Name: Implant d’entraînement léger pour enregistrements de tétrodes chroniques chez des souris juvéniles (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: Apprenez à réaliser des enregistrements chroniques de tétrodes chez des souris juvéniles grâce à un micro-drive léger. Cette méthode permet d'étudier l'activité des réseaux neuronaux et les troubles du neurodéveloppement.

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Ce travail a été soutenu par les National Institutes of Health R01 NS104829 (B.E.P.), R01 MH117149 (L.J.V.) et F99NS12053 (L.D.Q.) et le UT Southwestern GSO Endowment Award (R.J.P. et L.D.Q.). Les auteurs remercient Jenny Scaria (Texas Tech University Health Sciences Center School of Pharmacy) pour son assistance technique et le Dr Brendon Watson (Université du Michigan) pour ses suggestions méthodologiques.

IMPLANT DE MICRO-ENTRAÎNEMENT POUR L’ENREGISTREMENT DE L’ACTIVITÉ NEURONALE QUOTIDIENNE CHEZ DES SOURIS JUVÉNILES

<ol><li>Konrad, K., Firk, C., Uhlhaas, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+development+during+adolescence%5BTitle%5D)+AND+%22Deutsches+Arzteblatt+International%22%5BJournal%5D)">Brain development during adolescence.</a> Deutsches Arzteblatt International. 110 (25), 425-431 (2013).</li>
<li>Silbereis, J. C., Pochareddy, S., Zhu, Y., Li, M., Sestan, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cellular+and+molecular+landscapes+of+the+developing+human+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The cellular and molecular landscapes of the developing human central nervous system.</a> Neuron. 89 (2), 248-268 (2016).</li>
<li>Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+development+in+rodents+and+humans%3A+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Progress in Neurobiology. 106-107, 1-16 (2013).</li>
<li>Volk, L., Chiu, S. -L., Sharma, K., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glutamate+synapses+in+human+cognitive+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Glutamate synapses in human cognitive disorders.</a> Annual Review of Neuroscience. 38, 127-149 (2015).</li>
<li>Lord, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autism+spectrum+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Disease+Primers%22%5BJournal%5D)">Autism spectrum disorder.</a> Nature Reviews Disease Primers. 6, 5(2020).</li>
<li>McCutcheon, R. A., Reis Marques, T., Howes, O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Schizophrenia+-+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Schizophrenia - An overview.</a> JAMA Psychiatry. 77 (2), 201-210 (2020).</li>
<li>Hopfield, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+networks+and+physical+systems+with+emergent+collective+computational+abilities%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Neural networks and physical systems with emergent collective computational abilities.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 79 (8), 2554-2558 (1982).</li>
<li>Heeger, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theory+of+cortical+function%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Theory of cortical function.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (8), 1773-1782 (2017).</li>
<li>Pouget, A., Dayan, P., Zemel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Information+processing+with+population+codes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Information processing with population codes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 1, 125-132 (2000).</li>
<li>Averbeck, B. B., Latham, P. E., Pouget, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+correlations%2C+population+coding+and+computation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Neural correlations, population coding and computation.</a> Nature Reviews Neuroscience. 7 (5), 358-366 (2006).</li>
<li>Bey, A. L., Jiang, Y. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+mouse+models+of+autism+spectrum+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Overview of mouse models of autism spectrum disorders.</a> Current Protocols in Pharmacology. 66, 1-26 (2014).</li>
<li>Kazdoba, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translational+mouse+models+of+autism%3A+Advancing+toward+pharmacological+therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Topics+in+Behavioral+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Translational mouse models of autism: Advancing toward pharmacological therapeutics.</a> Current Topics in Behavioral Neurosciences. 28, 1-52 (2016).</li>
<li>Mendoza, M. L., Quigley, L. D., Dunham, T., Volk, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((KIBRA+regulates+activity-induced+AMPA+receptor+expression+and+synaptic+plasticity+in+an+age-dependent+manner%5BTitle%5D)+AND+%22iScience%22%5BJournal%5D)">KIBRA regulates activity-induced AMPA receptor expression and synaptic plasticity in an age-dependent manner.</a> iScience. 25 (12), 105623(2022).</li>
<li>Bernardet, M., Crusio, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fmr1+KO+mice+as+a+possible+model+of+autistic+features%5BTitle%5D)+AND+%22The+Scientific+World+Journal%22%5BJournal%5D)">Fmr1 KO mice as a possible model of autistic features.</a> The Scientific World Journal. 6, 1164-1176 (2006).</li>
<li>Weaving, L. S., Ellaway, C. J., Gécz, J., Christodoulou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rett+syndrome%3A+Clinical+review+and+genetic+update%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Genetics%22%5BJournal%5D)">Rett syndrome: Clinical review and genetic update.</a> Journal of Medical Genetics. 42 (1), 1-7 (2005).</li>
