Name: Modèle post-résection de rechute de glioblastome pour les examens thérapeutiques de l’hydrogel (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-24T14:50:00.000+00:00
Duration: 4 min 46 s
Description: Découvrez un modèle de rechute de glioblastome post-résection pour évaluer l'efficacité thérapeutique d'un hydrogel injectable in vivo. Cette méthode permet d'étudier la récidive tumorale et les traitements locaux.

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Ce travail a été soutenu par des subventions de projet de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82071767 et 82171781).

Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées et supervisées par le Comité d’examen institutionnel et le Comité d’éthique animale de l’Université médicale de Nanjing (IACUC-1904004). Des souris femelles C57BL/6J, âgées de 6 à 8 semaines, ont été utilisées pour la présente étude. Les animaux ont été obtenus d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux).
1. Préparation des animaux
<ol><li>Peser les souris et les anesthésier avec une injection intrapéritonéale de 50 mg/kg de pentobarbital sodique (voir le tableau des matières). Administrer du méloxicam (5 mg/kg; i.p.) pour l’analgésie périopératoire. Hébergez les souris dans une cage sous un cycle lumière/obscurité de 12 h/12 h, une température ambiante de 24 °C et une humidité relative de 50 %. NOTE: Pour la présente étude, le poids initial des souris était d’environ 22 g.</li>
	<li>Enlevez les poils sur la tête d’une souris à l’aide d’un rasoir pour animaux de laboratoire et fixez la tête et les membres sur l’appareil stéréotaxique (voir le tableau des matériaux). REMARQUE : Stérilisez tout l’équipement avant utilisation.</li>
	<li>Désinfectez la tête de la souris avec au moins trois cycles alternés de gommage à la chlorhexidine ou à la povidone iodée suivie d’alcool, et couvrez la souris d’un champ chirurgical stérile. Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux pour éviter le dessèchement.</li>
	<li>Coupez le cuir chevelu de la souris à environ 1 cm le long de la ligne médiane sur le dessus du front droit avec des ciseaux ophtalmiques. NOTE: Confirmer le plan chirurgical de l’anesthésie par l’absence de réflexe de pédale avant de faire l’incision.</li>
	<li>Réglez l’appareil stéréotaxique pour vous assurer que la couture à chevrons et le point de fontanelle avant sont situés au même niveau.</li>
</ol>2. Construction du modèle orthotopique de GBM intracrânien
<ol><li>Marquez la pointe de 1 mm à l’avant de la fontanelle avant, de 1,8 mm à droite de la fontanelle avant et de 3 mm vers le bas à partir de la fontanelle avant à l’aide d’un coton-tige trempé dans du violet de gentiane2 (voir le tableau des matières).</li>
	<li>Percez la pointe à l’aide d’une mini-perceuse crânienne de 1 mm de diamètre (voir le tableau des matériaux) pour créer une taille de pores d’environ 1 mm de diamètre et 1 mm de profondeur.</li>
	<li>Retirez le liquide céphalorachidien exsudé à l’aide d’un coton-tige stérile.</li>
	<li>Aspirer 5 μL de suspension de cellules tumorales (GL261-Luci, 5 × 10 5 cellules en suspension dans5 μL de PBS) avec une microseringue. REMARQUE : Le GL261-Luci a été obtenu d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Alignez verticalement l’extrémité de l’aiguille de la microseringue avec le trou de forage du crâne, insérez jusqu’à ce que la pointe de l’aiguille pénètre dans le plan du crâne sur 3 mm et retournez l’aiguille de 0,5 mm7.</li>
	<li>Ouvrez la microseringue et injectez à une vitesse de 1 μL/min.</li>
	<li>Conserver l’aiguille pendant 10 minutes après l’injection.</li>
	<li>Retirez lentement la microseringue et appuyez sur le point d’injection avec une boule de coton sec stérile.</li>
