vivo dans le cerveau d’une souris13,14, caractérisant ainsi l’environnement lumineux des opsines exprimées profondément dans le cerveau. Ces micro-sondes sont à la fois petites et suffisamment sensibles pour mesurer l’irradiance dans le tissu cérébral de souris avec toute la fourrure, la peau et les os intacts et démontrer que les niveaux de lumière physiologique sont facilement assez élevés pour stimuler les opsines cérébrales profondes.
Cette sonde micro-optique et cette installation de mesure pourraient être utiles aux chercheurs qui ont besoin de quantifier et de caractériser la lumière interne aux tissus biologiques, en particulier pour une compréhension plus nuancée de la photosynthèse ou des fonctions des pigments visuels exprimés à l’extérieur des yeux. Cette méthode peut être utilisée seule ou en conjonction avec d’autres techniques pour caractériser pleinement les propriétés optiques et la propagation de la lumière dans les tissus vivants à faible coût, avec de petits équipements portables construits en interne et avec des paramètres réglables en fonction de la tâche.

<table><tbody><tr><td>Centre de roulement à billes de déplacement de 1 « +D11 + A2 :D31 + A2 :A2 :D31</td><td>Edmond Optics</td><td>37-935</td><td>Partie 2 du manipulateur pour l’abaissement de l’échantillon</td></tr><tr><td>Feuille acrylique de 1/4 " d’épaisseur</td><td>McMaster-Carr</td><td>8505K754</td><td>Pour la fabrication d’un support de boîte de Pétri</td></tr><tr><td>Mini pince à ressort 3/4</td> » <td>Enclume</td><td>99693</td><td>Utilisation comme poids pour tirer la fibre optique</td></tr><tr><td>Poinçon de biopsie de 8 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9324386</td><td>Pour échantillon de tissu</td></tr><tr><td>Torche au butane</td><td>McMaster-Carr</td><td>MT-51</td><td>Source de chaleur pour tirer la fibre et la pipette</td></tr><tr><td>Lentille de collimation</td><td>Thorlabs</td><td>LLG5A1-A</td><td>Pour collimater une source lumineuse à travers un guide de lumière liquide</td></tr><tr><td>Air comprimé</td><td>McMaster-Carr</td><td>7437K35</td><td>Pour le séchage de la fibre tirée et de la pipette</td></tr><tr><td>Colle cyanoacrylate - liquide</td><td>McMaster-Carr</td><td>66635A31</td><td>Pour fixer l’extrémité conique de la fibre au sommet de la pipette</td></tr><tr><td>tirée Ruban isolant</td><td>McMaster-Carr</td><td>76455A21</td><td>Pour fixer la fibre dans la pipette et pour ajouter une adhérence aux pinces</td></tr><tr><td>Papier carborundum de qualité fine</td><td>McMaster-Carr</td><td>4649A24</td><td>Le petit triangle sur le porte-couteau exacto fonctionne bien</td></tr><tr><td>Gélatine</td><td>Knox</td><td>10043000048679</td><td>Pour fixer la biopsie tissulaire dans la boîte</td></tr> <tr><td>de PétriPipette Pasteur en verre</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20B</td><td>Pipette jetable en verre de 5,75" de longueur</td></tr><tr><td>Seringues d’insuline, aiguille 31G</td><td>BD</td><td>320440</td><td>Pour l’application de la colle</td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>McMaster-Carr</td><td>54845T42</td><td>Pour le nettoyage de la fibre tirée et de la pipette</td></tr><tr><td>Kimwipe</td><td>Cole-Parmer</td><td>SKU 33670-04</td><td>Pour essuyer la fibre optique et la pipette en verre</td></tr><tr><td>LED propre pilote</td><td>Thorlabs</td><td>LEDD1B</td><td>Pour l’alimentation des LED UV Source</td></tr><tr><td>lumineuse pour les mesures</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-78905-05</td><td>Source lumineuse blanche