<li>Krawczyk, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampal+hyperexcitability+in+fetal+alcohol+spectrum+disorder%3A+Pathological+sharp+waves+and+excitatory%2Finhibitory+synaptic+imbalance%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Hippocampal hyperexcitability in fetal alcohol spectrum disorder: Pathological sharp waves and excitatory/inhibitory synaptic imbalance.</a> Experimental Neurology. 280, 70-79 (2016).</li>
<li>Jaramillo, T. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+striatal+synaptic+function+and+abnormal+behaviour+in+Shank3+exon4-9+deletion+mouse+model+of+autism%5BTitle%5D)+AND+%22Autism+Research%22%5BJournal%5D)">Altered striatal synaptic function and abnormal behaviour in Shank3 exon4-9 deletion mouse model of autism.</a> Autism Research. 9 (3), 350-375 (2016).</li>
<li>Suh, J., Foster, D. J., Davoudi, H., Wilson, M. A., Tonegawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+hippocampal+ripple-associated+replay+in+a+mouse+model+of+schizophrenia%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Impaired hippocampal ripple-associated replay in a mouse model of schizophrenia.</a> Neuron. 80 (2), 484-493 (2013).</li>
<li>Altimus, C., Harrold, J., Jaaro-Peled, H., Sawa, A., Foster, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disordered+ripples+are+a+common+feature+of+genetically+distinct+mouse+models+relevant+to+schizophrenia%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Neuropsychiatry%22%5BJournal%5D)">Disordered ripples are a common feature of genetically distinct mouse models relevant to schizophrenia.</a> Molecular Neuropsychiatry. 1 (1), 52-59 (2015).</li>
<li>Marcotte, E. R., Pearson, D. M., Srivastava, L. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+schizophrenia%3A+A+critical+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Psychiatry+and+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Animal models of schizophrenia: A critical review.</a> Journal of Psychiatry and Neuroscience. 26 (5), 395-410 (2001).</li>
<li>Makuch, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+AMPA+receptor+function+by+the+human+memory-associated+gene+KIBRA%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Regulation of AMPA receptor function by the human memory-associated gene KIBRA.</a> Neuron. 71 (6), 1022-1029 (2011).</li>
<li>Dutta, S., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Men+and+mice%3A+Relating+their+ages%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">Men and mice: Relating their ages.</a> Life Sciences. 152, 244-248 (2016).</li>
<li>Kloosterman, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording%3A+Drive+fabrication%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Micro-drive array for chronic in vivo recording: Drive fabrication.</a> Journal of Visualized Experiments. (26), e1094(2009).</li>
<li>Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nature Neuroscience. 7 (5), 446-451 (2004).</li>
<li>Farooq, U., Dragoi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergence+of+preconfigured+and+plastic+time-compressed+sequences+in+early+postnatal+development%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Emergence of preconfigured and plastic time-compressed sequences in early postnatal development.</a> Science. 363 (6423), 168-173 (2019).</li>
<li>Langston, R. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+spatial+representation+system+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Development of the spatial representation system in the rat.</a> Science. 328 (5985), 1576-1580 (2010).</li>
<li>Wills, T. J., Cacucci, F., Burgess, N., O'Keefe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+hippocampal+cognitive+map+in+preweanling+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Development of the hippocampal cognitive map in preweanling rats.</a> Science. 328 (5985), 1573-1576 (2010).</li>
<li>Bjerknes, T. L., Moser, E. I., Moser, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Representation+of+geometric+borders+in+the+developing+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Representation of geometric borders in the developing rat.</a> Neuron. 82 (1), 71-78 (2014).</li>
<li>Bjerknes, T. L., Dagslott, N. C., Moser, E. I., Moser, M. -B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Path+integration+in+place+cells+of+developing+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Path integration in place cells of developing rats.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (7), E1637-E1646 (2018).</li>
<li>Jansen, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+%CE%B8-%CE%B3+coupling+indicates+inhibitory+dysfunction+and+seizure+risk+in+a+Dravet+syndrome+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Impaired θ-γ coupling indicates inhibitory dysfunction and seizure risk in a Dravet syndrome mouse model.</a> Journal of Neuroscience. 41 (3), 524-537 (2021).</li>
<li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording%3A+Tetrode+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Micro-drive array for chronic in vivo recording: Tetrode assembly.</a> Journal of Visualized Experiments. (26), e1098(2009).</li>