	<li>Suturez le cuir chevelu avec une suture chirurgicale non résorbable (10-0, voir le tableau des matériaux) et désinfectez à nouveau l’incision.</li>
	<li>Surveillez la santé de l’animal et gardez-le au chaud.</li>
	<li>Replacez la souris dans la cage de logement après le réveil de la souris.</li>
	<li>Imagez la souris avec un système d’imagerie bioluminescente in vivo (voir le tableau des matériaux) pour détecter la tumeur transplantée le 10e jour après la transmission de la tumeur. REMARQUE: La luciférase chargée dans les cellules GBM, GL261, a été utilisée pour l’imagerie bioluminescente.<ol><li>Anesthésiez la souris avec de l’isoflurane à 1,5% avec un débit d’oxygène de 0,6 L / min. Après avoir confirmé la profondeur de l’anesthésie par l’absence de réflexe de pédale, injecter la fluorescéine de potassium à la souris par voie intrapéritonéale (10 mg/mL, voir le tableau des matériaux) et, 11 s plus tard, effectuer l’imagerie bioluminescente in vivo . Lorsque la valeur de fluorescence atteint ~5 × 105, la procédure réussit. REMARQUE : Anesthésiez l’animal avant l’imagerie. Maintenir l’anesthésie par le cône nasal fourni avec de l’isoflurane vaporisé.</li>
	</ol></li>
	<li>Sélectionnez les souris dont la tumeur est réussie pour construire le modèle de rechute post-résection du GBM.</li>
</ol>3. Construction du modèle de rechute post-résection du GBM
<ol><li>Lorsque la taille de la tumeur chez les souris modèles de GBM intracrâniennes orthotopiques devient ~6,5 × 105, sélectionnez les souris pour le modèle de rechute postopératoire.</li>
	<li>Peser les souris modèles orthotopiques intracrâniennes GBM et anesthésier les souris avec une injection intrapéritonéale de 50 mg/kg de pentobarbital sodique. Administrer du méloxicam (5 mg/kg; i.p.) pour l’analgésie périopératoire.</li>
	<li>Répétez le processus des étapes 1.2 à 1.5.</li>
	<li>Séparez le tissu du cuir chevelu et le crâne, et vérifiez le trou de forage utilisé pour construire le modèle de GBM intracrânien orthotopique. Si le trou est guéri, identifiez-le à l’aide d’un appareil stéréotaxique et suivez la procédure mentionnée aux étapes 2.1 à 2.3.</li>
	<li>Étendre le diamètre du trou à 5 mm avec une perceuse crânienne et retirer le liquide céphalorachidien exsudé avec un coton-tige stérile.</li>
	<li>Focalisez le microscope sur la tête de la souris et ajustez les paramètres pour vous assurer que le trou de forage est situé au centre du champ de vision.</li>
	<li>Coupez les méninges avec des microciseaux et retirez une partie du tissu tumoral avec une micro curette et un micro scalpel au microscope. REMARQUE: En ce qui concerne les méninges, lorsque le crâne est ouvert, la fine membrane proche du tissu cérébral est les méninges.</li>
	<li>Arrêtez le saignement avec de la gaze stérile et lavez l’incision avec une solution saline physiologique stérile.</li>
	<li>Injecter l’hydrogel disponible dans le commerce (10 μL, voir le tableau des matériaux) dans la cavité de résection à l’aide d’une seringue de 1 mL, suturer le cuir chevelu avec une suture chirurgicale non résorbable (10-0) et désinfecter à nouveau l’incision (Figure 1).</li>
	<li>Surveillez la santé de l’animal et gardez la souris au chaud.</li>
	<li>Replacez la souris dans la cage de logement après le réveil de la souris.</li>
	<li>Réaliser une imagerie bioluminescente in vivo pour détecter la tumeur transplantée 1 jour plus tard afin de quantifier la taille de la tumeur résiduelle (Figure 2 et Figure 3).</li>
	<li>Peser les souris tous les 2 jours jusqu’à l’extrémité terminale. REMARQUE : Pour la présente étude, le critère d’évaluation terminal était le jour 30, et les souris ont été euthanasiées par une surdose de pentobarbital sodique avec une injection intrapéritonéale.</li>
</ol>