à faible chaleur pour les mesures</td></tr><tr><td>Linéaire métrique X-Y-Z axe à crémaillère</td><td>Edmond Optics</td><td>55-023</td><td>Partie 1 du manipulateur pour l’abaissement de l’échantillon</td></tr><tr><td>Guide de lumière liquide</td><td>Thorlabs</td><td>LLG5-4T</td><td>Pour la source lumineuse dans les mesures</td></tr><tr><td>Pieds magnétiques</td><td>Siskiyou</td><td>MGB 8-32</td><td>Pour une utilisation avec des bandes magnétiques</td></tr><tr><td>Bandes magnétiques</td><td>Siskiyou</td><td>MS-6.0</td><td>Pour un montage magnétique sur une plaque d’essai</td></tr><tr><td>Manipulateur #1</td><td>Siskiyou</td><td>MX10R</td><td>Manipulateur 4 axes avec porte-pipette</td></tr><tr><td>Stylo opaque, petit</td><td>WindowTint</td><td>TOP01</td><td>Pour l’opaquage du côté de la fibre optique afin d’empêcher la lumière parasite de pénétrer dans la sonde</td></tr><tr><td>Plaque d’expérimentation optique</td><td>Edmond Optics</td><td>03-640</td><td>Pour une fixation stable du porte-sonde, de l’échantillon, du microscope et de la source lumineuse</td></tr><tr><td>Fibres optiques</td><td>Ocean Optics</td><td>P-100-2-UV-VIS</td><td>Environ 4 fibres sont bonnes à avoir</td></tr><tr><td>Source de lumière plasma</td><td>Thorlabs</td><td>HPLS345</td><td>Pour les mesures de radiométrie tissulaire</td></tr><tr><td>Pince en plastique</td><td>McMaster-Carr</td><td>5070A11</td><td>Pince à pince utilisée pour le poids dans la traction de la pipette Boîtes</td></tr> de <tr><td>Pétri en polystyrène</td><td>Thomas scientific</td><td>3488N10</td><td>Porte-échantillons, volume suffisant pour contenir l’épaisseur de l’échantillon plus ~10 mm de gélatine sur le dessus</td></tr><tr><td>Lames de rasoir</td><td>McMaster-Carr</td><td>3962A3</td><td>Pour dénuder la gaine de la fibre optique Lubrifiant à l’huile de</td></tr><tr><td>silicone</td><td>Thomas scientific</td><td>1232E30</td><td>Pour réduire le frottement entre la sonde et le tissu</td></tr><tr><td>Logiciel d’analyse des données</td><td>Matlab</td><td></td><td>Logiciel choisi pour l’analyse des données</td></tr><tr><td>Logiciel Spectromètre + spectromètre</td><td>Avantes</td><td>AvaSpec-2048L</td><td>Le spectromètre peut être de n’importe quelle marque, celui-ci est compatible avec les fibres optiques terminées par sma et est livré avec son propre logiciel pour faire fonctionner le spectromètre</td></tr><tr><td>Dioxyde de titane en poudre</td><td>Sigma Aldrich</td><td>718467-100G</td><td>Pour la fabrication de sphère</td></tr> <tr><td>de diffusionToolour clip de table</td><td></td><td>Toolour Toolour0004</td><td>Pour tenir la pipette pendant le tirage et pour tenir les sondes finies</td></tr><tr><td>Pinces à barre à gâchette</td><td>mcMaster-Carr</td><td>51755A2</td><td>Bon pour tenir les fibres optiques pendant le tirage ou le durcissement Adhésif</td></tr><tr><td>durcissable aux UV</td><td>Delo Photobond</td><td>GB368</td><td>Pour faire une sphère de diffusion</td></tr><tr><td>Source de lumière UV</td><td>Thorlabs</td><td>M365FP1</td><td>Source lumineuse pour durcir l’adhésif dans la boule de diffusion, celle-ci est compatible avec la fibre sma, intensité plus élevée = moins de temps de durcissement</td></tr><tr><td>Source lumineuse LED blanche</td><td>Thorlabs</td><td>MCWHF2</td><td>Pour caractériser la fibre tirée et la sphère de diffusion</td></tr></tbody></table>

microsonde de radiométrie intratissulaire pour mesurer la radiance in situ dans un tissu vivant

An Intra-Tissue Radiometry Microprobe for Measuring Radiance In Situ in Living Tissue

