Name: Un modèle de sténose valvulaire aortique de lapin induite par une lésion directe par ballonnet (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-31T14:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: Apprenez à créer un modèle de sténose valvulaire aortique chez le lapin par lésion directe au ballonnet. Cette méthode reproduit fidèlement la pathologie humaine pour étudier les mécanismes et évaluer les thérapeutiques.

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Ce travail a été soutenu par une subvention de la National Research Foundation of Korea (NRF) financée par le gouvernement coréen (MSIT) (n° 2020R1A4A3079570), le ministère de l’Éducation (n° 2021R1I1A1A01051425) et le programme de développement technologique stratégique industriel (n° 20014873) financé par le ministère du Commerce, de l’Industrie et de l’Énergie de la République de Corée.

Toutes les procédures de recherche sur les animaux ont été approuvées et exécutées conformément à la loi sur le bien-être des animaux de laboratoire, au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et aux directives et politiques pour l’expérimentation animale fournies par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (IACUC) du Collège de médecine de l’Université catholique de Corée (numéro d’approbation : CUMC-2021-0176-05). La présente étude a utilisé des lapins blancs de Nouvelle-Zélande (NZW) mâles âgés de 3 mois pesant 3,5 à 4,0 kg, qui ont été maintenus dans des conditions standard dans des cages individuelles. Les lapins ont été nourris soit avec une alimentation normale, soit avec une alimentation enrichie en cholestérol à 0,5 %, complétée par 50 000 U de vitamine D2 (voir le tableau des matériaux). La conception expérimentale et les méthodes d’analyse pour l’induction du modèle de lapin AVS sont illustrées à la figure 1.
1. Préparation de l’opération
<ol><li>S’assurer que tous les instruments médicaux et chirurgicaux (voir tableau des matériaux) sont stérilisés au début de l’opération.</li>
	<li>Préparez l’ensemble de cathéters à ballonnet de dilatation en suivant les étapes ci-dessous.<ol><li>Connectez le dispositif de dégonflage rempli d’un mélange de solution saline et de produit de contraste disponible dans le commerce (1 :1) à la partie Luer Lock du cathéter à ballonnet (voir le tableau des matériaux).</li>
		<li>Remplissez le ballonnet avec une solution de gonflage et retirez l’air du cathéter à ballonnet. NOTA : Pour la présente étude, la solution d’inflation était composée à 30 % d’iodixanol et à 0,9 % de solution saline (voir le tableau des matériaux).</li>
		<li>Vérifiez le bon gonflage du ballonnet en purgeant la lumière du ballon avec la solution de gonflage.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Intervention chirurgicale pour la lésion valvulaire aortique
<ol><li>Administrer une injection intramusculaire de tiletamine et de zolazépam (15 mg/kg) et de xylazine (5 mg/kg) (voir le tableau des matériaux) pour anesthésier l’animal. REMARQUE : Avant d’administrer l’anesthésie, les lapins ont été prétraités avec une injection sous-cutanée de glycopyrrolate (0,05 mg / kg) comme agent anticholinergique pré-anesthésique. Le niveau d’anesthésie adéquat a été déterminé par une combinaison de critères, y compris une absence de réponse à un pincement d’orteil et une fréquence respiratoire stable.</li>
	<li>Insérez un cathéter intraveineux (IV) de 24 G dans la veine auriculaire marginale et connectez un dispositif de perfusion avec une solution saline héparinée (100 U/kg d’héparine).</li>
	<li>Connectez le lapin à un moniteur vétérinaire multiparamètre (voir le tableau des matériaux) pour surveiller en permanence les signes vitaux, tels que le signal de saturation en oxygène (SpO2), la température et la pression artérielle. REMARQUE : Pour la surveillance de la SpO 2, fixez le capteur SpO2 à la langue du lapin. Pour la surveillance de la température, insérez la sonde dans le rectum du lapin. Pour la surveillance de la pression artérielle, placez le brassard sur le membre antérieur.</li>
	<li>Placez le lapin en décubitus dorsal sur une table d’opération équipée d’une fluoroscopie à arceau (voir le tableau des matériaux) et retirez les poils de la région ventrale du cou à l’aide d’une tondeuse à poils d’animaux (figure 2A).</li>
	<li>Stérilisez la zone d’incision avec de l’iode et couvrez le lapin avec des serviettes chirurgicales.</li>
	<li>Positionnez le cœur du lapin au centre de l’image de l’arceau. REMARQUE : Tous les chercheurs doivent porter un équipement de protection muni d’un dosimètre thermoluminescent (TLD) afin de réduire l’exposition aux rayonnements pendant qu’ils effectuent la chirurgie guidée par arceau.<ol><li>Allumez l’arceau et sélectionnez le mode fluoroscopique pour l’imagerie cardiaque.</li>
		<li>Ajustez la position du lapin pour vous assurer que le cœur est au centre du champ d’imagerie.</li>
	</ol></li>