<ol><li>Lim, M., Xia, Y., Bettegowda, C., Weller, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+state+of+immunotherapy+for+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Current state of immunotherapy for glioblastoma.</a> Nature Reviews Clinical Oncology. 15 (7), 422-442 (2018).</li>
<li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+targeting+nanoparticles-hydrogel+hybrid+system+for+combined+chemo-immunotherapy+of+glioma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">In situ targeting nanoparticles-hydrogel hybrid system for combined chemo-immunotherapy of glioma.</a> Journal of Controlled Release. 345, 786-797 (2022).</li>
<li>Binder, Z. A., O'Rourke, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glioblastoma%3A+The+current+state+of+biology+and+therapeutic+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Glioblastoma: The current state of biology and therapeutic strategies.</a> Cancer Research. 82 (5), 769-772 (2022).</li>
<li>Kauer, T. M., Figueiredo, J. L., Hingtgen, S., Shah, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Encapsulated+therapeutic+stem+cells+implanted+in+the+tumor+resection+cavity+induce+cell+death+in+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Encapsulated therapeutic stem cells implanted in the tumor resection cavity induce cell death in gliomas.</a> Nature Neuroscience. 15 (2), 197-204 (2011).</li>
<li>Jiang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoparticle+engineered+TRAIL-overexpressing+adipose-derived+stem+cells+target+and+eradicate+glioblastoma+via+intracranial+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Nanoparticle engineered TRAIL-overexpressing adipose-derived stem cells target and eradicate glioblastoma via intracranial delivery.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (48), 13857-13862 (2016).</li>
<li>Quail, D. F., Joyce, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+microenvironmental+landscape+of+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">The microenvironmental landscape of brain tumors.</a> Cancer Cell. 31 (3), 326-341 (2017).</li>
<li>Zhang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunostimulant+hydrogel+for+the+inhibition+of+malignant+glioma+relapse+post-resection%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Nanotechnology%22%5BJournal%5D)">Immunostimulant hydrogel for the inhibition of malignant glioma relapse post-resection.</a> Nature Nanotechnology. 16 (5), 538-548 (2021).</li>
<li>Ruan, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+dual-bioresponsive+drug-delivery+depot+for+combination+of+epigenetic+modulation+and+immune+checkpoint+blockade%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Materials%22%5BJournal%5D)">A dual-bioresponsive drug-delivery depot for combination of epigenetic modulation and immune checkpoint blockade.</a> Advanced Materials. 31 (17), 1806957(2019).</li>
<li>Louveau, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+and+functional+features+of+central+nervous+system+lymphatic+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels.</a> Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).</li>
<li>Sun, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunostimulant+in+situ+hydrogel+improves+synergetic+radioimmunotherapy+of+malignant+glioblastoma+relapse+post-resection%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Functional+Materials%22%5BJournal%5D)">Immunostimulant in situ hydrogel improves synergetic radioimmunotherapy of malignant glioblastoma relapse post-resection.</a> Advanced Functional Materials. 32 (43), 2205038(2022).</li>
<li>Liu, D. K., Sulman, E. P., Wen, P. Y., Kurz, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+therapies+for+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Neurology+and+Neuroscience+Reports%22%5BJournal%5D)">Novel therapies for glioblastoma.</a> Current Neurology and Neuroscience Reports. 20 (7), 19(2020).</li>
<li>Mellinghoff, I. K., Cloughesy, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balancing+risk+and+efficiency+in+drug+development+for+rare+and+challenging+tumors%3A+A+new+paradigm+for+glioma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Balancing risk and efficiency in drug development for rare and challenging tumors: A new paradigm for glioma.</a> Journal of Clinical Oncology. 40 (30), 3510-3519 (2022).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