Les organismes semblent opaques en grande partie parce que leurs couches tissulaires externes se dispersent fortement à la lumière incidente; Les pigments fortement absorbants, tels que le sang, ont généralement des absorbances étroites, de sorte que le libre trajet moyen de la lumière à l’extérieur des pics d’absorbance peut être assez long. Comme les gens ne peuvent pas voir à travers les tissus, ils imaginent généralement que les tissus comme le cerveau, la graisse et les os contiennent peu ou pas de lumière. Cependant, les protéines d’opsine photosensibles sont exprimées dans bon nombre de ces tissus et leurs fonctions sont mal comprises. L’éclat interne aux tissus est également important pour comprendre la photosynthèse. Par exemple, les palourdes géantes absorbent fortement tout en maintenant une population dense d’algues profondément dans les tissus. La propagation de la lumière à travers des systèmes comme les sédiments et les biofilms peut être complexe, et ces communautés peuvent contribuer grandement à la productivité des écosystèmes. Par conséquent, une méthode de construction de microsondes optiques pour mesurer l’irradiance scalaire (flux de photons coupant un point) et l’irradiance descendante (flux de photons traversant un plan perpendiculairement) pour mieux comprendre ces phénomènes à l’intérieur des tissus vivants a été développée. Cette technique est également traitable dans les laboratoires de terrain. Ces micro-sondes sont fabriquées à partir de fibres optiques tirées thermiquement qui sont ensuite fixées dans des pipettes en verre tiré. Pour modifier l’acceptation angulaire de la sonde, une sphère de 10 à 100 μm d’époxy durcissable aux UV mélangée à du dioxyde de titane est ensuite fixée à l’extrémité d’une fibre tirée et coupée. La sonde est insérée dans un tissu vivant et sa position est contrôlée à l’aide d’un micromanipulateur. Ces sondes sont capables de mesurer in situ la radiance tissulaire à des résolutions spatiales de 10 à 100 μm ou à l’échelle de cellules individuelles. Ces sondes ont été utilisées pour caractériser la lumière atteignant les cellules adipeuses et cérébrales à 4 mm sous la peau d’une souris vivante et pour caractériser la lumière atteignant des profondeurs similaires dans le tissu de palourdes géantes riche en algues vivantes.

Ce protocole décrit la procédure de construction d’une sonde micro-optique qui peut être utilisée pour mesurer l’irradiance descendante (la lumière atteignant un point d’une direction) ou, avec l’ajout d’une pointe sphérique diffusant la lumière, pour mesurer l’irradiance scalaire (la lumière atteignant un point de toutes les directions). Ces sondes peuvent mesurer l’irradiance à des résolutions spatiales proches des échelles de longueur des cellules individuelles à l’intérieur des tissus vivants. Ce protocole décrit éga...

Dans cet article, une méthode de mesure de la radiance in situ dans les tissus vivants est décrite. Ce travail comprend des détails sur la construction de sondes à micro-échelle pour différentes mesures de radiance et d’irradiance, fournit des conseils pour le montage de tissus pour la caractérisation de la radiance et décrit les méthodes de calcul pour analyser les données résultantes.

Microsonde de radiométrie intratissulaire pour mesurer la radiance in situ dans un tissu vivant

Organisms appear opaque largely because their outer tissue layers are strongly scattering to incident light; strongly absorbing pigments, such as blood, ...