<li>Voigts, J., Siegle, J., Pritchett, D. L., Moore, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+flexDrive%3A+An+ultra-light+implant+for+optical+control+and+highly+parallel+chronic+recording+of+neuronal+ensembles+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Systems+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The flexDrive: An ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice.</a> Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8(2013).</li>
<li>Voigts, J., Newman, J. P., Wilson, M. A., Harnett, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+easy-to-assemble%2C+robust%2C+and+lightweight+drive+implant+for+chronic+tetrode+recordings+in+freely+moving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">An easy-to-assemble, robust, and lightweight drive implant for chronic tetrode recordings in freely moving animals.</a> Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026044(2020).</li>
<li>Guardamagna, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Hybrid+Drive%3A+A+chronic+implant+device+combining+tetrode+arrays+with+silicon+probes+for+layer-resolved+ensemble+electrophysiology+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">The Hybrid Drive: A chronic implant device combining tetrode arrays with silicon probes for layer-resolved ensemble electrophysiology in freely moving mice.</a> Journal of Neural Engineering. 19 (3), (2022).</li>
<li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li>
<li>Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+ontogeny+of+the+cranial+base+and+craniofacial+skeleton+in+male+C57BL%2F6J+mice%3A+A+reference+standard+for+quantitative+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis.</a> Frontiers in Physiology. 6, 417(2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Les expériences modernes explorant la fonction in vivo des circuits neuronaux chez les rongeurs utilisent souvent l’électrophysiologie extracellulaire via des électrodes implantées de manière permanente pour surveiller l’activité de neurones individuels (c’est-à-dire des unités uniques) ou de populations locales (via des potentiels de champ locaux, LFP), mais de telles méthodes sont rarement appliquées aux souris juvéniles en raison de défis techniques. Ce manuscrit décrit une méthode pour obtenir des enregistrements électrophysiologiques in vivo chez la souris à travers les fenêtres critiques pour le développement de p20 à p60 et au-delà. Cette méthodologie implique un processus de fabrication pour l’impression et la construction d’un implant micro-entraînement, une procédure d’implantation chirurgicale et une stratégie de récupération post-chirurgicale, qui sont tous spécifiquement conçus pour une utilisation chez les souris juvéniles. Plusieurs considérations ont influencé l’élaboration de ce protocole, notamment la petite taille et la faiblesse relative des souris juvéniles par rapport à leurs homologues adultes, ainsi que l’ossification réduite du crâne de souris juvénile sur lequel le micro-entraînement devait être fixé.
Les deux principales méthodes couramment utilisées pour effectuer l’électrophysiologie in vivo sont les réseaux d’électrodes (par exemple, les tétrodes) et les sondes de silicium. Les sondes en silicium sont légères, peuvent fournir un grand nombre de sites d’enregistrement par unité de poids et ont déjà été utilisées chez des rats juvéniles25. Cependant, les sondes en silicium sont relativement chères par unité. En revanche, le micro-entraînement décrit dans ce manuscrit peut être construit en utilisant moins de 50 USD en matières premières, ce qui en fait une option rentable pour l’enregistrement in vivo . De plus, les sondes en silicium doivent souvent être implantées dans des lignes fixes, ce qui interdit l’enregistrement de régions cérébrales spatialement diverses. En revanche, la conception de micro-entraînement décrite dans ce manuscrit utilise des tétrodes réglables indépendamment pour accueillir des enregistrements simultanés dans jusqu’à 16 endroits différents sans pratiquement aucune restriction sur la relation spatiale entre ces emplacements. Cette conception de micro-entraînement peut être facilement modifiée pour permettre de cibler des emplacements différents de ceux décrits ici en déplaçant les extrusions de trous de canule vers n’importe quel emplacement antérieur/postérieur et médial/distal souhaité. Lorsque vous ciblez d’autres zones cérébrales, il est important de noter que même si les tétrodes se déplacent souvent tout droit, il est possible que ces fils minces défligent légèrement lorsqu’ils sortent de la canule du micro-entraînement. Ainsi, plus une région du cerveau est petite ou ventrale, plus il sera difficile de cibler avec succès la zone avec des tétrodes.
L’implant de micro-entraînement décrit dans ce manuscrit est fondamentalement similaire à plusieurs conceptions antérieures de micro-entraînements à base de tétrodes 23,32,33,34,35 en ce sens que les tétrodes individuelles sont fixées à des vis, ce qui permet le contrôle fin de la profondeur d’enregistrement de chaque tétrode. Bien que plusieurs caractéristiques de la conception actuelle du micro-entraînement soient uniques, y compris la facilité de cibler les zones cérébrales distribuées spatialement, la principale nouveauté du présent manuscrit est la description de l’implantation chirurgicale et des stratégies de récupération post-chirurgicales, qui permettent des études chroniques de l’activité du réseau chez les souris juvéniles encore en développement. En effet, les méthodologies de chirurgie et de récupération décrites ici pourraient être adaptées pour soutenir d’autres implants chez les souris juvéniles.
