Le réseau d’anesthésie en série pour l’étude à haut débit d’agents volatils utilisant Drosophila melanogaster

La SAA permet un traitement à haut débit pour étudier la pharmacologie des agents volatils dans les organismes modèles d’invertébrés dotés d’un cerveau sophistiqué et d’un vaste répertoire de comportements. En combinaison avec la boîte à outils génétique disponible chez Drosophila melanogaster, cette technique permet d’étudier la pharmacogénétique des agents volatils rapidement et à moindre coût. De nombreuses personnes sont exposées à des agents volatils comme polluants ou agents thérapeutiques.

En plus de l’anesthésie, les anesthésiques volatils ont de nombreux effets collatéraux toxiques et bénéfiques. Le degré d’effet est en partie déterminé par la génétique, qui est restée largement inexplorée. Après avoir fabriqué le cadre en bois, modifiez les chapeaux de tubes chroniques de 50 millilitres en perçant deux trous dans chaque bouchon avec un foret de 9/32 pouce.

Poncez les trous pour nettoyer le plastique déchiqueté. Poncez également le haut du capuchon pour rendre la surface rugueuse. Ensuite, coupez cinq pipettes sérologiques de cinq millilitres à la taille en marquant le plastique et en le cassant à la ligne de pointage.

Poncez les extrémités des pipettes coupées ou cassées. Ensuite, collez le filet sur les tubes et coupez le filet à la taille du tube une fois que l’adhésif sèche. Insérez les tubes dans les trous des bouchons coniques, les deux tubes s’étendant au-dessus du bouchon.

Assurez-vous que le tube d’entrée s’étend plus longtemps dans le tube que le tube sortant. Appliquez de la colle sur le dessus des bouchons autour des tubes pour fixer les pièces ensemble et les laisser sécher. Fixez des attaches de câble adhésif au cadre.

Fixez les capuchons sur le cadre à l’aide de liens zippés et coupez les extrémités courtes de l’étiquette de cravate zippée. Couper et connecter la longueur du tube de tygon aux tubes d’entrée et de sortie sur chaque bouchon modifié. En commençant par l’extrémité en amont, fixez d’abord le tube à l’entrée, puis de l’écoulement sortant à l’entrée de la position suivante.

Ensuite, ajoutez un indicateur de débit au débit entrant le plus en aval. Placez un tube conique de 50 millilitres en première position et marquez la marque de remplissage d’eau. Retirez le tube.

Remplissez-le d’eau sous le tube d’entrée et replacez-le en position. Préparez l’interface pour le vaporisateur. Retirez les pistons, découpez les encoches de deux seringues distributrices de 10 millilitres et insérez-les dans le flux entrant et sortant du vaporisateur avec les encoches tournées directement vers l’avant du vaporisateur pour s’aligner avec les trous.

Branchez l’ensemble du système. Utilisez un tube tygon pour fixer le réservoir de gaz porteur avec le régulateur, le débitmètre spécifique au gaz, le vaporisateur et le SAA. Remplissez les positions vides sur le tableau avec des tubes chroniques vides de 50 millilitres.

Maintenant, allumez le réservoir d’essence. Ouvrez le débitmètre à deux litres par minute et allumez le vaporisateur à 0%Confirmez le débit de gaz à travers le système en vérifiant le débitmètre en amont du vaporisateur et l’indicateur de débit en aval de la dernière chambre du SAA pour le débit. Vous pouvez également insérer l’extrémité du tube en aval dans l’eau et rechercher des bulles.

24 heures ou plus avant l’exposition anesthésique trier les cohortes de mouches au besoin pour l’expérience en utilisant la méthode préférée. Transférer les mouches des flacons alimentaires dans des tubes coniques vides de 50 millilitres. Compter et noter toutes les mouches mortes avant l’exposition.

Décapsulez et vissez des tubes coniques de 50 millilitres avec des mouches sur le SAA. Allumez le gaz porteur et réglez-le sur le débit souhaité. Réglez le vaporisateur anesthésique à la concentration désirée et exposez les mouches pendant la durée souhaitée.

À la fin de l’exposition, rincer le système avec le débit de gaz frais à 1,5 litre par minute pendant cinq minutes, ce qui correspond à environ 10 fois les volumes du volume total de SAA. Ouvrez complètement le régulateur haute pression puis fermez-le un demi-tour pour assurer le débit de gaz vecteur. Suivez les tubes de chaque ligne jusqu’aux débitmètres et au vaporisateur, et vérifiez le niveau d’anesthésie dans les vaporisateurs.

Confirmer que lorsque le gaz circule, il indique le débit sur le débitmètre et sur l’indicateur de débit en aval. À la fin de l’expérience, laissez quatre à cinq minutes de débit d’air pour éliminer l’anesthésique. Sept lignées isolées d’une seule population lors de réunions par paire unique ont montré une variation de la mortalité induite par la toxicité du fluor iso due à la pression évolutive chez les mouches ND23 60114.

Les mouches de préconditionnement avec 15 minutes de fluor iso à 2% avant une lésion cérébrale traumatique ont réduit l’indice de mortalité à 24 heures dans les souches blanches 1118 et jaunes / blanches. L’indice de mortalité à 24 heures n’était pas significativement plus bas dans les lignées préconditionnées Oregon R et Canton S. Pendant l’assemblage, les encoches des seringues modifiées doivent s’aligner sur les trous des orifices du vaporisateur.

Pendant l’exposition, vérifier périodiquement qu’il y a un écoulement dans le système. Cette procédure peut être suivie pour une grande variété d’études comportementales, de survie et moléculaires qui pourraient conduire à des connaissances sur la pharmacologie des agents volatils.