	<li>Faites une incision longitudinale d’environ 3 cm dans la peau du cou et utilisez des ciseaux chirurgicaux pour couper le fascia et le tissu adipeux.</li>
	<li>Exposez l’artère carotide commune gauche (LCCA) en séparant soigneusement les muscles jusqu’à ce qu’environ 3 à 3,5 cm de l’ACLC soient exposés (Figure 2B).</li>
	<li>Mettez en relation le LCCA avec une suture en soie 3-0 (voir le tableau des matériaux) en haut et à l’extrémité du LCCA exposé pour arrêter le flux sanguin.</li>
	<li>Insérez un cathéter IV de 22 G dans le LCCA et introduisez un fil-guide (0,016 po, voir le tableau des matériaux) dans le ventricule gauche (VG) à travers le cathéter IV, en veillant à ce que l’extrémité du cathéter soit correctement positionnée dans le champ d’imagerie de l’arceau. REMARQUE : Lors de l’insertion du cathéter IV, desserrez soigneusement la suture de ligature en descendant vers la valve aortique pour permettre l’avancement du cathéter.</li>
	<li>Retirez le cathéter IV, en laissant le fil-guide, et placez une gaine 4-F (voir le tableau des matériaux) sur le fil-guide dans le LCCA pour introduire le cathéter à ballonnet (Figure 2C). REMARQUE : Après avoir remplacé le cathéter IV par la gaine, tout air emprisonné doit être retiré du dispositif de gaine.</li>
	<li>Insérez avec précaution le cathéter à ballonnet de 8 mm sur le fil-guide dans la valve aortique sous guidage fluoroscopique de l’arceau (Figure 2D).</li>
	<li>Placez l’extrémité du cathéter à ballonnet à environ 1-2 cm distale de la valve aortique et gonflez le ballonnet en purgeant la solution de gonflage avec un gonfleur à pression à 6 atm.</li>
	<li>Faites avancer le ballon dans l’apex BT et tirez-le vers l’arrière dans la sortie BT. Répétez cette procédure cinq fois, puis dégonflez le ballon (Figure 2E, F).</li>
	<li>Répétez les étapes 2.8 à 2.9 trois fois pour vous assurer que les dommages valvulaires sont adéquats.</li>
	<li>Retirez le cathéter à ballonnet et le fil-guide. Retirez lentement la gaine de l’ACVL et attachez immédiatement l’ACV à la suture en descendant jusqu’à la valve aortique.</li>
	<li>Nettoyez la zone de l’incision avec une solution saline pour éliminer les caillots sanguins et inspectez le site perforé pour détecter les saignements artériels.</li>
	<li>Fermez le muscle et la peau avec une suture non résorbable 3-0 et stérilisez tous les côtés de la plaie avec de l’iode.</li>
</ol>3. Soins post-opératoires
<ol><li>Retirez les patchs et les clips de surveillance et gardez le lapin dans un incubateur de soins intensifs. REMARQUE : Après l’opération, les lapins ont été étroitement observés pendant 1 jour dans un incubateur de soins intensifs, puis déplacés dans une cage à domicile.</li>
	<li>Gérer la douleur postopératoire avec 5 mg/kg de tramadol et 3 mg/kg de kétoprofène et administrer des antibiotiques (4 mg/kg de gentamicine) deux fois par jour pendant 3 jours par injection sous-cutanée (voir le tableau des matériaux). REMARQUE : La prise en charge de la douleur postopératoire doit être conforme aux directives vétérinaires et de l’IACUC (p. ex., opioïdes, AINS, anesthésique local ou combinaison).</li>
	<li>Nourrissez un régime enrichi en cholestérol à 0,5 % avec 50 000 U de vitamine D2 (HC + VitD2) pendant 8 semaines.</li>
</ol>4. Échocardiographie
<ol><li>Après 8 semaines de blessure par ballonnet, anesthésiez le lapin en utilisant la même procédure que celle décrite à l’étape 2.1.</li>
	<li>Visualisez les valves aortiques à l’aide de vues transthoraciques bidimensionnelles et enregistrez des images en mode M dans des vues à court et à long axe.<ol><li>Placez le lapin en décubitus dorsal sur une table d’écho.</li>
		<li>Rasez la poitrine à l’aide d’une tondeuse et d’une crème dépilatoire.</li>
		<li>Appliquez un gel transducteur à ultrasons (voir le tableau des matériaux) sur la poitrine.</li>
		<li>Ajustez le transducteur pour obtenir la vue parasternale à grand axe et la vue parasternale à court axe de la valve aortique.</li>
		<li>Utilisez l’imagerie en mode M pour enregistrer des images de la valve aortique dans des vues grand axe et petit axe, et enregistrez les images pour une analyse ultérieure.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Analyse histologique
<ol><li>Après l’échocardiographie, euthanasier le lapin en lui administrant une injection intraveineuse de chlorure de potassium (KCl, 3 g/20 mL, 1 mL).</li>
	<li>Ouvrez la cavité thoracique, prélevez le cœur avec l’aorte ascendante7 et placez-le sur de la glace dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).</li>
	<li>Immergez immédiatement le cœur dans une solution de paraformaldéhyde (PFA) à 4 % et incorporez-le dans un bloc de paraffine (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Coupez le bloc cardiaque enrobé de paraffine en sections de 4 μm d’épaisseur à l’aide d’un microtome, et colorez les sections avec du trichrome de Masson (MT), du rouge d’alizarine et de von Kossa (voir le tableau des matériaux) pour évaluer le dépôt de collagène et la calcification valvulaire, respectivement 8,9.</li>
</ol>