Pour maintenir un enregistrement cohérent sur plusieurs jours, les fils ou les sondes doivent être fixés de manière rigide au crâne. Alors que la structure globale du crâne de souris ne subit que des changements mineurs après p20, le crâne s’épaissit considérablement entre les âges p20 et p4536. En effet, le crâne à p20 est insuffisamment rigide pour supporter un implant fixé sans être endommagé. Pour pallier cette limitation biologique, ce protocole épaissit artificiellement le crâne via du cyanoacrylate lors de la chirurgie d’implantation. L’implantation chez des souris plus jeunes que p20 est probablement possible en utilisant cette stratégie, mais le crâne de souris subit des changements de taille et de forme considérables jusqu’à environ p2036. Ainsi, l’implantation pendant de longues périodes chez des souris de moins de p20 n’est pas recommandée car le cyanoacrylate et les vis osseuses fixes dans le crâne encore en développement peuvent avoir un impact significatif sur la croissance naturelle du crâne et le développement du tissu cérébral sous-jacent. Fait important, dans cette étude, aucun impact sur les mesures brutes du crâne ou de la taille du cerveau n’a été observé après une implantation chronique commençant à p20 (Figure 5C).
Une étape critique de la méthode décrite dans ce manuscrit est la stratégie de récupération post-opératoire; Selon cette stratégie, le poids de l’implant doit être continuellement contrebalancé à mesure que la souris mûrit et subit un développement du système musculaire et musculo-squelettique. Tôt après l’implantation, les souris sont incapables de supporter avec succès le poids de l’implant sans contrepoids, ce qui entraîne une malnutrition et une déshydratation car la souris ne peut pas atteindre correctement les sources de nourriture et d’eau dans sa cage. Le système de contrepoids est facile et peu coûteux à construire, trivial à mettre en œuvre et permet aux souris de tout âge implantable d’explorer librement l’intégralité de leur cage domestique, assurant ainsi une nutrition et une hydratation adéquates. À mesure que les souris vieillissent, la quantité de contrepoids peut être réduite jusqu’à ce qu’elle puisse être entièrement éliminée chez les souris adultes; Cependant, l’utilisation continue du système de contrepoids est recommandée pendant toute la durée de l’expérience avec au moins un contrepoids nominal attaché à tout moment. Alors qu’une souris adulte peut être capable de supporter la taille et le poids du micro-drive au fil du temps, le mouvement naturel continu pendant le comportement libre sans contrepoids améliorant produit un couple et une force de cisaillement sur les vis osseuses qui ancrent le micro-drive sur le crâne, ce qui le rend de plus en plus susceptible de se détacher, en particulier lors d’expériences chroniques plus longues.
Deux limites importantes sont à noter pour la présente étude. Tout d’abord, pour évaluer l’impact de l’implantation à p20 sur le développement du crâne et du cerveau, plusieurs cohortes de souris ont été sacrifiées après une implantation prolongée (Figure 5C). Bien que ces analyses n’aient révélé aucun impact significatif de l’implantation sur la taille de la cavité crânienne ou la masse cérébrale (Figure 5C), la présente étude n’a pas examiné la taille du crâne ou la masse cérébrale à plusieurs moments tout au long de la période de développement précoce de p20-p60. Bien que des travaux antérieurs démontrent que le développement de la cavité cérébrale est terminé à p2036, il est possible que l’implantation à cette fenêtre précoce puisse produire des changements imprévus qui sont corrigés ou compensés par les âges adultes qui ont été évalués ici. Deuxièmement, les expériences qui ont produit les données électrophysiologiques présentées à la figure 3 et à la figure 4 n’ont pas été conçues pour maximiser le rendement cellulaire. Ainsi, bien que les données présentées ici démontrent des enregistrements stables et chroniques et des unités individuelles bien isolées, elles ne doivent pas être considérées comme représentatives du rendement potentiel maximal de ce dispositif.
De nombreux troubles neurologiques et psychiatriques humains se manifestent pendant les périodes de développement précoce ou à l’adolescence, y compris l’autisme et la schizophrénie. Cependant, on sait peu de choses sur le dysfonctionnement au niveau du circuit qui peut sous-tendre ces maladies, malgré la pléthore de modèles murins disponibles. L’identification de ces changements initiaux du réseau est essentielle pour créer des stratégies de détection précoce et des paradigmes de traitement. Pourtant, en raison de défis techniques, on ne sait toujours pas comment la fonction du réseau est perturbée tout au long du développement dans des modèles murins de maladies neuropsychiatriques. La stratégie de microentraînement et de rétablissement décrite ici est conçue pour soutenir les recherches sur le développement du réseau cérébral multirégional dans le cerveau de la souris et, ainsi, permettre aux chercheurs de mesurer le développement sain du cerveau ainsi que d’identifier les altérations de ce développement dans les modèles murins de maladie.

