Name: Développement d’un modèle de lésion chronique de la coiffe des rotateurs chez le lapin pour l’étude de la fibrose et de la dégénérescence graisseuse musculaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-31T14:50:00.000+00:00
Duration: 5 min 20 s
Description: Découvrez une technique chirurgicale pour induire une lésion chronique de la coiffe des rotateurs chez le lapin. Ce modèle permet d'étudier la fibrose et la dégénérescence graisseuse musculaire pour développer des thérapies régénératives.

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Les recherches de Dai Fei Elmer Ker sont financées par le Bureau de l’alimentation et de la santé de la RAS de Hong Kong (Fonds médical et de recherche en matière de santé : 08190466), de la Commission de l’innovation et de la technologie de la RAS de Hong Kong (attribution de niveau 3 : ITS/090/18 ; Health@InnoHK programme), le Conseil des subventions de recherche de Hong Kong, la RAS de Hong Kong (Early Career Scheme Award : 24201720 et General Research Fund : 14213922) et l’Université chinoise de Hong Kong (Prix de l’innovation de la faculté : FIA2018/A/01). Les recherches de Dan Wang sont financées par le Bureau de l’alimentation et de la santé de la RAS de Hong Kong (Fonds de santé, de médecine et de recherche, 07180686), de la Commission de l’innovation et de la technologie de la RAS de Hong Kong (Tier 3 Award : ITS/333/18 ; Health@InnoHK programme) et le Research Grants Council of Hong Kong, Hong Kong SAR (Fonds général de recherche : 14118620 et 14121121).

Toutes les procédures doivent être effectuées à l’aide d’une technique chirurgicale stérile dans une salle convenablement équipée conçue pour les chirurgies animales selon un protocole approuvé par le comité d’éthique de l’expérimentation animale de l’institut. Dans la présente étude, les chirurgies du lapin ont été effectuées conformément à un protocole approuvé par le Comité d’éthique de l’expérimentation animale de l’Université chinoise de Hong Kong.
1. Intervention chirurgicale
<ol><li>Pour préparer la zone chirurgicale, préchauffez un coussin chauffant et recouvrez-le de champs chirurgicaux stériles pour maintenir la température corporelle du lapin. Par la suite, disposez les outils et les fournitures chirurgicales stérilisés (comme spécifié dans le tableau des matériaux) et organisez-les selon les préférences du chirurgien.</li>
	<li>Induire une anesthésie par administration intramusculaire de 35 mg/kg de kétamine et de 5 mg/kg de xylazine à des lapins blancs de Nouvelle-Zélande (pesant entre 3,5 et 4,5 kg, âgés d’environ 5 à 6,5 mois ; deux lapins mâles et une femelle ont été utilisés dans cette étude). Par la suite, confirmez l’anesthésie par un test de pincement de la patte et/ou de la queue.</li>
	<li>Si une anesthésie supplémentaire est nécessaire pour maintenir le plan chirurgical, administrer 10 mg/kg de kétamine et 3 mg/kg de xylazine par voie intraveineuse via la veine marginale de l’oreille28 et surveiller la fréquence respiratoire de l’animal à intervalles réguliers de 5 à 10 minutes.</li>
	<li>Pour préparer la fenêtre chirurgicale, rasez le site d’incision prévu (la région de la peau superficielle par rapport à l’unité muscle-tendon SSC) et nettoyez avec trois applications alternées de bétadine et d’alcool à 70%. Utilisez un coton-tige pour appliquer de la bétadine et de l’alcool à 70 % en mouvements circulaires (de l’intérieur vers l’extérieur). Utilisez une pommade pour les yeux pour garder les yeux du lapin humides et lubrifiés. Administrer 20 mg/kg de céphalexine par voie intramusculaire comme agent anti-infectieux.</li>
	<li>Faites une incision cutanée de 3 à 4 cm inférieure à la clavicule, divisez l’intervalle delto-pectoral à l’aide d’un scalpel chirurgical n° 11 et rétractez-vous pour accéder à l’épaule (Figure 1A,B).</li>
	<li>Pour localiser l’unité muscle-tendon SSC, identifiez d’abord le muscle coracobrachial (en tant que tissu recouvrant l’attache du tendon SSC) et divisez-le. Ensuite, identifiez le tendon SSC et insérez une pince à angle droit pour exposer l’ensemble du tendon SSC lors de son insertion sur la tubérosité inférieure de l’humérus (Figure 1C).</li>
	<li>Avant d’introduire la lésion, isoler le muscle-tendon SSC (Figure 1D) et administrer un anesthésique peropératoire (0,2 mg/kg de bupivacaïne à 0,5 %) localement près du site de transection. Enveloppez l’unité muscle-tendon SSC dans une tubulure de penrose à base de silicone (Figure 1E) pour éviter toute fixation indésirable aux tissus environnants et faciliter la récupération ultérieure des tissus.</li>
	<li>Pour induire une blessure, créer une section pleine épaisseur à la jonction muscle-tendon à l’aide d’un scalpel chirurgical n° 11 (Figure 1F). Si nécessaire, arrêtez le saignement en appliquant une pression avec un morceau de gaze et utilisez une solution saline pour irriguer la plaie au besoin.</li>