La chirurgie reste le premier choix pour la plupart des patients atteints de GBM11. En raison de la caractéristique de la croissance invasive du GBM, un petit nombre de cellules tumorales subsistent encore après les techniques micro-neurochirurgicales, entraînant une éventuelle récidive tumorale12. Comment inhiber la récidive du GBM après la chirurgie est devenu le centre de la recherche liée au GBM. Cependant, en raison de la structure anatomique complexe du tissu cérébral, la construction d’un modèle de GBM postopératoire approprié est devenue le principal problème à résoudre dans ce domaine.
Cette étude a développé un modèle de rechute de GBM post-résection. Dans le processus de construction de ce modèle, la construction du modèle orthotopique intracrânien GBM est critique. Une fois ce modèle développé avec succès, la résection doit être effectuée au bon moment. Le temps recommandé est lorsque la valeur de fluorescence de la taille de la tumeur est d’environ 6,5 × 105. Pour réduire la mortalité des souris, une résection sous anesthésie a été réalisée avec 40 mg/kg de pentobarbital sodique à 1% par injection intrapéritonéale. Cependant, la résection était difficile à effectuer et les souris bougeaient souvent en raison de la faible dose d’anesthésique. Sur cette base, la dose de l’anesthésique a été augmentée à 50 mg / kg. Après avoir augmenté la dose anesthésique, les réponses peropératoires des souris ont disparu et la résection a été effectuée avec succès. Le gaz isoflurane peut également être utilisé dans ce protocole.
Dans cette étude, des cellules GL261-Luci ont été utilisées pour développer le modèle; par conséquent, davantage de lignées cellulaires GBM doivent être utilisées pour valider le protocole à l’avenir. Pour rendre le protocole plus convaincant, divers modèles de souris GBM, tels que des modèles de souris GBM génétiquement modifiés, doivent être utilisés. En outre, l’IRM peut être le meilleur moyen de détecter la récurrence des tumeurs après la chirurgie.
En résumé, dans ce travail, un modèle post-résection de rechute du GBM a été développé. Dans ce modèle, la récidive tumorale est surveillée en évaluant la croissance de la tumeur résiduelle après la résection. Bien que ce modèle ne puisse pas être considéré comme imitant complètement la récidive tumorale, le style de résection de ce modèle est similaire à la norme de chirurgie maximale sûre dans le traitement clinique des patients atteints de GBM. Ce travail fournit une méthode pratique et réalisable pour construire le modèle de rechute de GBM post-résection et représente une avancée dans le domaine de la recherche sur la rechute de GBM post-résection.

Le glioblastome (GBM) est la tumeur maligne la plus fréquente parmi tous les cancers du système nerveux central 1,2. La chirurgie est le traitement de première intention pour les patients atteints de GBM, et la chimioradiothérapie est le principal traitement adjuvant après la chirurgie. Cependant, la récidive tumorale se développe souvent dans les 3 à 6 mois chez la plupart des patients atteints de GBM avec divers traitements 3,4,5. Par conséquent, il est urgent de développer des stratégies de traitement plus efficaces pour prévenir la récidive du GBM.
Les études récentes sur le GBM se sont principalement concentrées sur les tumeurs primaires plutôt que sur les tumeurs récurrentes6. Cependant, le problème le plus courant qui doit être résolu en clinique est de savoir comment inhiber la récidive du GBM après la chirurgie. Par conséquent, la recherche sur la récidive du GBM après la chirurgie nécessite plus d’attention. Les hydrogels thérapeutiques biosensibles sont le vecteur le plus couramment utilisé dans les études sur la récidive tumorale après chirurgie 7,8. Cependant, en raison de la structure particulière du système nerveux central, il est difficile de développerun modèle 9 approprié de rechute de GBM post-résection, ce qui est essentiel pour l’étude de la récidive du GBM.
Cette étude a généré un modèle amélioré de rechute de GBM post-résection basé sur le modèle orthotopique intracrânien GBM utilisé dans la recherche sur le GBM primaire. Dans ce modèle, la plupart des tumeurs sont enlevées par chirurgie par microscopie, et la tumeur résiduelle est détectée par imagerie bioluminescente in vivo et coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H & E). Ce modèle imite l’état de résection des patients atteints de tumeurs cérébrales et peut être utilisé dans diverses études sur la rechute du GBM.