<ol><li>Aliev, G., Burnstock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Watanabe+rabbits+with+heritable+hypercholesterolaemia%3A+A+model+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Histology+and+Histopathology%22%5BJournal%5D)">Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis.</a> Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).</li>
<li>Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+aortic+valve+sclerosis+in+a+rabbit+model+of+atherosclerosis%3A+An+immunohistochemical+and+histological+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+Valve+Disease%22%5BJournal%5D)">Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study.</a> Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).</li>
<li>Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+aortic+valve+sclerosis+or+stenosis+in+rabbits%3A+role+of+cholesterol+and+calcium%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+Valve+Disease%22%5BJournal%5D)">Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium.</a> Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).</li>
<li>Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+calcific+aortic+valve+disease%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Inflammation%22%5BJournal%5D)">Animal models of calcific aortic valve disease.</a> International Journal of Inflammation. 2011, 364310(2011).</li>
<li>Honda, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+model+of+aortic+valve+stenosis+induced+by+direct+wire+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).</li>
<li>Niepmann, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graded+murine+wire-induced+aortic+valve+stenosis+model+mimics+human+functional+and+morphological+disease+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Research+in+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype.</a> Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).</li>
<li>Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+excision+of+murine+aorta%3B+A+versatile+technique+in+the+study+of+cardiovascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52172(2014).</li>
<li>Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((COX2+inhibition+reduces+aortic+valve+calcification+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).</li>
<li>Jung, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+dynamics+of+macrophage+heterogeneity+and+a+potential+function+of+Trem2%28hi%29+macrophages+in+infarcted+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts.</a> Nature Communications. 13 (1), 4580(2022).</li>
<li>Freeman, R. V., Otto, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectrum+of+calcific+aortic+valve+disease%3A+Pathogenesis%2C+disease+progression%2C+and+treatment+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies.</a> Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).</li>
<li>Lindman, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcific+aortic+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Disease+Primers%22%5BJournal%5D)">Calcific aortic stenosis.</a> Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006(2016).</li>
<li>Cuniberti, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+mild+aortic+valve+stenosis+in+a+rabbit+model+of+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension.</a> Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).</li>
<li>Marechaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+tissue+factor+in+experimental+aortic+valve+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis.</a> Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).</li>
<li>Hara, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progression+of+calcific+aortic+valve+sclerosis+in+WHHLMI+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits.</a> Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer avec ce travail.