	<li>Pour refermer la plaie, utilisez une suture à l’acide polyglycolique (PGA) 4-0 pour rapprocher le tissu musculaire deltoïde (Figure 1G) et une suture en nylon 4-0 pour fermer la plaie cutanée (Figure 1H).</li>
	<li>Administrer des soins postopératoires par l’administration sous-cutanée de 0,03 mg/kg de buprénorphine comme analgésique (une fois immédiatement après la chirurgie et deux fois par jour pendant les 48 h29 suivantes).</li>
	<li>Laissez les lapins récupérer sur un coussin chauffant couvert et appliquez un collier souple pour éviter les comportements indésirables, y compris l’automutilation, le léchage des sites chirurgicaux et le retrait des sutures (Figure 1I).</li>
	<li>Surveillez les animaux pour vérifier s’ils ont un poids et des changements de comportement. Signalez au vétérinaire toute diminution de plus de 10 % du poids corporel et toute douleur intense qui ne peut être contrôlée (évaluée sur la base de cinq actions comportementales : resserrement orbital, aplatissement des joues, changements de forme des narines, changements de position des moustaches et changements de forme et de position des oreilles) pour déterminer si une intervention telle qu’une euthanasie précoce est nécessaire.</li>
</ol>2. Récolte des spécimens
<ol><li>Euthanasiez les lapins à 4 semaines après le moment de la blessure. Anesthésier les lapins et leur administrer une dose létale de pentobarbital sodique (plus de 60 mg/kg). Confirmer le décès par thoracotomie.</li>
	<li>Identifiez la tête humérale et excisez-la chirurgicalement, tout en préservant les tubercules supérieurs et inférieurs et toutes les attaches des tissus mous. Fixer avec du paraformaldéhyde (PFA) à 4 % pendant 72 h à 4 °C avant de transférer dans une solution d’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) à 10 % pendant 1 mois à température ambiante (avec changement de milieu toutes les 72 h) pour décalcifier l’os.</li>
	<li>Après décalcification, soumettre les échantillons à un traitement histologique standard utilisant une déshydratation graduée à l’éthanol, un enrobage de paraffine, une coupe histologique (coupes de 8 μm) et une coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) et aux solutions trichromes de Masson30,31,32.</li>
	<li>Capturez des images avec un microscope droit à un grossissement de 10x.</li>
	<li>Effectuer une semi-quantification des images trichromes H&E et Masson en mesurant la surface et le pourcentage de muscle, de tissu fibreux et de graisse dans le muscle, comme décrit précédemment33,34 à l’aide d’un logiciel de conception graphique de votre choix. Dans cet exemple, le logiciel Adobe Photoshop (https://www.adobe.com) est utilisé.<ol><li>Sélectionnez une région d’une couleur particulière représentant un certain type de tissu à l’aide de l’outil baguette magique (le rouge est le tissu musculaire, le bleu est la fibrose et le blanc représente la graisse).</li>
		<li>Cliquez sur les éléments de menu Sélectionner | Inverse | Enregistrer la sélection | Nommez la section.</li>
		<li>Comptez le nombre de pixels dans la zone marquée en cliquant sur les éléments de menu Fenêtre | Journal de mesure | Enregistrer la mesure pour enregistrer ces valeurs de pixels et calculer manuellement le pourcentage des types de tissus sélectionnés.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Analyse statistique
<ol><li>Pour les données histologiques, effectuez l’analyse statistique à l’aide du logiciel d’analyse de votre choix. Effectuer un test t de Student pour comparer deux échantillons indépendants entre le groupe témoin et le groupe blessé.</li>
	<li>Exprimez les données sous la forme d’une moyenne ± d’une erreur-type de la moyenne. Considérons qu’une valeur de p de <0,05 est statistiquement significative.</li>
</ol>

Les auteurs n’ont pas d’intérêts concurrents à déclarer.

Un modèle animal reproductible et physiologiquement pertinent permet de faire progresser la compréhension de la pathogenèse de la maladie, d’évaluer les résultats des thérapies cliniques et d’améliorer et de développer les traitements chirurgicaux35. Dans cette étude, un modèle fiable et précis de SSC de lapin qui imite certains aspects de l’anatomie et de la physiopathologie de la RC humaine a été établi. Les déchirures RC sont liées à des changements dégénératifs musculaires progressifs et probablement irréversibles, entraînant une réduction du potentiel de guérison. Par exemple, Ko et al. ont montré que le rattachement de la SSP de lapin à 6 semaines n’inversait pas l’atrophie musculaire ou la DF dans les 6 semaines suivantes. Une telle atrophie musculaire médiée par la FD influence plusieurs paramètres cliniques importants, notamment la force des muscles tendineux et l’amplitude des mouvements articulaires, ce qui peut affecter les résultats chirurgicaux36,37.
