Name: Evaluation de l’efficacité des peroxyacides organiques pour l’éradication des biofilms laitiers à l’aide d’une approche combinant des méthodes statiques et dynamiques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-09T13:50:00.000+00:00
Duration: 11 min 47 s
Description: Découvrez une méthode combinant approches statique et dynamique pour évaluer l'efficacité des peroxyacides organiques contre les biofilms laitiers. Cette technique utilise Pseudomonas azotoformans et s'applique à l'industrie agroalimentaire.

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Cette recherche a été financée par le Consortium de recherche et innovations en bioprocédés industriels au Québec (CRIBIQ)(2016-049-C22), Agropur, Groupe Sani Marc et le Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG) (RDCPJ516460-17). Nous remercions Teresa Paniconi pour la critique du manuscrit.

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Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts.

Le test MBEC (essai sur microplaque de biofilm) a été la première méthode à être reconnue comme un test standard d’éradication du biofilm par l’ASTM17. Notre étude et d’autres ont montré qu’il y a deux étapes critiques lors de l’utilisation de ce test: l’étape de sonication (temps et puissance) et le temps de traitement désinfectant18. Stewart et Parker ont également suggéré d’autres paramètres qui pourraient influencer le résultat du test, tels que l’espèce microbienne, l’...

L’industrie laitière est un secteur industriel important à l’échelle mondiale, y compris au Canada, où l’on compte plus de 10 500 fermes laitières produisant près de 90 millions d’hL de lait chaque année1. Malgré les exigences strictes en matière d’hygiène imposées dans l’industrie laitière, y compris dans les usines de transformation, le lait constitue un excellent milieu de culture pour les micro-organismes et, par conséquent, les produits laitiers sont susceptibles de contenir des micro-organismes, y compris des micro-organismes pathogènes ou d’altération. Ces agents pathogènes peuvent causer diverses maladies; par exemple, Salmonella sp. et Listeria monocytogenes peuvent causer une gastro-entérite et une méningite, respectivement2. Les microorganismes d’altération peuvent affecter la qualité et les propriétés organoleptiques des produits laitiers en produisant des gaz, des enzymes extracellulaires ou des acides3. L’apparence et la couleur du lait peuvent également être modifiées, par exemple par Pseudomonas spp.4.
Certains de ces micro-organismes peuvent former des biofilms sur différentes surfaces, y compris l’acier inoxydable. De tels biofilms permettent la persistance et la multiplication de micro-organismes à la surface de l’équipement et, par conséquent, la contamination des produits laitiers5. Les biofilms sont également problématiques en raison de leur capacité à entraver le transfert de chaleur et à accélérer la corrosion de l’équipement, ce qui entraîne un remplacement prématuré de l’équipement et, par conséquent, des pertes économiques6.
Les procédures de nettoyage en place (NEP) permettent à l’industrie alimentaire de contrôler la croissance des micro-organismes. Ces procédures impliquent l’utilisation séquentielle d’hydroxyde de sodium, d’acide nitrique et, parfois, d’assainissants contenant de l’acide hypochloreux et de l’acide peracétique 7,8. Bien que l’acide hypochloreux soit très efficace contre les micro-organismes, il réagit également avec la matière organique naturelle, provoquant la formation de sous-produits toxiques9. L’acide peracétique ne génère pas de sous-produits nocifs10; Cependant, son efficacité contre les biofilms dans l’industrie alimentaire est très variable10,11. Récemment, d’autres peroxyacides, y compris les acides perpropionique et perlactique, ont été étudiés pour leur activité antimicrobienne, et ils semblent être une bonne alternative pour le contrôle de la croissance microbienne dans les biofilms12,13.
Par conséquent, cette étude visait à évaluer l’efficacité des peroxyacides organiques (acides peracétique, perpropionique et perlactique et un désinfectant à base d’acide peracétique) pour éradiquer les biofilms laitiers en utilisant une approche combinant le test de concentration minimale d’éradication du biofilm (MBEC), une méthode de criblage statique à haut débit et le réacteur à biofilm du Center for Disease Control (CDC), une méthode dynamique qui imite in situ . conditions. Le test MBEC est ci-après appelé « plaques de microtitrage de biofilm » dans le protocole. Le protocole présenté ici et les résultats représentatifs démontrent l’efficacité des peroxyacides organiques et leur application potentielle pour le contrôle des biofilms microbiens dans l’industrie laitière.