Le cerveau subit des changements à grande échelle au cours des fenêtres de développement critiques de l’enfance et de l’adolescence 1,2,3. De nombreuses maladies neurologiques et psychiatriques, y compris l’autisme et la schizophrénie, se manifestent d’abord comportementalement et biologiquement au cours de cette période de développement du cerveau juvénile et adolescent 4,5,6. Bien que l’on en sache beaucoup sur les changements cellulaires, synaptiques et génétiques qui se produisent au début du développement, on en sait relativement peu sur la façon dont les processus au niveau du circuit ou du réseau changent tout au long de cette fenêtre temporelle. Il est important de noter que la fonction cérébrale au niveau du circuit, qui sous-tend finalement les comportements complexes, la mémoire et la cognition, est une propriété émergente non prévisible de la fonction cellulaire et synaptique 7,8,9,10. Ainsi, pour bien comprendre le fonctionnement cérébral au niveau du réseau, il est nécessaire d’étudier directement l’activité neuronale au niveau d’un circuit neuronal intact. En outre, pour identifier comment l’activité cérébrale est modifiée tout au long de la progression des troubles neuropsychiatriques, il est essentiel d’examiner l’activité du réseau dans un modèle de maladie valide pendant la fenêtre temporelle spécifique lorsque les phénotypes comportementaux de la maladie se manifestent et de suivre les changements observés à mesure qu’ils persistent à l’âge adulte.
L’un des organismes modèles scientifiques les plus courants et les plus puissants est la souris, avec un grand nombre de souches génétiques uniques qui modélisent les troubles neurodéveloppementaux avec l’apparition en fonction de l’âge des phénotypes comportementaux et / ou mnémoniques 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 . Bien qu’il soit difficile de corréler des points de temps de développement précis entre les cerveaux des humains et des souris, les comparaisons morphologiques et comportementales indiquent que les souris p20-p21 représentent les âges humains de 2-3 ans, et les souris p25-p35 représentent les âges humains de 11-14 ans, les souris atteignant probablement l’équivalent de développement d’un adulte humain de 20 ans par p603, 22. Ainsi, pour mieux comprendre comment le cerveau juvénile se développe et identifier comment les réseaux neuronaux du cerveau deviennent dysfonctionnels dans des maladies comme l’autisme ou la schizophrénie, il serait idéal de surveiller directement l’activité cérébrale in vivo chez des souris âgées de 20 jours à 60 jours.
Cependant, un défi fondamental dans la surveillance de l’activité cérébrale tout au long du développement précoce chez la souris est la petite taille et la faiblesse relative des souris juvéniles. L’implantation chronique d’électrodes, qui est nécessaire pour les études longitudinales du développement du cerveau, nécessite généralement un boîtier volumineux et encombrant pour protéger les fils d’électrodes fins et les cartes d’interface23,24, et les implants doivent être fermement attachés au crâne de souris, qui est plus mince et moins rigide chez les jeunes souris en raison de l’ossification réduite. Ainsi, pratiquement toutes les études sur la physiologie in vivo des rongeurs ont été réalisées chez des sujets adultes en raison de leur taille relative, de leur force et de l’épaisseur du crâne. À ce jour, la plupart des études explorant la physiologie in vivo du cerveau des rongeurs juvéniles ont été réalisées sur des rats juvéniles de type sauvage, ce qui limite nécessairement la capacité de surveiller expérimentalement la fonction cérébrale juvénile dans un modèle de comportement libre d’un trouble humain 25,26,27,28,29,30.
Ce manuscrit décrit un nouveau boîtier implantaire, une procédure d’implantation chirurgicale et une stratégie de récupération post-chirurgicale pour étudier de manière chronique la fonction cérébrale in vivo à long terme (jusqu’à 4 semaines ou plus) de souris juvéniles sur une fenêtre temporelle critique pour le développement (p20 à p60 et au-delà). La procédure d’implantation permet l’apposition fiable et permanente des électrodes sur le crâne de souris juvéniles. De plus, la conception du micro-entraînement est légère, car ce micro-entraînement pèse ~ 4-6 g lorsqu’il est complètement assemblé, et en raison du contrepoids minimal requis pour compenser le poids de l’implant, il n’a pas d’impact sur les performances comportementales des souris juvéniles au cours des paradigmes comportementaux typiques.