Le protocole établi ici a montré des attributs chroniques significatifs après la transection des unités musculo-tendineuses SSC. Plus précisément, ces changements comprennent une diminution visible de la masse musculaire et une augmentation du contenu adipeux et du tissu fibreux (Figure 2, Figure 3 et Figure 4). Ces résultats sont cohérents avec les changements dégénératifs rapportés dans les déchirures RC humaines38. Au cours des dernières années, le rat est devenu l’un des modèles animaux les plus intensément étudiés pour les maladies et les blessures RC en raison de ses grandes similitudes anatomiques avec les SSP humains et rats voyageant sous l’acromion38,39,40. Cependant, il convient de noter que la partie de la SSP du rat qui passe sous l’arcade acromiale est musculaire par opposition à tendineuse, ce qui est le cas chez l’homme41. Plus important encore, Barton et al. ont reconnu un manque d’accumulation significative de graisse après le décollement du tendon SSP chez les rats23, ce qui contraste avec la condition humaine42. En tant que tel, on pense que le complexe SSC du lapin peut fournir un modèle approprié pour imiter la déchirure RC chronique des humains.
Pour assurer la reproductibilité de ce modèle, deux points méritent d’être notés lors de l’exécution de ce protocole. Tout d’abord, après la coupure d’unités muscle-tendon, l’extrémité libre du tendon transecté peut être exposée à un risque de formation d’adhérences, ce qui peut rendre la récupération du tendon difficile pour les manipulations ultérieures. Pour éviter ce problème, un tube en silicone non résorbable a été utilisé pour envelopper l’extrémité libre de la jonction muscle-tendon après la transsection afin d’éviter l’adhérence spontanée aux tissus environnants ainsi que la cicatrisation spontanée (Figure 1E). De plus, l’unité muscle-tendon transectée au cours d’une deuxième procédure d’intervention (c’est-à-dire pour effectuer une réparation sécurisée ; données non présentées) peut être clairement identifiée en enveloppant l’extrémité des tissus lésés au moment de la chirurgie initiale. Cette technique est économique, efficace et peut être facilement mise en œuvre en chirurgie43. Deuxièmement, les lapins sont une espèce très sensible qui peut présenter un comportement préjudiciable après une intervention chirurgicale. Pour éviter de tels problèmes, il est fortement recommandé d’appliquer également un collier souple pour éviter les comportements indésirables, y compris l’automutilation, le léchage des sites chirurgicaux et le retrait des sutures (Figure 1I). Par rapport aux colliers électroniques conventionnels du commerce qui sont fabriqués en plastique rigide, le collier souple fabriqué par nos soins n’a causé aucune lésion cutanée ni aucun autre effet secondaire affectant le bien-être des animaux ou la qualité de la recherche scientifique. Ensemble, ces étapes sont essentielles pour créer un modèle de blessure RC chez le lapin reproductible avec précision et offrir la possibilité d’étudier les stratégies de réparation régénérative.
Pour étudier la physiopathologie et la cicatrisation des tendons dans un modèle animal, une lésion distincte et reproductible doit être créée, et les points temporels de l’étude doivent être soigneusement sélectionnés. La grande majorité des études sur les lésions tendineuses et la cicatrisation ont été réalisées sur des tendons animaux entièrement transectés44, car la transsection est une procédure simple, hautement reproductible et capable de simuler de manière adéquate le scénario clinique45,46. Huegel et al. ont montré que la lésion d’un tendon partiellement transecté était moins grave que celle d’un tendon complètement transecté, et que l’immobilisation avait un effet néfaste sur la mécanique du tendon, y compris une raideur articulaire accrue47. Pour évaluer l’atrophie et la FD observées dans le cadre d’une déchirure RC massive, il est essentiel de définir les points de temps caractéristiques observés expérimentalement. Gupta et al. ont validé un modèle de lésion RC chez le lapin mâle et ont observé une atrophie musculaire à 2 et 6 semaines, avec une augmentation de la teneur en graisse à des moments ultérieurs (moins de 5 % de graisse à 2 semaines contre plus de 10 % de graisse à 6 semaines), ce qui correspond au processus pathologique observé dans les déchirures RC humaines11. Dans cette étude, une déchirure RC massive a été créée par la section de l’unité muscle-tendon SSC chez des lapins mâles et femelles pendant 4 semaines, ce qui a entraîné une FD musculaire SSC (36,5% de teneur en graisse). Ainsi, un délai de 4 semaines est approprié pour générer la FD musculaire SSC chez les lapins blancs mâles et femelles de Nouvelle-Zélande.