<table><tbody><tr><td>0,2 et micro ; Filtres M&nbsp ;</td><td>Corning</td><td>09-754-28</td><td>Diamètre : 50 mm, PTFE- Membrane</td></tr><tr><td>316 coupon de disque en acier inoxydable</td><td>Biosurface Technologies Corporation</td><td>RD128-316</td><td></td></tr><tr><td>316 coupon de diapositive en acier inoxydable</td><td>Biosurface Technologies Corporation</td><td>CBR 2128-316</td><td></td></tr><tr><td>Plaque de 96 microtitres</td><td>Corning</td><td>07-200-89</td><td>Microplaque à fond plat traitée pour culture cellulaire.</td></tr><tr><td>Acide acétique</td><td>Sigma Aldrich</td><td>27225</td><td>magasin chez RT</td></tr><tr><td>Aluminium stubs</td><td>Microscopie électronique Science</td><td>75830-10</td><td>32x5mm</td></tr><tr><td>Glutaraldéhyde aqueux EM Grade 25 %</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>16220</td><td>magasin à -20 &deg ; C</td></tr><tr><td>AB204-S/FACT Balance analytique</td><td>Mettler Toledo</td><td>AB204-S</td><td></td></tr><tr><td>Filtre à évent bactérien (0,45 &micro ; m)</td><td>Biosurface Technologies Corporation</td><td>BST 02915</td><td></td></tr><tr><td>BioDestroy</td><td>Groupe Sani Marc</td><td>09-10215</td><td>désinfectant commercial à base d’acide peracétique, stocké à RT</td></tr><tr><td>Carboy LDPE 20 L</td><td>Cole Parmer</td><td>06031-52</td><td></td></tr><tr><td>CDC réacteur à biofilm</td><td>Biosurface Technologies Corporation</td><td>CRB 90</td><td>bioréacteur</td></tr><tr><td>sulfate de cérium (IV)</td><td>Thermo Scientific</td><td>35650-K2</td><td>magasin chez RT</td></tr><tr><td>Confocal laser scanning microscope&nbsp ; LSM 700</td><td>Zeiss</td><td>LSM 700</td><td></td></tr><tr><td>Dey-Engley bouillon neutralisant</td><td>Millipore</td><td>D3435-500G</td><td>se magasine à 4 &deg ; C</td></tr><tr><td>EMS950x + 350s pulvérisation d’or&nbsp ;</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Résine époxy</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>14121</td><td>avec alcool</td></tr><tr><td>éthylique BDMA 95 %, USP</td><td>Greenfield global</td><td>P016EA95</td><td>magasin chez RT</td></tr><tr><td>Solution d’indicateur Ferroin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>318922-100ML</td><td>magasin chez RT</td></tr><tr><td>Bouchon de remplissage/ventilation</td><td>Cole Parmer</td><td>RK-06258-00</td><td></td></tr><tr><td>FilmTracer LIVE/DEAD Biofilm Viability Kit</td> de viabilité cellulaire <td>fluorescente Invitrogen</td><td>L10316</td><td>(SYTO 9 : coloration fluorescente verte, Iodure de propidium : coloration fluorescente rouge), stocker à - 20 &deg ; C</td></tr><tr><td>Rupture d’écoulement en verre</td><td>Biosurface Technologies Corporation</td><td>FB 50</td><td></td></tr><tr><td>Gold avec peinture argentée&nbsp ;</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>12684-15</td><td></td></tr><tr><td>Ensemble de plaques chauffantes</td><td>Biosurface Technologies Corporation</td><td>110V Stir Plate Tournevis</td><td></td></tr><tr><td>hexagonal</td><td>Biosurface Technologies Corporation</td><td>CBR 5497</td><td></td></tr><tr><td>Peroxyde d’hydrogène</td><td>Sigma</td><td>216763</td><td>stocker