Les modèles de SVA chez l’animal sont couramment utilisés pour étudier les aspects pathologiques du SVA, y compris l’initiation et la progression du SVA. Ce protocole introduit un nouveau modèle AVS de lapin induit par une lésion directe de la valve aortique par ballonnet. Dans cette étude, le modèle de lésion valvulaire aortique a montré un épaississement et une calcification significatifs des feuillets. Par rapport au modèle AVS léger induit par une supplémentation alimentaire, la valve aortique dans le modèle de lésio...

Il est de plus en plus reconnu que l’utilisation de modèles animaux appropriés peut contribuer à une meilleure compréhension des mécanismes pathologiques sous-jacents à la sténose valvulaire aortique (SVA) en raison du manque d’accès à des sources fiables de valves aortiques humaines malades associées à la progression de la sténose aortique (SA). Parmi les différents modèles animaux pour l’étude de l’AVS, les lapins sont l’un des modèles AVS les plus couramment utilisés pour les grands animaux, et le modèle AVS du lapin est induit soit par une supplémentation en cholestérol/vitamine D2, soit par des manipulations génétiques 1,2,3,4.
Bien que les modèles AVS de lapin aient fourni des informations significatives sur le développement et la progression de l’AVS, il reste encore difficile d’induire l’AVS de manière cohérente et reproductible, comme on l’a vu dans nos expériences préliminaires.
En plus des modèles animaux induits par l’alimentation et génétiquement prédisposés, un nouveau modèle d’AVS a été établi par lésion mécanique directe chez la souris 5,6. Le modèle de lésion mécanique induit avec succès une sténose aortique et représente un modèle AVS simple et reproductible chez les souris de type sauvage. À notre connaissance, il n’y a pas eu d’études antérieures examinant les effets d’une lésion mécanique sur la valve aortique dans des modèles de lapin. Ainsi, cette étude fournit une nouvelle procédure pour induire l’AVS chez les lapins blancs mâles de Nouvelle-Zélande par une lésion directe de la valve aortique par ballonnet, qui peut imiter avec précision l’état de sténose aortique valvulaire. Ce protocole comprend des descriptions étape par étape de la préparation, de l’intervention chirurgicale et des soins postopératoires, qui sont utiles pour induire des modèles de lapin AVS reproductibles.