Ce protocole est important car il simplifie et permet des mesures de radiance dans des matériaux épais, ce qui nous permet de recueillir des informations importantes lors de l’étude des systèmes vivants. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet des mesures spectrales à résolution spatiale dans des matériaux hautement absorbants à l’aide d’équipements pouvant être construits et d’expériences pouvant être menées dans des laboratoires de terrain. Cette méthode peut être adaptée et appliquée à n’importe quel système vivant.La technique de fabrication des sondes est nuancée, mais la pratique rend parfait. Ajustez la technique de mesure en fonction du matériau à sonder et apportez des modifications qui se traduisent par une position plus sûre des tissus et une friction de la sonde plus faible. Pour commencer, construisez le manchon en verre avec une pipette Pasteur de 5,75 pouces.À l’aide d’une pince crocodile montable, montez la pipette en verre par l’extrémité large de telle sorte que l’extrémité conique soit orientée vers le sol et que l’orientation de la pipette soit perpendiculaire au sol. Placez un tampon de ruban électrique sur une poignée d’étau en plastique de 50 grammes pour éviter le glissement et suspendez la poignée de l’étau à l’extrémité conique de la pipette. À l’aide d’une petite torche au butane, chauffer l’extrémité effilée de la pipette comme décrit dans le manuscrit.Lorsque la longueur de la pipette a augmenté d’environ cinq pouces, retirez immédiatement la flamme. Ensuite, utilisez de petits ciseaux ou un coupe-verre pour couper l’extrémité tirée de la pipette. Limer toutes les zones pointues de l’extrémité coupée à l’aide de papier carborundum et rincer tous les minuscules éclats de verre ou la poussière avec de l’alcool isopropylique suivi d’air comprimé.Utilisez une lame de rasoir pour couper la fibre optique et retirez un connecteur SMA d’une fibre optique terminée par SMA. Assurez-vous de couper près de l’une des terminaisons SMA. Ensuite, retirez les cinq centimètres suivants de gaine en plastique et en fibre de verre afin que la fibre optique nue soit exposée et dépasse du reste de l’ensemble.Utilisez la torche au butane pour brûler le revêtement polymère polyamide de la fibre de verre. Rincer à l’isopropanol et essuyer la fibre de verre nue à l’aide d’une lingette non pelucheuse. Montez maintenant l’extrémité nue de la fibre optique directement dans une pince à pince sur un bord de table ou d’étagère, en laissant l’extrémité SMA de la fibre pendre vers le sol.Environ quatre à six pouces de l’endroit où la fibre optique nue est maintenue dans la pince, ajoutez les poids pour tirer à l’aide de deux petites pinces sur l’extrémité gainée de la fibre. Pour tirer la fibre, commencez avec la flamme de la torche au butane. Tenez la torche au butane à un centimètre de la fibre nue comme décrit dans le manuscrit.Et laissez la fibre s’étirer, tirer, se séparer et tomber au sol. Vérifiez la fibre au microscope et coupez l’extrémité de la fibre avec de petits ciseaux à dissection si nécessaire. Utilisez un stylo opaque en mousse pour assombrir les côtés de la fibre et empêcher l’entrée de lumière parasite.Tirez doucement la pointe du stylo sur la fibre, en ne laissant qu’une petite zone à l’extrémité découverte. Sous un stéréomicroscope, insérez soigneusement la fibre optique conique dans l’extrémité large de la pipette en verre modifié et poussez la fibre jusqu’à ce qu’environ un millimètre de fibre nue dépasse de l’extrémité conique de la pipette. À l’aide de ruban électrique, fixez l’extrémité gainée de la fibre optique à l’extrémité large de la pipette.Mettez une goutte d’adhésif cyanoacrylate sur une aiguille de petit calibre. Touchez délicatement la goutte d’adhésif sur le bord coupé de la pipette tirée, en évitant l’extrémité nue de la fibre tirée. Pour modifier la pointe de la fibre avec une sphère de diffusion, créez la matière première en mélangeant une goutte d’adhésif durcissable aux UV avec de la poudre de dioxyde de titane dans un rapport égal.Fixez la sonde à un micromanipulateur muni d’un support de tige de montage de telle sorte que la sonde soit orientée horizontalement. Préparer un réservoir fonctionnel du matériau de diffusion en trempant la pointe d’un fil ou d’une aiguille dans le mélange préparé de telle sorte qu’une