à 4 &deg ; C</td></tr><tr><td>Boucles d’inoculation</td><td>VWR</td><td>12000-812</td><td>stériles, 10 & micro ; l</td></tr><tr><td>Laboratoire d’acide lactique</td><td>MAT</td><td>LU-0200</td><td>magasin chez RT</td></tr><tr><td>MASTERFLEX L/S 7557-04 W/ 7557-02 avec pompe péristaltique EASY-LOAD II et 77200-50 Head</td><td>Cole Parmer</td><td>77200-60</td><td></td></tr><tr><td>MBEC (Minimum Biofilm Eradication Concentration) inoculateur de biofilm avec une base à 96 puits</td><td>Innovotech</td><td>19111</td><td>Plaque de microtitration de biofilm</td></tr><tr><td>Base de gélose Oxford</td><td>Thermo Scientific</td><td>OXCM0856B</td><td>magasin à 4 &deg ; C</td></tr><tr><td>Porte-coupon en plastique</td><td>Biosurface Technologies Corporation</td><td>CBR 2203</td><td></td></tr><tr><td>Tige porte-glissière en plastique</td><td>Biosurface Technologies Corporation</td><td>CBR 2203-GL</td><td></td></tr><tr><td>Iodure de potassium</td><td>Fisher Chemical</td><td>P410-500</td><td>magasinez chez RT</td></tr><tr><td>Tournevis plat de précision (1,5 mm x 40 mm)</td><td>Wiha</td><td>26015</td><td></td></tr><tr><td>Propionic</td><td>acid Laboratoire MAT</td><td>PF-0221</td><td>en magasin chez RT</td></tr><tr><td>Sartorius BCE822-1S Entris&reg ; II Basic Essential Balance à chargement par le haut</td><td>Cole Parmer</td><td>&nbsp ; UZ-11976-3</td><td></td></tr><tr><td>Microscope électronique à balayage JSM-6360LV modèle JEOL</td><td></td><td>JSM-6360LV</td><td>MEB et interface de commande utilisateur</td></tr><tr><td>Tube à bouchon à vis, 15 mL</td><td>Sarstedt</td><td>62.554.205</td><td>(Lx&Oslash ;) : 120 x 17 mm, matériau : PP, base conique, transparent, HD-PE</td></tr><tr><td>Tube à bouchon à vis, 50 mL</td><td>Sarstedt</td><td>62.547.205</td><td>(Lx&Oslash ;) : 114 x 28 mm, matériau : PP, base conique, transparent, HD-PE</td></tr><tr><td>Microscopie électronique</td> <td>au cacodylate de sodium trihydraté</td> Sciences<td>&nbsp ; 12300</td><td>Magasin à -20 &deg ; C</td></tr><tr><td>Thiosulfate de sodium</td><td>Thermo Scientific</td><td>AC124270010</td><td>magasin chez RT</td></tr><tr><td>Bain de sonication</td><td>Fisher</td><td>15-336-122</td><td>5,7 L</td></tr><tr><td>Solution d’amidon</td><td>Anachemie</td><td>AC8615</td><td>magasin chez RT</td></tr><tr><td>Acide sulfurique</td><td>Sigma Aldrich</td><td>258105-500ML</td><td>magasin chez RT</td></tr><tr><td>Gélose de soja tryptique</td><td>BD Bacto</td><td>DF0369-17-6</td><td>magasin chez RT</td></tr><tr><td>Bouillon de soja tryptique</td><td>BD Bacto</td><td>DF0370-17-3</td><td>magasiner chez RT</td></tr><tr><td>Tubing Masterflex L/S 16 25'Cole</td> <td>Parmer</td><td>MFX0642416</td><td></td></tr><tr><td>Tubing Masterflex L/S 18 25'Cole</td> <td>Parmer</td><td>MFX0642418</td><td></td></tr><tr><td>Tygon SPT-3350 tube en silicone&nbsp ;</td><td>Saint-Gobain</td><td>ABW18NSF</td><td>IDx OD : 1/4 po x 7/16 po</td></tr><tr><td>Vortex</td><td>Cole Parmer</td><td>UZ-04724-00</td><td></td></tr><tr><td>Bain-marie&nbsp ;</td><td>VWR</td><td>89202-970</td><td></td></tr><tr><td>Zen logiciel</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