<table><tbody><tr><td>LED de suivi vidéo 10 V</td><td>Neuralynx</td><td>HS-LED-Rouge/Vert-omni-10V</td><td>À utiliser avec des préamplificateurs de scène de tête qui contiennent des prises LED à des fins de suivi de mouvement</td></tr><tr><td>Carte EIB 16TT</td><td>Neuralynx</td><td>EIB-36-16TT</td><td>Carte d’interface électronique - connecteur omnétique</td></tr><tr><td>Préamplificateur de scène de tête 16TT</td><td>Neuralynx</td><td>HS-36-LED</td><td>Amplificateur de signal Omnetics 44 sockets entre la carte EIB et le câble d’attache pour les applications d’enregistrement ; comprend des connecteurs pour la tête LED à des fins de suivi des mouvements</td></tr><tr><td>Baby-Mixter hemostat</td><td>FST</td><td>13013-14</td><td>Fine curved hemostat</td></tr><tr><td>Vis d’ancrage osseuse</td><td>Stoelting</td><td>51457</td><td>Utilisé pour fixer la carte EIB au corps d’entraînement principal</td></tr><tr><td>Burpenorphine</td><td>ZooPharm</td><td>Lot #BERLAB0.5-221207</td><td>Burpenorphine (0,5 mg/mL) quantité de 5mL</td></tr><tr><td>Câble d’attache</td><td>Neuralynx</td><td>HS-36 Litz </td><td>Attache légère à fil blindé pour les étages omnétiques ; options de longueur de 1 m/2 m/3 m/5 m</td></tr><tr><td>Carprofène/Rimadyl</td><td>Bio-Serve</td><td>MD150-2</td><td>Agent anti-inflammatoire postopératoire</td></tr><tr><td>Résine transparente v4</td><td>Formlabs</td><td>FLGPGR04</td><td>Résine liquide photopolymérisée par imprimante 3D pendant le processus d’impression 3D</td></tr><tr><td>Vis personnalisée (navette)</td><td>Advanced Machining and Tooling, Inc.</td><td></td><td>Vis personnalisées usinées et filetées sur mesure</td></tr><tr><td>Composant liquide en acrylique dentaire</td><td>Matériau de prothèse dentaire</td><td>Teets Lot# 329801</td><td>composant liquide du matériau de prothèse (voir ci-dessus)</td></tr><tr><td>Composant en poudre acrylique dentaire</td><td>Matériau de prothèse dentaire Teets</td><td>Lot# 583987</td> <td>matériau de prothèse « durcissable à froid », méthacrylate de méthyle ; mélangé à un composant liquide pour l’application pour fixer l’appareil d’enregistrement en place</td></tr><tr><td>DietGel Boost</td><td>ClearH2O</td><td>72-04-5022</td><td>Complément alimentaire riche en calories pour souris jeunes/en convalescence</td></tr><tr><td>Digital Lynx 16SX</td><td>Neuralynx</td><td>DigitalLynx 16SX Base</td><td>Appareil d’enregistrement principal avec 16 emplacements pour carte combo pour jusqu’à 512 canaux d’enregistrement</td></tr><tr><td>Ciseaux Dissector - lames lourdes</td><td>FST</td><td>14082-09</td><td></td></tr><tr><td>Divers Dumont #5 pince à revêtement céramique</td><td>FST</td><td>11252-50</td><td>Pince à tétrode pour #5SF à tétrode</td></tr><tr><td></td><td>FST</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Pince à #5SF</td> polyvalente <td>pour</td><td></td><td></td></tr> utilisation chirurgicale <tr><td>polyvalente Dumont #7 (courbée)</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr>Divers Pince à dents fines (courbées)FST 11274-20<td>Diverses pinces fines Dumont #7 (courbées)</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td>Utilisation chirurgicale polyvalente</td></tr><tr><td>EIB-36 Adaptateur de placage</td><td>Neuralynx</td><td>EIB-36 Utilisation</td><td>du placage/montage</td></tr><tr><td>Adaptateur de placage EIB-36</td><td>Neuralynx</td><td>EIB-36 Accessoire</td><td>stéréotaxique pour l’abaissement de l’entraînement sur le crâne pendant l’opération</td></tr><tr><td>Euthasol</td><td>Virbac</td><td>710101</td><td>Pentobarbital sodique pour l’euthanasie</td></tr><tr><td>Ciseaux de Bonn extra fins</td><td>FST</td><td>14083-38</td><td>Divers</td></tr><tr><td>Extra fin Pince Graefe</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>Petite pince dentelée droite</td></tr><tr><td>Pince Graefe extra fine</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>Petite pince dentelée droite</td></tr><tr><td>Hémostatiques fins</td><td>FST</td><td>13006-12</td><td>Hémostatiques fins</td></tr><tr><td>Ciseaux