gouttelette d’adhésif se forme. Montez le fil ou l’aiguille avec la gouttelette près de la pointe de la sonde horizontale.Déposez une sphère de diffusion sur la pointe de la sonde. Utilisez le micromanipulateur pour pousser l’extrémité de la fibre optique de la sonde lentement et soigneusement dans le mélange préparé. Ensuite, retirerait rapidement la pointe de la colle et visualiserait la boule de diffusion au microscope.Répétez l’opération jusqu’à ce qu’une gouttelette sphérique d’adhésif de la taille souhaitée soit déposée sur l’extrémité de la fibre optique. Préparez les plats pour monter les échantillons. À l’aide d’une torche au butane, chauffer la grande extrémité d’une pipette Pasteur pour faire fondre un trou de 0,5 centimètre de diamètre au fond d’une boîte de Petri en plastique.Scellez le trou sur le côté inférieur de la capsule avec du ruban électrique ou du ruban de laboratoire. Ensuite, remplissez une boîte de Petri au quart du chemin et une deuxième boîte de Petri avec la gélatine liquide et laissez-la refroidir à température ambiante juste avant la gélification. Dans un plat, placez la biopsie dans le coussin de gélatine visqueuse qui s’est formée dans le trou au fond du plat.À l’aide d’une pipette Pasteur, ajouter doucement de la gélatine à température ambiante autour de la biopsie jusqu’à ce que la boîte de Petri soit pleine. Pour l’échantillon blanc, utilisez uniquement le plat rempli de gélatine. Fixez la sonde à un support orienté verticalement de sorte qu’elle pointe vers la source lumineuse et fixez la sonde à l’aide de pinces, de colliers de serrage ou de ruban adhésif à un poteau de table optique.Connectez l’extrémité SMA de la fibre optique de la sonde à un spectromètre à fibre optique USB et connectez le spectromètre à l’ordinateur à l’aide d’un câble USB. Gardez la sonde et les manipulateurs dans la position exacte alignée où les données seront collectées. Utilisez un coton-tige, une aiguille de calibre fin ou un compte-gouttes pour appliquer soigneusement une petite quantité de lubrifiant silicone sur la partie de la sonde qui sera insérée dans le tissu afin de réduire la friction entre les côtés de la sonde et l’échantillon de tissu.Maintenant, retirez le ruban recouvrant le trou dans la boîte de Petri de l’échantillon et placez-le dans le porte-échantillon, en veillant à ce qu’il soit maintenu en place par friction. Utilisez le micromanipulateur pour abaisser l’échantillon sur la sonde et permettre à la sonde de pénétrer dans la gélatine par le trou situé sous la boîte de Pétri. Continuez jusqu’à ce que la sonde soit à environ cinq millimètres du bas de la couche de gélatine.Allumez la source lumineuse. À l’aide du logiciel du spectromètre, réglez le temps d’intégration du spectromètre jusqu’à ce que le signal soit aussi élevé que possible, mais pas saturé. Définissez le nombre de balayages moyens entre deux et cinq, et la valeur des pixels de lissage sur six.Les temps d’intégration utilisables à ce stade peuvent varier entre une et 15 millisecondes pour cette ligne de base. Vérifier que le temps d’intégration est approprié pour la mesure en s’assurant que le spectre n’est ni trop bruyant ni saturé. Modifiez le temps d’intégration si nécessaire.Déplacez l’échantillon sur une distance spécifiée à l’aide du micromanipulateur et effectuez les mesures. Continuez à sauvegarder les spectres à chaque position verticale dans le tissu. L’aspect microscopique de la sonde qui remonte à travers le tissu est visualisé.Le pourcentage de lumière à différentes profondeurs de tissus par rapport à la ligne de base est indiqué. La chose la plus importante à retenir est que ces sondes sont fragiles, alors prenez votre temps et assurez-vous que les jonctions de sonde sont sécurisées avant de continuer. Après avoir fabriqué la sonde, les techniques de mesure peuvent être adaptées.Par exemple, sans la boule de diffusion, les sondes peuvent être utilisées pour mesurer la radiance atteignant le détecteur d’une seule direction. Après avoir développé cette sonde, les chercheurs ont pu mesurer la lumière à l’intérieur du cerveau et du tissu adipeux chez la souris en utilisant une variation de notre appareil de mesure. Cela a aidé à répondre à la question de savoir s’il y avait suffisamment de lumière pour activer les photorécepteurs présents profondément dans le tissu.