evaluation de l’efficacité des peroxyacides organiques pour l’éradication des biofilms laitiers à l’aide d’une approche combinant des méthodes statiques et dynamiques

Evaluation of the Efficacy of Organic Peroxyacids for Eradicating Dairy Biofilms Using an Approach Combining Static and Dynamic Methods

La présence de biofilms dans l’industrie laitière est très préoccupante, car ils peuvent conduire à la production de produits laitiers dangereux et altérés en raison de leur résistance élevée à la plupart des procédures de nettoyage en place (NEP) fréquemment utilisées dans les usines de transformation. Par conséquent, il est impératif de développer de nouvelles stratégies de contrôle du biofilm pour l’industrie laitière. Ce protocole vise à évaluer l’efficacité des peroxyacides organiques (acides peracétique, perpropionique et perlactique et un désinfectant commercial à base d’acide peracétique) pour éradiquer les biofilms laitiers en utilisant une combinaison de méthodes statiques et dynamiques. Tous les désinfectants ont été testés sur les bactéries productrices de biofilm les plus fortes dans un biofilm unique ou mixte à l’aide du test de concentration minimale d’éradication du biofilm (MBEC), une méthode de criblage statique à haut débit. Un temps de contact de 5 min avec les désinfectants aux concentrations recommandées a permis d’éradiquer avec succès les biofilms simples et mélangés. Des études sont actuellement en cours pour confirmer ces observations à l’aide du réacteur à biofilm du Center for Disease Control (CDC), une méthode dynamique pour imiter les conditions in situ . Ce type de bioréacteur permet l’utilisation d’une surface en acier inoxydable, qui constitue la plupart des équipements et surfaces industriels. Les résultats préliminaires du réacteur semblent confirmer l’efficacité des peroxyacides organiques contre les biofilms. L’approche combinée décrite dans cette étude peut être utilisée pour développer et tester de nouvelles formulations biologiques ou chimiques pour contrôler les biofilms et éradiquer les microorganismes.

L’analyse MEB montre la présence de biofilms produits par P. azotoformans PFl1A sur les chevilles de microplaques du biofilm (figure 2A). Une structure de biofilm tridimensionnelle peut être observée. Le P. azotoformans PFl1A a déjà été identifié comme un puissant producteur de biofilm (A570 &gt; 1,5) en utilisant des plaques de microtitrage à 96 puits12.
De plus, le biofilm PFl1A de P. azotoformans qui...

Ce protocole décrit une approche combinant des méthodes statiques et dynamiques pour évaluer l’efficacité des peroxyacides organiques pour l’éradication des biofilms dans l’industrie laitière. Cette approche peut également être utilisée pour tester l’efficacité de nouvelles formulations biologiques ou chimiques pour contrôler les biofilms.

Evaluation de l’efficacité des peroxyacides organiques pour l’éradication des biofilms laitiers à l’aide d’une approche combinant des méthodes statiques et dynamiques

The presence of biofilms in the dairy industry is of major concern, as they may lead to the production of unsafe and altered dairy products due to their ...