Il existe plusieurs limites à cette étude. Il s’agit notamment : (i) des étapes associées à la génération de modèles animaux, telles qu’un délai relativement court et des matériaux potentiellement inflammatoires (tubes de penrose à base de silicone) pour la génération de lésions chroniques ; (ii) la caractérisation et l’analyse de modèles animaux, telles que l’absence d’analyse de la marche et d’électromyographie pour évaluer la cinématique articulaire et la génération de la force contractile musculaire ; et (iii) la comparaison de modèles animaux, comme l’absence de comparaison avec d’autres sites de blessures RC.
En termes de génération de modèles, les lésions RC humaines impliquent généralement une atrophie progressive et une DF qui peuvent survenir sur une période de plusieurs années, ce qui est relativement plus long que le délai de 4 semaines rapporté ici. Ceci est considéré comme acceptable, car un modèle animal qui génère environ 36,5 % de graisse intramusculaire dans un laps de temps relativement court sera pratique sur le plan logistique et pourra être prolongé si nécessaire. De plus, la biocompatibilité des implants à base de silicone, tels que les tubes de penrose, a été une source de controverse de longue date en raison de rapports de réponse immunitaire cellulaire et d’inflammation47 ; par conséquent, un autre matériau inerte, tel que le polyéthylène glycol (PEG), peut être substitué à l’enveloppement du tendon réséqué si l’on poursuit des études RC associées à l’inflammation.
En ce qui concerne la caractérisation et l’analyse des modèles animaux, l’absence d’analyse de la démarche49 et d’études électromyographiques50 peut limiter les résultats de l’étude à des données histologiques qualitatives. Ces aspects pourraient être abordés dans de futures études en utilisant l’analyse du mouvement vidéo51 et l’électromyographie de surface50 pour générer des données quantitatives sur la cinématique de l’épaule et les performances des muscles RC.
En termes de comparaison de modèles, étant donné que les tendons SSP et infra-épineux chez les lapins ont également été largement utilisés pour les études RC, la comparaison de la gravité des blessures, y compris la DF entre ces différents sites de blessures à l’avenir, permettra d’identifier d’autres sites pour l’optimisation du modèle.
En résumé, cette étude a mis au point un protocole pour modéliser les lésions chroniques de type RC chez les lapins mâles et femelles. Ce modèle est pratique pour les investigateurs en raison de sa simplicité (transection) et de sa période relativement courte pour induire une chronicité (4 semaines) tout en générant un degré élevé (36,5 %) de DF intramusculaire. En tant que tel, ce protocole devrait aider les chercheurs dans l’étude de la physiopathologie RC, ainsi que faciliter le développement de nouvelles thérapies pour la réparation et la régénération des muscles et des tendons.

Les déchirures chroniques de la coiffe des rotateurs (RC) sont caractérisées par des changements dégénératifs de la musculature et des tendons, y compris l’atrophie des muscles, l’accumulation de tissu adipeux et la fibrose, qui peuvent compromettre le résultat de la réparation de la RC et finalement causer des douleurs et des dysfonctionnements de l’épaule 1,2,3,4,5 . Pour mieux comprendre la pathogenèse de la déchirure RC et améliorer les résultats chirurgicaux, il est crucial de développer des modèles animaux appropriés qui peuvent imiter certains aspects de l’anatomie et de la physiopathologie de la RC humaine. Plus précisément, les modèles de blessures RC doivent répondre aux critères suivants : (i) absence de cicatrisation spontanée après une blessure ; (ii) présentent une présence significative de fibrose, d’atrophie musculaire et d’accumulation de tissu adipeux ; et (iii) être d’une taille suffisante pour permettre le rapprochement des techniques chirurgicales utilisées chez l’homme6.
Dans ce contexte, le muscle sous-scapulaire du lapin (SSC) peut être utilisé comme modèle animal précis et fiable pour l’étude de la physiopathologie RC, compte tenu de son anatomie unique, de sa réponse physiopathologique et de ses propriétés biomécaniques7. En effet, l’anatomie de la RC SSC du lapin est similaire à celle du supra-épineux humain (SSP) RC, qui est l’unité muscle-tendon la plus souvent associée à une lésion résultant d’une surutilisation 8,9. Plus précisément, le complexe tendineux SSC du lapin passe à travers un tunnel osseux et sous le muscle coraco-brachial, ce qui est analogue à la situation chez l’homme où le complexe tendineux SSP passe à travers le tunnel osseux sous-acromial et sous le ligament coraco-acromial7. Cette similitude anatomique se traduit par des mouvements musculo-squelettiques similaires à ceux de la SSP humaine, dans lesquels le tendon se déplace sous l’acromion lors de l’élévation et de l’abduction de l’humérus 7,10.