<table><tbody><tr><td>3-0 Suture en soie</td><td>AILEE</td><td>SK312</td><td></td></tr><tr><td>4 % paraformaldéhyde (PFA)</td><td>Intron</td><td>IBS-BP031-2</td><td></td></tr><tr><td>Rouge d’alizarine Solution</td><td>Millpore</td><td>TMS-008-C</td><td></td></tr><tr><td>ASAHI SION BLUE&nbsp ;</td><td>ASAHI</td><td></td><td>Fil de guidage</td></tr><tr><td>Couverture de table arrière</td><td>Yuhan kimberly</td><td>80101-30</td><td></td></tr><tr><td>Dispositif de dégonflage de ballon</td><td>Demax Medical</td><td>DID30s</td><td></td></tr><tr><td>Bionet Moniteur vétérinaire</td><td>BIONET</td><td>BM3 VET</td><td></td></tr><tr><td>C-Arm</td><td>SIEMENS Healthcare GmbH</td><td>Cios alpha</td><td></td></tr><tr><td>Certified Rabbit Diet</td><td>Purina</td><td>5322</td><td>4,7 % d’huile de noix de coco hydrogénée, 0,5 % de cholestérol et 1 % Molasse</td></tr><tr><td>Curadle Incubateur Intelligent</td><td>Autoelex</td><td>CS-CV206</td><td>Unité de Soins Intensifs (USI)</td></tr><tr><td>Ergocalciférol</td><td>Sigma-aldrich&nbsp ;</td><td>E5750</td><td>Vitamine D2</td></tr><tr><td>Fechtner conjonctive pince titane</td><td>WORLD PRECISSION Instrument</td><td>WP1820</td><td></td></tr><tr><td>Pince</td><td>HEBU</td><td>HB203</td><td></td></tr><tr><td>Gentamicine</td><td>Shin Poong</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glycopyrrolate&nbsp ;</td><td>SamChunDang</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Greenflex NS</td><td>DAI HAN PHARM</td><td></td><td>Solution saline normale de 500 mL</td></tr><tr><td>d’hématoxyline</td><td>Sigma-aldrich&nbsp ;</td><td>HT1079-1 SET</td><td></td></tr><tr><td>Héparine</td><td>JW pharmaceutique</td><td></td><td>25 000 U</td></tr><tr><td>Set de perfusion à usage unique</td><td>SWOON MEDICAL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iode</td><td>Vert pharmaceutique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iodixanol</td><td>GE Healthcare</td><td>Visipaque</td><td>Solution de gonflage (agent de contraste)</td></tr><tr><td>Cathéter IV 22 G</td><td>BD&nbsp ;</td><td></td><td></td>382423</tr><tr><td>Cathéter IV 24 G</td><td>BD</td><td>382412</td><td></td></tr><tr><td>Kétoprofène</td><td>SamChunDang</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seringue Luer-Lok 10 mL</td><td>Becton Dickinson Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seringue Luer-Lok 3 mL</td><td>Becton Dickinson Microscope médical</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>OLYMPUS</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>HM 325</td><td></td></tr><tr><td>MT kit de coloration</td><td>Sigma-aldrich</td><td>HT15-1kt</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>Solco</td><td>009-1304</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille avec serrure et suture</td><td>JEUNGDO BIO & PLANTE</td><td>H-1222-18</td><td></td></tr><tr><td>Paraffine</td><td>LK LABKOREA</td><td>H06-660-107</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de potassium 40</td><td>Daihan Pharm</td><td></td><td>KCl</td></tr><tr><td>Prelude Gaine hydrophile idéale</td><td>MERIT MEDICAL</td><td>PID4F11018SS</td><td>Gaine 4F</td></tr><tr><td>PTA Cathéter de dilatation par ballonnet</td><td>Boston Scientific</td><td>H749-3903280208-0</td><td>Cathéter à ballonnet 8,0 mm</td></tr><tr><td>Rompun</td><td>Elanco</td><td></td><td>Xylaxine</td></tr><tr><td>stérile Gaze</td><td>DAE HAN Medical</td><td></td><td>10 cm x 20 cm&nbsp ;</td></tr><tr><td>Gants chirurgicaux</td><td>Ansell</td><td>Ansell</td><td></td></tr><tr><td>Blouse chirurgicale</td><td>Yuhan kimberly</td><td>90002-02</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux</td><td>Nopa, Allemagne</td><td>AC020/16</td><td></td></tr><tr><td>Ruban chirurgical</td><td>3M micopore</td><td>1530-1</td><td></td></tr><tr><td>Seringue 1 mL</td><td>Shin Chang Seringue médicale</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 mL</td><td>Shin Chang Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cassette de tissus</td><td>Scilav korea</td><td>Cas3003</td><td></td></tr><tr><td>Transducteur gel&nbsp ;</td><td>SUNGHEUNG</td><td>SH102</td><td></td></tr><tr><td>Tridol</td><td>Yuhan Corp.</td><td></td><td>Tramadol HCl</td></tr><tr><td>Système d’échographie</td><td>Philps</td><td>Affiniti 50</td><td></td></tr><tr><td>Von Kossa stain kit</td><td>Abcam</td><td>ab105689</td><td></td></tr><tr><td>Zoletil 50</td><td>Virbac korea</td><td></td><td>Tiletamine & zolazepam</td></tr></tbody></table>