Les microorganismes formant des biofilms sont un problème majeur dans l’industrie alimentaire, y compris l’industrie laitière. En raison de leur impact négatif sur la qualité des produits, il est important de développer des stratégies de contrôle du biofilm. Cette approche combine une méthode de criblage statique à haut débit et une méthode dynamique qui imite les conditions in situ.Ces deux méthodes sont complémentaires pour étudier l’efficacité des désinfectants contre les biofilms. Cette approche peut être utilisée pour tester de nouvelles formulations biologiques ou chimiques pour contrôler les biofilms dans les secteurs alimentaire, médical ou environnemental. Commencez par vortex des tubes de culture bactérienne de Pseudomonas azotoformans.Transférer de manière aseptique 100 microlitres de la culture bactérienne dans 10 millilitres de bouillon de soja tryptique stérile ou de milieu BST pour atteindre la concentration finale d’environ deux fois 10 à la septième UFC par millilitre. Vortex le tube de culture. Ensuite, à l’aide d’une pipette multicanal, transférer 150 microlitres de la culture bactérienne diluée dans les puits de plaque de microtitrage du biofilm en trois exemplaires.Charger 150 microlitres de milieu BST dans trois nouveaux puits comme témoin. Ensuite, incuber la plaque de microtitrage du biofilm à 30 degrés Celsius pendant 24 heures sans agitation. Nettoyez et séchez à l’air libre les parties du bioréacteur avant de placer la lame plate à l’intérieur du bécher en verre d’un litre fixé au support par une barre magnétique.Maintenez la configuration verticale à l’aide de la barre de plastique fixée à la face interne du couvercle du bioréacteur. Utilisez le tournevis pour placer les coupons ou les glissières en acier inoxydable sur leurs tiges en polypropylène. Insérez des coupons ou des glissières dans les trous du couvercle sans placer leurs goupilles d’alignement dans les encoches permettant à la vapeur de s’échapper pendant la stérilisation.Couvrir tous les évents du bioréacteur avec une feuille d’aluminium et envelopper le reste de l’équipement, à savoir le tube de taille 18 et le tube de taille 16, le frein à flux en verre, les bouchons de conteneur, les tournevis, les pinces et les filtres de 0,2 micromètre avec une feuille d’aluminium. Autoclave du bioréacteur mis en place dans un cycle sec à 121 degrés Celsius pendant 20 minutes. Pour effectuer la première étape de la formation du biofilm dans le bioréacteur en mode batch, à l’intérieur d’une enceinte de sécurité biologique, connectez une extrémité du tube de taille 18 au bec de sortie du bioréacteur et gardez l’autre extrémité enveloppée dans du papier d’aluminium.Retirez un porte-coupon ou une glissière du couvercle du bioréacteur et placez-le dans un tube stérile de 50 millilitres. Ensuite, à l’aide d’une pipette sérologique de 50 millilitres, remplissez le bécher du bioréacteur avec 340 millilitres de 300 milligrammes par millilitre de milieu TSB à travers le trou occupé par la tige. Pour inoculer le milieu de culture dans le bioréacteur, ajouter un millilitre de 10 à la huitième solution bactérienne de Pseudomonas azotoformans par millilitre à travers l’orifice à l’aide d’une pipette de cinq millilitres et remettre la tige dans sa position d’origine.Positionnez les tiges déjà placées dans les trous du couvercle pour que les broches s’insèrent dans les encoches respectives. Placez ensuite un filtre bactérien de purge d’air de 0,2 micromètre à l’extrémité du tube de plus petit diamètre situé sur le couvercle du bioréacteur. L’autre tube du même diamètre reste bouché en permanence avec un bouchon à vis métallique ou un bouchon en silicone qui se ferme hermétiquement.Placez le bioréacteur pendant 24 heures sur la plaque chauffante réglée à 30 degrés Celsius et agitez à 130 tr / min. Après 24 heures, effectuer la deuxième étape de la formation du biofilm dans le bioréacteur en mode flux continu. Placez