De plus, des changements pathohistologiques, similaires aux déchirures RC humaines11, ont été observés chez le lapin après une déchirure SSC. Plus précisément, le ventre musculaire subit une DF sévère, avec une perte importante de masse musculaire, une diminution de la section transversale des fibres musculaires et une augmentation de l’adiposité. De plus, Otarodifard et al. ont évalué les caractéristiques biomécaniques de la SSC du lapin après (1) des techniques de réparation RC à une rangée, (2) à double rangée et (3) à transosseuse, et ont constaté que les caractéristiques biomécaniques initiales de ces réparations étaient similaires aux réparations de la RC SSP humaines effectuées dans des spécimens cadavériques12. En tant que tel, la similitude anatomique, physiologique et biomécanique de la SSC du lapin avec la SSP humaine la rend utile pour modéliser les blessures RC.
Bien que de nombreuses espèces d’animaux, y compris les rats, les souris, les chiens et les moutons, aient été utilisées dans l’étude de la maladie RC et de la réparation 6,13,14,15, le degré de chronicité des blessures est une considération clé. En effet, les déchirures RC peuvent être asymptomatiques et peuvent souvent être diagnostiquées beaucoup plus tard lorsque la déchirure s’est élargie et est devenue chronique, le tendon et le muscle présentant une dégénérescence sévère16,17,18. Cependant, la plupart des modèles de réparation RC utilisent des modèles de blessures aiguës, dans lesquels le tendon sain est sectionné, puis immédiatement réparé 19,20,21,22. Cela se produit en grande partie pour des raisons d’opportunité logistique et de facilité technique, ce qui fait que peu d’études examinent la physiopathologie de la RC dans un contexte de type chronique. De plus, plusieurs modèles animaux peuvent posséder des attributs qui entravent leur utilisation pour les études de RC chronique.
Par exemple, bien que le rat ait été largement utilisé pour modéliser la déchirure et l’intervention RC, l’absence d’accumulation adipeuse significative à la suite d’une blessure contraste avec la condition humaine, et sa petite taille rend les procédures chirurgicales répétées difficiles23. De plus, bien que Gerber et al. aient utilisé l’infra-épineux du mouton pour étudier l’atrophie musculaire et la DF après une déchirure RC chronique24, il existe une certaine dissemblance anatomique entre l’infra-épineux du mouton et le SSP humain, ainsi que de nombreux défis logistiques pour l’étude et l’hébergement d’un modèle animal aussi grand. De plus, Gerber et al. ont développé un modèle de lésion RC retardée chez le mouton en relâchant la tête superficielle du muscle et du tendon infra-épineux pour imiter les caractéristiques d’une déchirure RC chronique, puis ont évalué l’efficacité de différentes techniques de réparation sur le tendon à 4 à 6 semaines. Malheureusement, ce modèle de mouton chronique présentait une limite, en ce sens que l’extrémité du tendon libéré devenait impossible à distinguer du tissu cicatriciel lors de la deuxième intervention chirurgicale25.
Coleman et al. ont également mis au point un modèle de déchirure RC chronique chez le mouton en recouvrant l’extrémité du tendon transecté d’une membrane synthétique au moment de la chirurgie initiale, ce qui a permis la diffusion des nutriments et a efficacement minimisé la formation de tissu cicatriciel autour du tissu blessé, tout en améliorant la discrimination entre le tendon et le tissu cicatriciel26. Pendant ce temps, Turner et al. ont suggéré qu’une réparation différée devrait être effectuée dans les 4 semaines, car le rattachement direct se produit rarement dans une rétraction massive du tendon27. Ensemble, ces études ont contribué à l’élaboration de protocoles reproductibles et fiables pour l’établissement réussi d’un modèle de lésion RC chronique de type SSC chez le lapin.
Dans ce protocole, un modèle de lésion RC chronique de lapin est établi à 4 semaines, dans lequel les changements pathologiques liés à la fibrose et à l’atrophie musculaire médiée par la DF peuvent être étudiés via des évaluations histologiques. En particulier, l’enveloppement de l’extrémité libre de la jonction muscle-tendon à l’aide d’une tubulure de penrose à base de silicone au moment de la chirurgie initiale permet une identification claire des tissus RC lors de la deuxième intervention chirurgicale et, par conséquent, facilite une réparation sûre pour étudier la cicatrisation RC avec et sans augmentation de l’échafaudage. Dans l’ensemble, un modèle de SSC de lapin chronique peut mieux imiter la physiopathologie RC et poser des exigences techniques et logistiques minimales.