<table><tbody><tr><td>Violet gentiane</td><td>Sigma</td><td>C6158</td><td></td></tr><tr><td>GL261-Luci</td><td>Shanghai Zhong Qiao Xin Zhou Biotechnology Co., Ltd.</td><td>ZQ0932</td><td></td></tr><tr><td>Système d’imagerie bioluminescente in vivo</td><td>Tanon</td><td>Tanon ABL X6</td><td></td></tr><tr><td>Rasoir pour animaux de laboratoire</td><td>Beyotime Biotechnology</td><td>FS600</td><td></td></tr><tr><td>Souris</td><td>Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro curette</td><td>Belevor Medical Co.,Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro scalpel</td><td>Belevor Medical Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Shanghai Xiangfan Instrument Co., Ltd</td><td>JSZ5A/B</td><td></td></tr><tr><td>Microseringue</td><td>Hamilton</td><td>87943</td><td></td></tr><tr><td>Mini foret crânien</td><td>RWD</td><td>78001</td><td></td></tr><tr><td>Suture chirurgicale non résorbable</td><td>Shanghai Yuyan Instruments Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodique</td><td>ChemSrc</td><td>57-33-0</td><td></td></tr><tr><td>PVA-TSPBA hydrogel&nbsp ;</td><td>Aladdin</td><td>9002-89-5</td><td></td></tr><tr><td>Appareil stéréotaxique</td><td>RWD</td><td>68043</td><td></td></tr></tbody></table>

modèle post-résection de rechute de glioblastome pour les examens thérapeutiques de l’hydrogel

Glioblastoma Relapse Post-Resection Model for Therapeutic Hydrogel Investigations

La récidive tumorale est un facteur important indiquant un mauvais pronostic dans le glioblastome (GBM). De nombreuses études tentent d’identifier des stratégies thérapeutiques efficaces pour prévenir la récidive du GBM après la chirurgie. Les hydrogels thérapeutiques biosensibles capables de soutenir les médicaments libérés localement sont fréquemment utilisés pour le traitement local du GBM après la chirurgie. Cependant, la recherche est limitée en raison de l’absence d’un modèle approprié de rechute de GBM après la résection. Ici, un modèle post-résection de rechute du GBM a été développé et appliqué dans les études d’hydrogel thérapeutique. Ce modèle a été construit sur la base du modèle orthotopique intracrânien GBM, qui est largement utilisé dans les études sur le GBM. Une résection subtotale a été réalisée sur la souris modèle orthotopique intracrânienne GBM pour imiter le traitement clinique. La tumeur résiduelle a été utilisée pour indiquer la taille de la croissance tumorale. Ce modèle est facile à construire, peut mieux imiter la situation de la résection chirurgicale du GBM et peut être appliqué dans diverses études sur le traitement local de la rechute du GBM après la résection. Par conséquent, le modèle post-résection de rechute du GBM fournit un modèle unique de récidive du GBM pour des études de traitement local efficaces de la rechute post-résection.