une bonbonne contenant 18 litres d’eau distillée stérile dans l’armoire de biosécurité.Ajoutez ensuite deux litres de 1000 milligrammes par litre de milieu de culture TSB pour obtenir une concentration finale de 100 milligrammes par litre. Couvrir le récipient avec son bouchon stérile auquel deux tubes sont connectés. Le premier est un tube en silicone fixé sur l’interface du bouchon pour pomper le milieu.Le second tube de taille 16 est relié au port externe permettant au liquide de s’écouler vers le bioréacteur. Après avoir raccordé le tube de taille 16 à l’extrémité du frein d’écoulement en verre, insérez ce dernier dans le plus grand tube du couvercle du bioréacteur par son autre extrémité puis installez le tube de taille 16 dans la pompe péristaltique. Utilisez une autre bonbonne de 20 litres pour recueillir les effluents du bioréacteur.Fixez l’extrémité du tube relié au bec de sortie du bioréacteur au bouchon du conteneur à déchets. Insérez un filtre de 0,2 micromètre dans le tube présent sur le couvercle de ce récipient. Une fois cela fait, démarrez la pompe péristaltique à un débit de 11,3 millilitres par minute et laissez le système fonctionner pendant 24 heures.Après 24 heures, éteignez la pompe péristaltique et arrêtez d’agiter et de chauffer le bioréacteur. Pour récupérer le biofilm bactérien, rincez les coupons ou les lames dans 40 millilitres de PBS pour éliminer les bactéries planctoniques. Ensuite, relâchez-les dans un tube conique stérile de 50 millilitres contenant 40 millilitres de PBS.Après 30 secondes de vortex, soniquer les tubes à 40 kilohertz pendant 30 secondes. Répétez cette opération trois fois. Une fois cela fait, recueillir les 40 millilitres de suspension de biofilm dans un tube conique stérile de 50 millilitres et rincer les coupons ou les lames avec deux de solution PBS stérile.Récupérez ce liquide de rinçage et ajoutez-le à la suspension de biofilm déjà recueillie. Retirez la plaque de microtitrage de 30 degrés Celsius. Ajoutez 200 microlitres de PBS dans trois puits d’une microplaque de 96 puits.Pour laver les biofilms et éliminer les bactéries planctoniques, transférez le couvercle de la microplaque de biofilm avec les biofilms formés sur les chevilles à la microplaque à 96 puits contenant le PBS pendant 10 secondes. Préparer les désinfectants aux concentrations requises et ajouter 200 microlitres de chaque concentration de désinfectant dans les puits d’une nouvelle plaque de microtitrage de 96 puits en trois exemplaires. Transférer le couvercle de la plaque de microtitrage de biofilm sur la plaque de microtitrage à 96 puits contenant les désinfectants et incuber la plaque à température ambiante pendant la durée d’exposition souhaitée.Ensuite, ajoutez 200 microlitres de bouillon neutralisant Dey-Engley aux puits d’une nouvelle plaque de microtitrage de 96 puits. Transférer le couvercle de la plaque de microtitrage de biofilm sur la plaque de microtitrage à 96 puits contenant le bouillon neutralisant. Scellez la plaque de microtitrage avec un parafilm et placez-la dans le sonicateur de bain à 40 kilohertz pendant 30 minutes.Après 30 minutes, à partir de la première colonne de la plaque soniquée, transférer 100 microlitres de biofilms détachés sur la première rangée d’une nouvelle plaque de microtitrage de 96 puits. Ajoutez ensuite 180 microlitres de PBS stérile à une plaque de 96 puits, à l’exception de la première rangée. Ensuite, transférez 20 microlitres de la solution de biofilm de la première rangée aux puits de la deuxième rangée contenant 180 microlitres de PBS pour obtenir la dilution de 10 à moins un.Ensuite, transférez 20 microlitres de la deuxième rangée vers les puits de la rangée suivante pour obtenir la dilution de 10 à moins deux. Répéter cette opération pour obtenir une dilution comprise entre 10 à moins cinq et 10 à moins sept. Inoculer 100 microlitres de la dilution souhaitée sur TSA et incuber les plaques selon les