un modèle de sténose valvulaire aortique de lapin induite par une lésion directe par ballonnet

A Rabbit Aortic Valve Stenosis Model Induced by Direct Balloon Injury

Les modèles animaux apparaissent comme un outil important pour comprendre les mécanismes pathologiques sous-jacents à la sténose valvulaire aortique (SVA) en raison du manque d’accès à des sources fiables de valves aortiques humaines malades. Parmi les différents modèles animaux, les modèles de lapins AVS sont l’un des plus couramment utilisés dans les études sur les grands animaux. Cependant, les modèles traditionnels de lapins AVS nécessitent une longue période de supplémentation alimentaire et de manipulation génétique pour induire une sténose significative de la valve aortique, ce qui limite leur utilisation dans les études expérimentales. Pour remédier à ces limitations, un nouveau modèle de lapin AVS est proposé, dans lequel la sténose est induite par une lésion directe de la valve aortique par ballonnet. Le présent protocole décrit une technique efficace pour induire l’AVS chez les lapins blancs de Nouvelle-Zélande (NZW), avec des procédures étape par étape pour la préparation, l’intervention chirurgicale et les soins postopératoires. Ce modèle simple et reproductible offre une approche prometteuse pour l’étude de l’initiation et de la progression de l’AVS et constitue un outil précieux pour étudier les mécanismes pathologiques sous-jacents de la maladie.

Modèle AVS de lapin induit par une lésion valvulaire aortique Pour induire le modèle AVS de lapin, des lapins NZW mâles pesant 3,5 à 4,0 kg ont été utilisés pour cette étude. Selon les procédures chirurgicales décrites à l’étape 2 (Figure 2), le modèle AVS a été établi par lésion valvulaire aortique, ce qui a entraîné une dégénérescence et une calcification de la valve aortique mécanique. Le groupe témoin comprenait des lapins nourris avec un régime enrichi en cholestérol...

Un modèle animal approprié est nécessaire pour comprendre les mécanismes pathologiques sous-jacents à la sténose valvulaire aortique (SVA) et pour évaluer l’efficacité des interventions thérapeutiques. Le présent protocole décrit une nouvelle procédure pour le développement du modèle de lapin AVS via une blessure directe par ballonnet in vivo.

Un modèle de sténose valvulaire aortique de lapin induite par une lésion directe par ballonnet

Animal models are emerging as an important tool to understand the pathologic mechanisms underlying aortic valve stenosis (AVS) because of the lack of ...