Le processus de construction du modèle post-résection de rechute du GBM est illustré à la figure 1. La cavité de résection après que la tumeur a été partiellement enlevée sous la microscopie est montrée. L’hydrogel a été injecté dans la cavité de résection avec une seringue pour démontrer l’effet thérapeutique. Le calendrier du plan expérimental est illustré à la figure 2A. Après l’implantation des cellules GBM dans le cerveau des souris, la croissance tumorale a été testée par imagerie bioluminescente in vivo le jour 10. La résection a été effectuée le jour 11, et l’hydrogel a ensuite été injecté dans la cavité de résection. Les tests d’imagerie bioluminescente in vivo ont été effectués le jour 15, le jour 20, le jour 25 et le jour 30 pour surveiller la croissance tumorale résiduelle. Comme le montre la figure 2B,C, la taille des tumeurs dans le modèle post-résection de rechute du GBM était significativement plus petite que celle du modèle orthotopique intracrânien GBM, comme le montrent les tests d’imagerie bioluminescente in vivo. Au jour 25, les tumeurs ont récidivé de manière significative après la résection (Figure 2D). La coloration H&amp;E a confirmé que le modèle post-résection de rechute du GBM a été construit avec succès et que les tumeurs résiduelles ont récidivé de manière significative après la résection (Figure 3A,B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65026/65026fig01.jpg"> Ill. 1 : Vue peropératoire de la résection tumorale et injection de l’hydrogel. Une partie du tissu tumoral a été retirée avec une micro curette et un micro scalpel au microscope, et de l’hydrogel a été injecté dans la cavité de résection. Barres d’échelle : 50 μm. Cette figure a été modifiée à partir de Sun et al.10. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65026/65026fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65026/65026fig02.jpg"> Figure 2 : Calendrier de la conception expérimentale et de l’imagerie bioluminescente in vivo de souris dans le modèle GBM intracrânien et post-résection. (A) Le calendrier de la conception expérimentale montrant que la résection a été effectuée le jour 11 et que l’imagerie bioluminescente in vivo (IV) a été effectuée le jour 10, le jour 15, le jour 20, le jour 25 et le jour 30. (B) Les souris modèles GBM intracrâniennes ont montré une grande taille de tumeur au jour 10, (C) la taille de la tumeur a été significativement réduite après la résection le jour 11, et (D) la taille de la tumeur a augmenté après la résection le jour 25 dans le modèle GBM post-résection. Le groupe témoin comprenait les souris modèles post-résection de rechute du GBM sans traitement. Au total, 42 souris ont été utilisées dans cette étude. Barres d’échelle : 100 μm. Cette figure a été modifiée à partir de Sun et al.10. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65026/65026fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65026/65026fig03.jpg"> Figure 3 : Image de coloration H&amp;E du tissu cérébral à partir du modèle GBM post-résection. (A) Une image de coloration H &amp; E montrant la cavité de résection, la tumeur résiduelle et le tissu cérébral normal. Le tissu cérébral a été prélevé 1 jour après la résection. (B) Une image de coloration H &amp; E montrant la tumeur récurrente et le tissu cérébral normal. Le tissu cérébral a été prélevé le jour 12 après la résection. Barres d’échelle : 100 μm. Cette figure a été modifiée à partir de Sun et al.10. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65026/65026fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Le présent protocole établit un modèle post-résection de rechute de glioblastome (GBM) utilisant la microscopie pour étudier l’effet thérapeutique d’un hydrogel injectable et biosensible in vivo.

Modèle post-résection de rechute de glioblastome pour les examens thérapeutiques de l’hydrogel

Tumor recurrence is an important factor indicative of a poor prognosis in glioblastoma (GBM). Many studies are attempting to identify effective ...