an-intra-tissue-radiometry-microprobe-for-measuring-radiance-situ

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Cellules mammaires tumorales exprimant la luciférase sont implantés sous la peau chez la souris et visualisées à l'aide d'imagerie optique pour surveiller la croissance des tumeurs et le développement de façon non invasive dans une étude longitudinale.

In vivo Bioluminescent imagerie des tumeurs mammaires qui utilisent des fréquences IVIS

Ici, nous décrivons les méthodes pour construire, visualiser et quantifier les réactions bioluminescentes à la fois luciole et la luciférase Renilla enzymes exprimées en cellules cancéreuses mammaires métastatiques au cours de leur croissance et les...

In vivo double Substrat Bioluminescent Imaging

Nous présentons ici une méthode histologique pour la capture, l'étiquetage, la compensation optique et l'imagerie de l'interface cerveau intact tissu autour de microdispositifs chroniquement implantés dans le tissu cérébral des rongeurs. Les résultats des techniques comprenant cette méthode sont utiles pour comprendre l'impact des différentes pénétrantes cérébrales implants sur leur tissu environnant.

Intact Caractérisation histologique du cerveau Microdevices-implantées et les tissus environnants

Nous décrivons une méthode d'imagerie non-invasive permettant de distinguer les stades inflammatoires. Administration systémique de luminol révèle des zones d'inflammation aiguë dépendent activité MPO dans les neutrophiles. En revanche, l'injection de lucigénine permet de visualiser l'inflammation chronique dépend de l'activité Phox dans les macrophages.

In vivo méthode d&#39;imagerie à distinguer inflammation aiguë et chronique

Nous décrivons un multi-angle de rotation du système optique d'imagerie (Maroi) pour la quantification in vivo d'un marqueur fluorescent émis par la saposine C (SAPC), dioléoylphosphatidylsérine (DOPS) nanovésicules. En utilisant des modèles murins de cancer et l'arthrite, nous montrons comment la Maroi analyse de la courbe du signal peut être utilisé pour la cartographie et la caractérisation biologique précis des processus pathologiques.

In Vivo L&#39;imagerie optique de tumeurs cérébrales et l&#39;arthrite Utilisation fluorescent SAPC-DOPS nanovésicules

Ensemble d'imagerie optique et μCT dans un modèle murin de l'infection de l'implant orthopédique, en utilisant un bioluminescente souche génétiquement de Staphylococcus aureus, à condition que la capacité de surveiller de manière non invasive et longitudinalement la dynamique de l'infection bactérienne, ainsi que de la réponse inflammatoire correspondant et modifications anatomiques dans l' os.

Combiné<em&gt; In vivo</em&gt; Optique et μCT imagerie pour surveiller l&#39;infection, l&#39;inflammation, et Bone Anatomy dans une infection orthopédique Implant souris

Europium thenoyltrifluoroacetonate (EuTFC) présente une ligne de luminescence optique à 612 nm, dont l'efficacité diminue fortement l'activation avec la température. Si un échantillon revêtu d'une couche mince de ce matériau est micro-imagée, la 612 nm intensité de la réponse luminescente peut être convertie en une carte directe de la température de surface de l'échantillon.

Haute résolution Micro-imagerie thermique à l&#39;aide d&#39;europium chélate luminescentes Revêtements

L’assemblage et l’utilisation d’un microendoscope multimodal sont décrits, qui peuvent co-enregistrer des données d’imagerie tissulaire superficielle avec des paramètres physiologiques tissulaires, notamment la concentration d’hémoglobine, la concentration de mélanine et la saturation en oxygène. Cette technique peut être utile pour évaluer la structure et la perfusion des tissus, et peut être optimisée pour les besoins individuels de l’investigateur.

Multimodal Imaging and Platform microendoscopie Spectroscopy Fiber-bundle pour non-invasive,<em&gt; In Vivo</em&gt; L&#39;analyse des tissus

Nous décrivons une non invasif en vivo imagerie protocole c’est facile et économique, utilisant L-012, un analogue de luminol chimiluminescence, de visualiser et de quantifier les espèces réactives de l’oxygène (ROS) générés dans un modèle murin excisionnelle enroulé.

In Vivo Imagerie des espèces réactives de l’oxygène dans un murin plaie modèle

La microscopie à diffusion Raman stimulée (SRS) permet une imagerie sans étiquette des biomolécules en fonction de leur vibration intrinsèque de liaisons chimiques spécifiques. Dans ce protocole, la configuration instrumentale d’un SRS intégré et d’un microscope à fluorescence à deux photons est décrite pour visualiser les structures cellulaires dans la moelle épinière de souris vivantes.

In vivo Imagerie de tissus biologiques avec fluorescence combinée à deux photons et microscopie à diffusion Raman stimulée

Nous présentons ici un protocole de détection optique haute résolution d’informations chimiques autour de dispositifs médicaux implantés avec imagerie chimique par luminescence excitée par rayons X (XELCI). Cette nouvelle technique d’imagerie est développée dans notre laboratoire qui permet d’étudier la biochimie des infections associées aux implants.

Imagerie chimique à haute résolution spatiale des infections associées aux implants avec imagerie chimique par luminescence excitée par rayons X à travers les tissus

Découvrez une méthode de radiométrie intratissulaire utilisant des microsondes en verre pour mesurer la radiance in situ dans les tissus vivants. Cette technique permet des mesures spectrales spatialement résolues dans des matériaux épais et absorbants.

Microsonde de radiométrie intratissulaire pour mesurer la radiance in situ dans un tissu vivant

Explorer plus de vidéos