Les modèles annuels apparaissent comme un outil important pour comprendre les mécanismes pathologiques sous-jacents à la sténose valvulaire aortique en raison du manque d’accès à des sources fiables de valves aortiques humaines malades. Les modèles traditionnels de sténose valvulaire aortique de lapin nécessitent une supplémentation alimentaire à long terme et des manipulations génétiques pour induire une sténose significative dans la valve aortique, ce qui limite leur utilisation dans les études expérimentales. Cette technique décrit une nouvelle procédure pour induire une sténose valvulaire aortique chez le lapin par une lésion directe du ballon à la valve aortique, qui peut imiter avec précision l’état d’un humain atteint de sténose aortique.Eun-Hye Park, Jin-Moo Kim et Eunmi Lee, spécialistes de la recherche de mon organisme de réglementation, feront la démonstration de la procédure. Commencez à préparer l’ensemble de cathéters à ballonnet de dilatation en connectant le dispositif de dégonflage rempli du mélange un à un de solution saline et de produit de contraste disponible dans le commerce à la partie Luer lock du cathéter à ballonnet. Après avoir rempli le ballonnet avec une solution de gonflage, retirez l’air du cathéter à ballonnet.Commencez la procédure chirurgicale en insérant un cathéter intraveineux ou IV de calibre 24 dans la veine auriculaire marginale du lapin anesthésié. Connectez un dispositif de perfusion avec 100 unités par kilogramme de solution saline héparine héparinisée. Ensuite, connectez le lapin à un moniteur vétérinaire multiparamètre pour surveiller en permanence les signes vitaux tels que le signal de saturation en oxygène ou la température et la pression artérielle de la SpO2.Après avoir placé le lapin en décubitus dorsal sur une table d’opération équipée d’une fluoroscopie à arceau, retirez les poils de la zone ventrale du cou à l’aide d’une tondeuse à poils d’animaux. Stérilisez la zone d’incision avec de l’iode et couvrez le lapin avec des serviettes chirurgicales. Pour positionner le cœur du lapin, allumez l’arceau et sélectionnez le mode fluoroscopique pour l’imagerie cardiaque.Ajustez la position du lapin pour vous assurer que le cœur est au centre du champ d’imagerie. Une fois la position ajustée, faites une incision longitudinale d’environ trois centimètres dans la peau du cou et utilisez des ciseaux chirurgicaux pour couper le fascia et le tissu adipeux. Ensuite, séparez soigneusement les muscles jusqu’à ce qu’environ 3 à 3,5 centimètres de l’artère carotide commune gauche, ou LCCA, soient exposés.Mettez en relation le LCCA avec une suture en soie 3-0 en haut et à l’extrémité du LCCA exposé pour arrêter le flux sanguin. Insérez un cathéter IV de calibre 22 dans le LCCA. Introduisez ensuite un fil-guide de 0,016 pouce dans le ventricule gauche à travers le cathéter IV, en veillant à ce que l’extrémité du cathéter soit correctement positionnée dans le champ d’imagerie de l’arceau.Ensuite, retirez le cathéter IV, en laissant le fil-guide avant de placer une gaine 4 French sur le fil-guide dans le LCCA pour introduire le cathéter à ballonnet. Insérez avec précaution le cathéter à ballonnet de huit millimètres sur le fil-guide dans la valve aortique sous guidage fluoroscopique à l’arceau. Placez l’extrémité du cathéter à ballonnet à environ un à deux centimètres distal de la valve aortique et gonflez le ballonnet en purgeant la solution de gonflage avec un gonfleur à pression à six atmosphères.Ensuite, faites avancer le ballonnet dans le ventricule gauche ou l’apex du VG et tirez-le vers l’arrière dans la sortie du VG. Répétez cette procédure cinq fois avant de dégonfler le ballon. Retirez le cathéter à ballonnet et le fil guide, puis retirez lentement la gaine de l’ACVL et attachez immédiatement l’ACV à la suture en descendant jusqu’à la valve aortique.Nettoyez la zone de l’incision avec une solution saline pour éliminer les caillots sanguins. Inspectez le site ponctionné pour détecter les saignements artériels avant de fermer le muscle et la peau avec une suture non résorbable 3-0. Une fois cela fait, stérilisez la plaie avec de l’iode.Après l’opération, retirez les patchs et les clips de surveillance et gardez le lapin dans un incubateur de soins intensifs. Après huit semaines de blessure par ballonnet, placez le lapin anesthésié sur une table d’écho en position couchée. Appliquez le gel transducteur à ultrasons sur la poitrine après avoir rasé la zone thoracique.Ajustez le transducteur pour obtenir la vue péristernale à grand axe et la vue péristernale à court axe de la valve aortique. Utilisez l’imagerie en mode pour enregistrer des images de la valve aortique et enregistrer les images pour une analyse ultérieure. L’évaluation des changements structurels de la valve aortique a révélé que huit semaines après la lésion de la valve aortique, les cuspides étaient épaissies et le mouvement était restreint chez les lapins blessés nourris avec le régime riche en cholestérol et en vitamine D2 par rapport aux lapins témoins ou de type sauvage, et les lapins nourris avec le régime riche en cholestérol et en vitamine D2 sans lésion valvulaire.Les lapins ont été sacrifiés et les cœurs ont été excisés huit semaines après la blessure pour une analyse histologique de la valve aortique. La valve aortique colorée au trichrome de Masson a montré une augmentation de l’épaisseur des cuspides valvulaires aortiques dans le groupe blessé par rapport au groupe témoin dans les groupes induits par un régime hypercholestérolémique et en vitamine D2. La coloration au rouge d’alizarine et la coloration de Von Kossa ont été effectuées pour comparer le degré de dépôts valvulaires de calcium indiquait des dépôts de calcium négligeables dans les feuillets valvulaires dans le groupe induit par un régime hypercholestérolémique et en vitamine D2.En revanche, des dépôts calcifiants importants ont été observés dans le groupe blessé par ballonnet. La technique réussie pour induire une sténose valvulaire arctique, dans le modèle de lapin, est démontrée ici avec une explication étape par étape d’une lésion directe de la valve aortique par ballonnet. Ce modèle simple et reproductible offre une approche prometteuse pour l’étude de l’initiation et de la progression de la sténose valvulaire aortique, et fournit un outil précieux pour étudier les mécanismes pathologiques sous-jacents de la sténose valvulaire aortique.