La récidive tumorale est une cause majeure d’échec du régime de la résection chirurgicale du GBM. Notre protocole fournit un modèle unique de récidive du GBM pour des études de traitement local efficaces de la rechute, post-recherche. Cette technique fournit une méthode pratique et réalisable pour construire le modèle de rechute de GBM post-résection, et peut être utilisée dans diverses études sur la rechute de GBM.Commencez par préparer l’animal. Coupez le cuir chevelu de la souris d’environ un centimètre le long de la ligne médiane sur le front droit avec des ciseaux ophtalmiques. Réglez l’appareil stéréotaxique pour vous assurer que la couture à chevrons et la pointe de fontanelle avant sont situées au même niveau.À l’aide d’un coton-tige trempé dans du violet génie, marquez un point à un millimètre à l’avant, à 1,8 millimètre à droite et à trois millimètres de la fontanelle avant. Percez le point à l’aide d’une mini-perceuse crânienne d’un millimètre de diamètre. Créez un pore d’environ un millimètre de diamètre et un millimètre de profondeur.Retirez le liquide céphalo-rachidien exsudé à l’aide d’un coton-tige stérile. Ensuite, aspirez cinq microlitres de suspension de cellules tumorales avec une microseringue. Alignez verticalement la pointe de l’aiguille de la microseringue avec le trou de forage du crâne et insérez jusqu’à ce que la pointe de l’aiguille pénètre dans le plan du crâne sur trois millimètres.Ensuite, rétractez l’aiguille de 0,5 millimètre. Ouvrez la microseringue et injectez la solution à une vitesse d’un microlitre par minute. Conserver l’aiguille pendant 10 minutes après l’injection.Ensuite, retirez lentement la microseringue et appuyez sur le point d’injection avec une boule de coton stérile et sèche. Suturer le cuir chevelu avec une suture chirurgicale 10-0 non résorbable et désinfecter l’incision. Surveillez la santé de l’animal et gardez-le au chaud.Une fois la souris réveillée, replacez-la dans la cage du logement. 10 jours après le port de la tumeur, détecter la tumeur transplantée. Pour cela, injectez la souris par voie intrapéritonéale avec de la fluorescéine de potassium, et 11 secondes plus tard, imagez la souris avec un système d’imagerie bioluminescente in vivo.Séparez le tissu du cuir chevelu et le crâne et vérifiez le trou de forage utilisé pour construire le modèle orthotopique intracrânien GBM. Si le trou a guéri, identifiez-le à l’aide d’un appareil stéréotaxique et percez-le comme indiqué précédemment. Étendez le diamètre total à cinq millimètres avec une perceuse crânienne et retirez le liquide céphalo-rachidien exsudé avec un coton-tige stérile.Focalisez le microscope sur la tête de la souris et ajustez les réglages pour vous assurer que le trou de forage est situé au centre du champ de vision. Couper les méninges avec des microciseaux. Ensuite, retirez une partie du tissu tumoral avec une microcurette et un microscalpel au microscope.Arrêtez le saignement avec de la gaze stérile et lavez l’injection avec une solution saline physiologique stérile. À l’aide d’une seringue d’un millilitre, injecter 10 microlitres de l’hydrogel disponible dans le commerce dans la cavité de résection. En utilisant ce protocole, les cellules GBM ont été implantées dans le cerveau des souris et la croissance tumorale a été testée par imagerie bioluminescente in vivo le jour 10.La résection et l’injection d’hydrogel ont été effectuées le jour 11. La taille des tumeurs dans le modèle post-résection de rechute du GBM était significativement plus petite que celle du modèle de GBM intracrânien orthotopique. La surveillance de la croissance tumorale résiduelle au jour 25 a montré la récurrence des tumeurs.La coloration H & E a confirmé que le modèle de rechute de GBM post-résection a été construit avec succès et que les tumeurs résiduelles ont récidivé de manière significative après la résection. La chose la plus importante à retenir dans cette procédure est de couper les méninges et de retirer une partie du tissu tumoral au microscope.

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Cette vidéo montre comment les gliomasphères, dérivées de tumeurs cérébrales, sont séparées en cellules uniques et encapsulées dans un hydrogel à base d’acide hyaluronique. Ce processus favorise les interactions cellule-cellule, formant un modèle structuré et tridimensionnel de glioblastome.

Un hydrogel à base d’acide hyaluronique pour la culture en 3 dimensions de cellules de glioblastome

Protocole pour la propagation des spécimens chirurgicaux à haute teneur dissociés de gliome dans le milieu sans sérum de neurosphère pour sélectionner pour des cellules avec le phénotype de cellules souches cancéreuses. Pour les spécimens qui ne se développent pas en tant que neurosphères, un protocole alternatif est suggéré. Une technique de incorporation de paraffine pour maintenir l’architecture 3D de neurosphère pour immunocytochemistry est décrite.

Optimisation de la culture cellulaire de gliome de haut grade à partir d’échantillons chirurgicaux pour une utilisation dans des modèles animaux cliniquement pertinents et l’immunochimie 3D

Nous avons établi un modèle de glioblastome orthotopique corticale chez la souris pour intravitale microscopie à deux photons qui récapitule les contraintes biophysiques normalement en jeu au cours de la croissance de la tumeur. Une fenêtre en verre chronique remplaçant le crâne au-dessus de la tumeur permet le suivi de la progression de la tumeur au cours du temps par microscopie à deux photons.

Un modèle de souris orthotopique glioblastome maintien contraintes physiques et parenchyme cérébral Convient pour intravitale deux microscopie biphotonique

Recherche de tumeur thérapeutiques cellules souches mésenchymateuses (CSM) semblent prometteuses comme traitement pour le glioblastome envahissante. Optimale transplantation implique livraison de MSCs dans la cavité de résection de tumeur sur les échafaudages. Ici, précliniques techniques d’étude MSC traitement du glioblastome figurent notamment : la résection de tumeur guidée par l’image ; implantation de graines MSC échafaudages ; et suivi un traitement postopératoire.