<table><tbody><tr><td>Outils chirurgicaux</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Acide polyglycolique (PGA)</td><td>e-Sutures</td><td>GBK884</td><td></td></tr><tr><td>Pince Adson</td><td>dentée Taobao, Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins&nbsp ;</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pince hémostatique</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguilles</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scalpel chirurgical avec poignée</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td>No. 11</td></tr><tr><td>lame Suture (4-0 Nylon)</td><td>Taobao, Chine</td><td>19054</td><td>Les sutures en nylon ou en soie sont acceptables pour la fermeture de la peau. Chaque suture a ses propres avantages et inconvénients et il est conseillé aux utilisateurs d’en choisir une en fonction de leur préférence.</td></tr><tr><td>Accessoires chirurgicaux</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Boules de coton</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gaze</td><td>Taobao, China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Razor</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant chirurgical</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lampe</td><td></td><td></td><td></td>chirurgicale</tr><tr><td>Seringue avec aiguilles</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td>1 mL, 5 mL, 10 mL</td></tr><tr><td>Drugs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>LASEC, CUHK</td><td></td><td>0,12 mg/kg</td></tr><tr><td>Bupivacaïne</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>b5274-5g</td><td>1-2 mg/kg</td></tr><tr><td>Cephalexin</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-487556</td><td>20 mg/kg</td></tr><tr><td>Kétamine&nbsp ;</td><td>LASEC, CUHK</td><td></td><td>35 mg/kg</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodique</td><td>LASEC, CUHK</td><td></td><td>plus de 60 mg/kg</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>LASEC, CUHK</td><td></td><td>5 mg/kg</td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nikon Ni-U Eclipse Upright Microscope</td><td>Nikon Instruments Inc, USA</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>strong>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adobe Photoshop 20.01</td><td>Adobe Inc, États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Autres réactifs&nbsp ; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td>5 %</td></tr><tr><td>Éthanol</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td>70 %</td></tr><tr><td>Acide éthylènediamine tétraacétique (EDTA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>EDS-1KG</td><td>10 %</td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde (PFA)</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>15713</td><td>4 %</td></tr><tr><td>Tube en silicone</td><td>Easy Thru, Chine</td><td></td><td></td>ISO13485</tr><tr><td>Saline</td><td>Taobao, Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td><Réactifs de coloration histologiques></forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Éosine Solution de coloration</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R03040</td> Solution <td>aqueuse</td></tr><tr><td>d’hématoxyline</td> à 5 % Coloration trichrome <td>Sigma-Aldrich</td><td>HHS32</td><td></td></tr>&<tr><td>nbsp ;( Masson)&nbsp ; Kit</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT15</td><td></td></tr></tbody></table>

développement d’un modèle de lésion chronique de la coiffe des rotateurs chez le lapin pour l’étude de la fibrose et de la dégénérescence graisseuse musculaire

Development of a Rabbit Chronic-Like Rotator Cuff Injury Model for Study of Fibrosis and Muscular Fatty Degeneration

La physiopathologie de la coiffe des rotateurs (RC) du lapin peut entraîner des changements progressifs et hautement dégénératifs dans sa musculature et ses tendons associés, ce qui influence négativement les paramètres cliniquement pertinents, tels que la force et la rétraction de l’unité muscle-tendon/myotendineuse, entraînant finalement une perte de la fonction de l’épaule et affectant négativement les résultats de la réparation du RC. Les modèles animaux qui imitent des aspects de l’anatomie et de la physiopathologie de la RC humaine sont cruciaux pour faire progresser la compréhension conceptuelle de la progression des blessures et développer des thérapies efficaces basées sur l’ingénierie tissulaire et la médecine régénérative.
Dans ce contexte, un modèle sous-scapulaire de lapin (SSC) est approprié en raison de (i) sa similitude anatomique avec l’unité os-tendon-muscle supra-épineux humain (SSP), qui est le site RC le plus fréquemment blessé ; (ii) sa similitude physiopathologique avec l’homme en termes de fibrose et de dégénérescence graisseuse musculaire (DF) ; et (iii) sa facilité d’intervention chirurgicale. Par conséquent, l’objectif de cette étude est de décrire les techniques chirurgicales pour induire une lésion RC SSC. En bref, la procédure implique l’isolement de la SSC en identifiant le muscle coracobrachialis suivi d’une section pleine épaisseur à la jonction muscle-tendon et en enveloppant l’extrémité libre de la jonction muscle-tendon avec une tubulure de penrose à base de silicone pour empêcher le rattachement spontané. Des évaluations histologiques sont effectuées pour surveiller la progression de la DF musculaire à 4 semaines après la chirurgie à l’aide de l’hématoxyline et de l’éosine (H&E) ainsi que de la coloration trichrome de Masson.
La perte de muscle et la DF étaient évidentes 4 semaines après la coupure de la jonction muscle-tendon SSC, similaires aux conditions physiopathologiques RC humaines. Ce protocole démontre les étapes à suivre pour établir avec succès un modèle de lésion RC chronique de type SSC chez le lapin, qui peut servir d’outil puissant pour étudier les changements musculaires squelettiques associés à la physiopathologie RC et aider au développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les déchirures RC chroniques.