paramètres de croissance de la bactérie.Former les biofilms PFLA 1 de Pseudomonas azotoformans sur les coupons dans le bioréacteur, retirer la tige contenant les coupons et rincer la tige à l’intérieur d’un tube conique contenant 30 millilitres de PBS pour éliminer les cellules planctoniques. Déposez chaque coupon dans un tube conique stérile de 50 millilitres à l’aide d’un tournevis. Ajoutez ensuite quatre millilitres de la solution de peroxyacide organique appropriée ou du PBS pour le contrôle.Après cinq minutes d’incubation, ajoutez 36 millilitres de bouillon neutralisant Dey-Engley. Après avoir fait tournoyer le tube conique pendant 30 secondes, sonicez-les à 40 kilohertz pendant 30 secondes. Répétez le processus trois fois pour obtenir la suspension de biofilm.Répétez la même procédure avec les autres tiges, préparez des illusions en série de la suspension de biofilm et plaquez la suspension sur un milieu TSA comme décrit précédemment. L’analyse SCM a montré la présence du biofilm par Pseudomonas azotoformans PFL1A sur les chevilles de microplaques du biofilm. Le biofilm de Pseudomonas azotoformans PFL1A formé sur une lame en acier inoxydable à l’aide d’un bioréacteur semblait très dense et présentait les caractéristiques morphologiques d’un biofilm tridimensionnel mature.Les résultats des numérations bactériennes des biofilms développés par cet isolat dans le système dynamique ont montré des densités cellulaires significatives correspondant à 8,74 log UFC par centimètre carré dans le milieu de culture du BST et à 7,86 log CFU centimètre carré dans le lait écrémé stérile. Les résultats obtenus avec l’isolat de B. vesicularis ont montré que l’augmentation de la concentration en nutriments de 100 à 900 milligrammes par litre entraînait une augmentation du nombre de bactéries des biofilms de 6,11 à 8,71 log CFU centimètre carré. De plus, une croissance significative du biofilm a été observée lorsque le débit a été réduit à 6,0 millilitres par minute, ce qui indique que certains facteurs pourraient influencer la formation de biofilm dans le bioréacteur.Aucun des biofilms ne contenait de cellules viables détectables à un temps de contact de cinq minutes dans 500 parties par million avec des peroxyacides organiques et 100 000 parties par million avec des concentrations de peroxyde d’hydrogène de désinfectants habituellement appliqués dans les usines laitières. Le SCM a montré la structure tridimensionnelle de la concentration minimale d’éradication du biofilm non traitée ou des biofilms MBEC, tandis que les biofilms MBEC traités ont perdu leur conformation tridimensionnelle. Il est essentiel de rester à l’état stérile pendant l’exécution de ce protocole.En outre, l’utilisateur doit se rappeler que les résultats générés sont associés à un isolat et à un désinfectant uniques. La combinaison de désinfectant avec des vibrations mécaniques, des ultrasons ou des traitements enzymatiques pourrait être évaluée pour améliorer l’efficacité de l’éradication du biofilm. Cette approche utilisant des méthodes statiques et dynamiques pour former des biofilms a ouvert la voie aux chercheurs pour cribler et étudier de nouvelles formulations d’antibiofilms afin de mieux contrôler les biofilms dans divers secteurs.

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JoVE Journal

Biology

Biologie

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Source : Bucher, T., et al. Méthodologies pour l’étude des biofilms de B. subtilis comme modèle de caractérisation des inhibiteurs de biofilms de petites molécules. J. Vis. Exp. (2016).Cette vidéo montre comment l’intégrité de la matrice de biofilms influence la résistance bactérienne à l’éthanol en comparant les unités formant des colonies dans des biofilms non traités et perturbés par les inhibiteurs. La réduction des UFC dans les échantillons traités par inhibiteurs démontre que la matrice...

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