fins- CeramaCut</td><td>FST</td><td>14958-09</td><td>Découpe à la tétrode</td></tr><tr><td>Ciseaux fins- ToughCut</td><td>FST</td><td>14058-09</td><td>Divers</td></tr><tr><td>Form 3+</td><td>Formlabs</td><td>PKG-F3-P-WS-SVC-BASIC Imprimante</td><td>3D pour la fabrication de toutes les pièces/matériaux imprimés ; imprimante 3D stéréolithographique à faible force (LFS)</td></tr><tr><td>Super colle gel</td><td>Loctite</td><td>1363589</td><td>Diverses étapes</td></tr><tr><td>Pince Graefe</td><td>FST</td><td>11049-10</td><td>Petite pince dentelée coudée</td></tr><tr><td>Fil de terre</td><td>A-M Systems</td><td>Lot# 582335</td><td>Fil nu en acier inoxydable, .005" de diamètre, recuit, 100 pieds</td></tr><tr><td>Gel dépilatoire</td><td>Générique</td><td>Disponible dans le commerce</td><td>Pour l’épilation préopératoire des poils du haut de la tête de souris</td></tr><tr><td>Pistolet thermique</td><td>Dewalt</td><td>D26960K</td><td>Fusion de tétrode après filage</td></tr><tr><td>Kit de cautérisation à haute température</td><td>FST</td><td>18010-00</td><td>Pour une utilisation avec de la cire d’os le cas échéant</td></tr><tr><td>Stérilisateur à billes chaudes</td><td>FST</td><td>18000-45</td><td>Appareil de stérilisation électrique pour la stérilisation ad hoc des instruments pendant les interventions chirurgicales</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Covetrus</td><td>11695067771</td><td>Anesthsie liquide isoflurane standard pour utilisation dans un vaporisateur d’isoflurane jusqu’à max 5</td></tr><tr><td> %Alcool isopropylique 91 %</td><td>Générique</td><td>Disponible dans le commerce Pour la</td><td>procédure de stérilisation préopératoire standard</td></tr><tr><td>Vis à bijoux (vis à os pour souris juvéniles)</td><td>Component supply co.</td><td>MX-000120-02SFL</td><td>Vis à métaux S/S #000-120 x 1/8'' tête filister, entraînement à fente</td></tr><tr><td>Ciseaux LaGrange</td><td>FST</td><td>14173-12</td><td></td></tr><tr><td>Divers Grand tube en polyimide</td><td>Nordson medical</td><td>Lot # 13564</td><td>Tube en polyimide - diamètre intérieur 0.0071 » ; diamètre extérieur 0.0115 » ; longueur 36"</td></tr><tr><td>Super colle liquide</td><td>Loctite</td><td>1365882</td><td>Diverses étapes</td></tr><tr><td>Micro perceuse</td><td></td><td>Foredom K.1070</td><td>K.1070 kit de micromoteur rotatif à grande vitesse ; avec boîtier de commande, pince 3/32", pédale de commande à vitesse variable, berceau de pièce à main ; adaptable stéréottiquement ; 100&ndash ; 115 V utilisation</td></tr><tr><td>Micro-fraise de foret (0,5 mm+)</td><td>FST</td><td>19007-05/07/09</td><td>Craniotomie</td></tr><tr><td>Huile minérale</td><td>Sigma</td><td>Pcode 1002076577 ; M5904-500mL</td><td>Différentes étapes</td></tr><tr><td>Huile minérale</td><td>Sigma</td><td>Pcode 1002076577 ; M5904-500mL</td><td>À utiliser pour maintenir les trous de craniotomie ouverts</td></tr><tr><td>Tournevis miniature à tête plate</td><td>FST</td><td>30051-10</td><td>Insertion/serrage des vis à os</td></tr><tr><td>Neosporin Triple Pommade antibiotique</td><td>Johnson & Johnson</td><td>512373700</td><td>Pommade antibiotique</td></tr><tr><td>Omnetics 44 socket nano connector</td><td>Neuralynx Neuralynx</td><td>part #A70427-801</td><td>NONSTANDARD ITEM- omnetics 44 socket (femelle) double rangée de connecteur nano à jambe droite avec 2 broches de guidage (mâle) pour une utilisation avec un appareil de contrepoids sur mesure</td></tr><tr><td>Platine 10 % fil d’iridium</td><td>California fil fin</td><td>MO# M374710</td><td>Fil d’enregistrement fin filé en tétrodes pour une utilisation pendant l’enregistrement à l’aide de la station d’assemblage terode et du spinner 2.0 (voir ci-dessous) ; MANTEAU HML NATRL VG BOND ; TAILLE .0007 X 200FT</td></tr><tr><td>Solution de placage noir Platinum</td><td>Neuralynx</td><td>Solution de placage noir Platinum</td><td>Placage</td></tr><tr><td>Fond de cage en polycarbonate</td><td>Thomas Scientific/Maryland plastics</td><td>1113M35 ; n° fabricant : E0270</td><td>Fond de cage standard ; peut être équipé d’un appareil