Guidée par l’image de la résection du glioblastome et Implantation intracrânienne d’échafaudages de graines cellules souches thérapeutiques

Nous présentons ici un protocole pour la culture de cellules de glioblastome dérivé de patient dans les biomatériaux orthogonalement accordable conçu pour imiter la matrice de cerveau en trois dimensions. Cette approche fournit une in vitro, une plate-forme expérimentale qui conserve plusieurs caractéristiques de in vivo glioblastoma cellules généralement perdus dans la culture.

L’acide hyaluronique basée Hydrogels pour 3-Dimensional Culture de cellules de glioblastome dérivé de Patient

Ce travail décrit le développement d’électrodes interdigitées flexibles pour la mise en œuvre dans des modèles 3D de tumeurs cérébrales, à savoir la culture in vitro , le modèle in ovo et le modèle murin in vivo . La méthode proposée peut être utilisée pour évaluer les effets des champs électriques pulsés sur les tumeurs à différents niveaux de complexité.

Dispositifs électroniques organiques flexibles pour la thérapie par champs électriques pulsés du glioblastome

Le présent protocole décrit une plate-forme expérimentale pour évaluer les effets des signaux mécaniques et biochimiques sur les réponses chimiothérapeutiques des cellules de glioblastome dérivées de patients dans des cultures mimétiques matricielles 3D à l’aide d’un dispositif d’éclairage UV sur mesure facilitant la photocroision à haut débit d’hydrogels avec des caractéristiques mécaniques accordables.

Les réseaux d’hydrogel permettent d’augmenter le débit pour le dépistage des effets des composants matriciels et des thérapies dans les modèles tumoraux 3D

Ici, nous décrivons un modèle murin orthotopique préclinique pour le GBM, établi par injection intracrânienne de cellules dérivées de tumeurs modèles de souris génétiquement modifiées. Ce modèle présente les caractéristiques de la maladie du GBM humain. Pour les études translationnelles, la tumeur cérébrale de souris est suivie par IRM in vivo et histopathologie.

Modèles orthotopiques translationnels de glioblastome multiforme

Nous présentons ici un protocole qui permet une fabrication rapide, robuste et peu coûteuse de sphéroïdes tumoraux, suivie d’une encapsulation d’hydrogel. Il est largement applicable car il ne nécessite pas d’équipement spécialisé. Il serait particulièrement utile pour explorer les interactions sphéroïde-matrice et construire des modèles de physiologie tissulaire ou de pathologie in vitro .

Fabrication et encapsulation de sphéroïdes tumoraux dans des hydrogels de polyéthylène glycol pour étudier les interactions sphéroïde-matrice

Nous présentons une méthode de réplication du microenvironnement tumoral du gliome sur le front invasif qui intègre le flux de liquide interstitiel. Ce modèle est un hydrogel hyaluronane-collagène I dans un insert de culture tissulaire où une tête de pression de fluide peut être appliquée. L’invasion peut être quantifiée et les cellules peuvent être isolées ou lysées.

Un modèle photopolymérisable d’acide hyaluronique-collagène du microenvironnement invasif du gliome avec flux interstitiel

Nous présentons un modèle de migration 3D du glioblastome utilisant des gliomasphères magnétiques dérivées du patient générées à partir de tumeurs nouvellement diagnostiquées et récurrentes. Cette plateforme permet de visualiser la dynamique migratoire spécifique au patient et d’évaluer l’efficacité thérapeutique. Le test peut être multiplexé après migration afin d’évaluer la localisation et les schémas d’expression des protéines.

Essai de migration du glioblastome 3D reproductible avec localisation sphéroïde médiée par nanoparticules magnétiques dans des conditions hypoxiques

Découvrez un modèle de rechute de glioblastome post-résection pour évaluer l'efficacité thérapeutique d'un hydrogel injectable in vivo. Cette méthode permet d'étudier la récidive tumorale et les traitements locaux.

Modèle post-résection de rechute de glioblastome pour les examens thérapeutiques de l’hydrogel

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