Afin d’évaluer la chronicité de la pathologie RC à la suite de la coupure d’unités muscle-tendon SSC, la morphologie tissulaire globale et les changements cellulaires ont été caractérisés par une évaluation macroscopique et une analyse histologique (coloration trichrome de H&amp;E et de Masson, respectivement), à 4 semaines après la lésion (Figure 2, Figure 3 et Figure 4 ). Des images représentatives de la morphologie macroscopique des tissus ont montré l’apparition d’un tissu adipeux blanc dans les muscles SSC lésés, ce qui était absent dans le groupe témoin (Figure 2). La coloration H&amp;E a confirmé la perte de cellularité et d’organisation musculaire, qui a été remplacée par un grand nombre d’adipocytes (espaces vides entourés de minces bords de cytoplasme contenant des noyaux comprimés) dans les muscles SSC lésés par rapport au groupe témoin (Figure 3A).
L’évaluation semi-quantitative des images H&amp;E a montré un degré élevé d’adipocytes intramusculaires présents dans les muscles SSC lésés (36,5 % ± 8,5 %) par rapport au groupe témoin (0,69 % ± 0,18 %) (Figure 3B). La coloration trichrome de Masson a également confirmé l’atrophie musculaire et la désorganisation des arrangements de fibres de collagène dans les muscles SSC lésés par rapport au groupe témoin (Figure 4A). L’évaluation semi-quantitative des images trichromes de Masson a montré une réduction de la cellularité musculaire pour les muscles SSC lésés (41,3 % ± 2,6 %) par rapport au groupe témoin (99,2 % ± 0,16 %) (Figure 4B). Bien qu’une évaluation semi-quantitative plus poussée n’ait pas montré de différence significative pour la formation de tissu fibrotique entre les muscles SSC blessés (22,3 % ± 13,1 %) et le groupe témoin (0,07 % ± 0,05 %), un degré élevé de fibrose a été observé dans les muscles SSC lésés (Figure 4C). Ensemble, la morphologie des tissus macroscopiques et l’analyse histologique ont montré que le muscle-tendon SSC du lapin blessé présentait une atrophie musculaire sévère, une accumulation de graisse et une fibrose, qui sont des caractéristiques connues de la physiopathologie chronique de la RC.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64828/64828fig01.jpg"> Figure 1 : Intervention chirurgicale pour un modèle de lésion musculaire et tendineuse chronique de type SSC. (A) Une fenêtre chirurgicale a été créée et des repères anatomiques tels que l’humérus, la tête humérale et la clavicule ont été identifiés par palpation. (B) Une incision cutanée de 3,0 cm a été pratiquée en dessous de la clavicule. (C) Le muscle coraco-brachial a été fendu pour exposer le muscle SSC. (D) L’unité musculo-tendineuse de la SSC a été isolée. (E) Un drain de penrose à base de silicone a été utilisé pour envelopper le tissu musculo-tendineux SSC. (F) Le muscle-tendon SSC a été transecté. (G) Le muscle coracobrachial a été réapproximé à l’aide de sutures PGA. (H) L’incision cutanée a été fermée à l’aide de sutures en nylon. (I) Après l’opération, les lapins ont reçu un collier souple à porter. Abréviations : SSC = sous-scapulaire ; PGA = acide polyglycolique. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64828/64828fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64828/64828fig02.jpg"> Figure 2 : Morphologie macroscopique des muscles SSC représentatifs. Les flèches noires représentent les tissus adipeux blancs. Abréviation : SSC = sous-scapulaire. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64828/64828fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64828/64828fig03.jpg"> Figure 3 : Analyse histologique d’un modèle de lésion RC chronique à 4 semaines. (A) Des images histologiques représentatives colorées à l’H&amp;E ont montré des fibres musculaires atrophiques et une accumulation d’adipocytes. (B) Quantification du pourcentage d’accumulation de graisse musculaire blessée. n = 3 lapins. Les barres d’erreur indiquent le MEB. *, statistiquement significatif (p≤ 0,05). Barres d’échelle = 5 000 μm (A, colonne de gauche), 600 μm (A, colonne de droite). Abréviations : SSC = sous-scapulaire ; RC = coiffe des rotateurs ; H&amp;E = hématoxyline et éosine. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64828/64828fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64828/64828fig04.jpg"> Figure 4 : Analyse histologique d’un modèle de lésion RC chronique à 4 semaines. (A) Les images de Masson colorées au trichrome montraient une fibrose importante. Le tissu conjonctif fibreux est coloré en bleu. (B) Quantification de la proportion de tissu musculaire et (C) fibreux. n = 3 lapins. Les barres d’erreur indiquent le SEM. *, statistiquement significatif (p≤ 0,05). Barres d’échelle = 5 000 μm (A, colonne de gauche), 200 μm (A, colonne de droite). Abréviations : SSC = sous-scapulaire ; RC = coiffe des rotateurs. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64828/64828fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Cette étude détaille les procédures permettant d’établir une lésion chronique de la coiffe des rotateurs (RC) de lapin. Plus précisément, la lésion est créée dans l’unité muscle-tendon/myotendineuse sous-scapulaire (SSC) pour imiter l’anatomie et la physiopathologie de la RC humaine, y compris la dégénérescence graisseuse musculaire sévère (DF). Ce protocole peut être appliqué à l’étude des lésions RC et à l’évaluation des thérapies régénératives.