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Une technique optimisée pour la création de microchirurgie des anévrismes de bifurcation bifurcation artérielle imitant humaine anévrismes cérébraux est décrite. Une pochette veineux est suturé dans une bifurcation créé artificiellement vraie des deux artères carotides communes. Techniques microchirurgicales facilité et agressif anticoagulation postopératoire et analgésie conduire à des taux de morbidité et de minimiser les taux élevés de perméabilité anévrisme.

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Ce protocole utilise un cathéter à ballonnet pour provoquer une blessure sur intraluminale de l'artère carotide de rat et désormais provoquer une hyperplasie néo-intimale. Ce est un modèle bien établi pour étudier les mécanismes de remodelage vasculaire en réponse à une lésion. Il est également largement utilisé pour déterminer la validité des approches thérapeutiques potentielles.

Vasculaire Balloon blessures et de l&#39;administration chez le rat Intraluminal artère carotide

Le modèle de lésion carotidienne par ballonnet de rat décrit ci-dessous permet aux chercheurs d’évaluer des médicaments ou des traitements qui annulent l’hyperplasie artérielle induite par une lésion. La préparation préopératoire détaillée, l’intervention chirurgicale et les soins postopératoires de l’animal sont décrits.

A Rat carotidienne Balloon Modèle de lésion pour tester Therapeutics Rénovation Anti-vasculaires

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Le développement et le test de dispositifs endovasculaires pour le traitement de l’anévrisme intracrânien sont toujours d’une grande importance. La plupart des modèles d’anévrisme utilisés aujourd’hui manquent soit les caractéristiques importantes d’une paroi artérielle dégénérée, soit l’hémodynamique d’une véritable bifurcation. Par conséquent, nous avons cherché à concevoir un nouveau modèle de bifurcation de poche artérielle chez le lapin.

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Nous décrivons ici la technique de création microchirurgicale d’anévrismes de bifurcation géants chez le lapin pour l’évaluation des dispositifs endovasculaires.

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Un modèle de sténose valvulaire aortique de lapin induite par une lésion directe par ballonnet

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