Développement d’un modèle de lésion chronique de la coiffe des rotateurs chez le lapin pour l’étude de la fibrose et de la dégénérescence graisseuse musculaire

Rabbit rotator cuff (RC) pathophysiology can lead to progressive and highly degenerative changes in its associated musculature and tendons, which ...

Ce protocole démontre une technique chirurgicale complexe pour induire une lésion chronique de la coiffe des rotateurs chez le lapin, et est utile pour étudier la pathogenèse de la coiffe des rotateurs et développer des thérapies régénératives. Les lapins sont des modèles animaux de taille moyenne à grande qui sont faciles à loger sur le plan logistique, manipulés chirurgicalement et présentent des niveaux élevés de dégénérescence graisseuse du muscle de la coiffe des rotateurs lorsqu’ils sont blessés, comme les humains. Le modèle de lésion sous-scapulaire présenté ici est anatomiquement analogue au complexe musculaire tendineux osseux sus-épineux, l’une des unités de la coiffe des rotateurs les plus fréquemment blessées.Pour commencer, préparez la fenêtre chirurgicale en rasant le site d’incision prévu d’un lapin anesthésié. À l’aide de cotons-tiges, nettoyez la zone avec trois applications alternées de bétadine et d’alcool à 70 % en mouvements circulaires. Administrer 20 milligrammes par kilogramme de céphalexine par voie intramusculaire comme agent anti-infectieux prophylactique.Faites une incision cutanée de trois à quatre centimètres inférieure à la clavicule, divisez l’intervalle delto-pectoral à l’aide d’un ciseau et rétractez-vous pour accéder à l’épaule. Pour localiser l’unité tendineuse du muscle sous-scapulaire, identifiez d’abord le muscle coracobrachial. Identifiez ensuite le tendon sous-scapulaire et insérez une pince à angle droit pour exposer l’ensemble du tendon lors de son insertion sur la tubérosité inférieure de l’humérus.Isolez le tendon du muscle sous-scapulaire. Après l’administration d’un analgésique préopératoire localement près du site de la transection, enveloppez l’unité du tendon du muscle sous-scapulaire dans une tubulure de penrose à base de silicone pour éviter toute fixation indésirable aux tissus environnants et faciliter la récupération ultérieure des tissus. Pour induire une blessure, créez une section pleine épaisseur à la jonction du tendon musculaire à l’aide d’un scalpel chirurgical numéro 11.Si nécessaire, arrêtez le saignement en appliquant une pression avec un morceau de gaze et utilisez une solution saline pour irriguer la plaie au besoin. Pour fermer la plaie, utilisez une suture à l’acide polyglycolique 4-0 pour rapprocher le tissu musculaire deltoïde et une suture 4-0 en nylon ou en soie pour fermer la plaie cutanée, suivie d’un nettoyage de la plaie. Administrer 0,03 milligramme par kilogramme de buprénorphine par voie sous-cutanée comme analgésique une fois immédiatement après la chirurgie et deux fois par jour pendant les 48 heures suivantes.L’analyse histologique du modèle de lésion chronique de la coiffe des rotateurs à quatre semaines est présentée dans cette figure. La coloration H&E a confirmé la perte de cellularité et d’organisation musculaire, qui a été remplacée par un grand nombre d’adipocytes dans les muscles sous-scapulaires lésés par rapport au groupe témoin. La quantification du pourcentage d’accumulation de graisse musculaire lésée est présentée dans cette figure.La coloration trichrome de Masson a également confirmé l’atrophie musculaire et la désorganisation des arrangements de fibres de collagène dans les muscles sous-scapulaires blessés par rapport au groupe témoin. La quantification de la proportion de tissu musculaire et fibreux est illustrée sur cette figure. L’évaluation a montré une réduction de la cellularité musculaire pour les muscles sous-scapulaires lésés par rapport au groupe témoin.Un degré élevé de fibrose a également été observé dans les muscles sous-scapulaires lésés. L’identification du tendon sous-scapulaire et l’enveloppement de l’unité tendineuse du muscle sous-scapulaire dans une tubulure de penrose sont les étapes les plus importantes de cette procédure. À la suite de cette procédure, une intervention thérapeutique peut être appliquée.Dans ce cas, les analyses décrites ici, ainsi que des analyses supplémentaires de la myographie ou de la démarche, peuvent être utilisées pour évaluer les résultats de l’intervention. Cette technique est cruciale pour aider les chercheurs dans l’étude de la physiopathologie de la coiffe des rotateurs, ainsi que pour faciliter le développement de nouvelles thérapies pour la réparation et la régénération des tendons musculaires.

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