en treillis métallique sur le dessus qui contient nourriture + bouteille d’eau pour souris non implantées</td></tr><tr><td>Dessus de cage en polycarbonate avec microfiltre N10</td><td>Ancare</td><td>N/A</td><td>Dessus de cage standard à modifier avec un tuyau en PVC pour appareil de contrepoids</td></tr><tr><td>Povidone iode 10</td><td> %Générique</td><td>Disponible dans le commerce</td><td>Pour la procédure de stérilisation préopératoire standard</td></tr><tr><td>Tuyau en PVC</td><td>Pipe Charlotte</td><td>N/A</td><td>1/2" x 600 PSI schedule 40 tuyau en PVC blanc ; pour utilisation/assemblage dans un appareil de contrepoids pendant la récupération de la souris</td></tr><tr><td>Lames de scalpel - #4</td><td>FST</td><td>10060-00</td><td>Incision utilisation</td></tr><tr><td>Poignée de scalpel - #4 anatomie macroscopique</td><td>FST</td><td>10060-13</td><td>Utilisation de l’incision</td></tr><tr><td>Goupille auto-agrippante et pince à vis à os</td><td>FST</td><td>26100-00</td><td>Support pour vis d’os et de terre lors de l’insertion dans le crâne</td></tr><tr><td>Petites broches EIB</td><td>Neuralynx</td><td>Petites broches EIB</td><td>Fixation des fils de tétrode à la carte EIB</td></tr><tr><td>Petit tube en polyimide</td><td>Nordson medical</td><td>Lot # 19102423</td><td>Tube en polyimide - diamètre intérieur 0.004'' ; diamètre extérieur 0.0044'' ; longueur 36"</td></tr><tr><td>SolidWorks</td><td>Dassault Systemes</td><td>Programme</td><td>de CAO 3D pour la conception de micro-entraînements</td></tr><tr><td>Spatule et sonde</td><td>FST</td><td>1090-13</td><td>Applicateur pour vaseline/huile minérale + utilisation en option pour le redressement ad hoc de la tétrode</td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort- 8 mm</td><td>FST</td><td>15024-10</td><td>Ciseaux pour incisions des tissus crâniens</td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort- 8 mm</td><td>FST</td><td>15024-10</td><td>Incisions initiales</td></tr><tr><td>Pince à motif standard</td><td>FST</td><td>11000-12</td><td>Grande pince dentelée</td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux - tranchant-émoussé</td><td>FST</td><td>14001-12</td><td></td></tr><tr><td>Divers Ciseaux chirurgicaux - ToughCut</td><td>FST</td><td>14054-13</td><td></td></tr><tr><td>Divers Station de montage Tetrode</td><td>Neuralynx</td><td>Station de montage Tetrode</td><td>Assemblage Tetrode</td></tr><tr><td>Spinner 2.0</td><td>Neuralynx</td><td>Tetrode spinner 2.0</td><td>Tetrode Assembly</td></tr><tr><td>Epoxy en deux parties</td><td>de la marque Gorilla</td><td>4200102</td><td>Diverses étapes</td></tr></tbody></table>

implant d’entraînement léger pour enregistrements de tétrodes chroniques chez des souris juvéniles

A Lightweight Drive Implant for Chronic Tetrode Recordings in Juvenile Mice

L’électrophysiologie in vivo fournit un aperçu inégalé de la dynamique des circuits de sous-seconde du cerveau intact et représente une méthode d’une importance particulière pour l’étude de modèles murins de troubles neuropsychiatriques humains. Cependant, de telles méthodes nécessitent souvent de grands implants crâniens, qui ne peuvent pas être utilisés chez la souris au début du développement. En tant que tel, pratiquement aucune étude de physiologie in vivo n’a été réalisée sur des souris nourrissons ou juvéniles se comportant librement, malgré le fait qu’une meilleure compréhension du développement neurologique dans cette fenêtre critique fournirait probablement des informations uniques sur les troubles du développement liés à l’âge tels que l’autisme ou la schizophrénie. Ici, une conception de micro-entraînement, une procédure d’implantation chirurgicale et une stratégie de récupération post-chirurgicale sont décrites qui permettent des enregistrements chroniques sur le terrain et à une seule unité de plusieurs régions du cerveau simultanément chez les souris à mesure qu’elles vieillissent du jour postnatal 20 (p20) au jour postnatal 60 (p60) et au-delà, une fenêtre temporelle correspondant à peu près à l’âge humain de 2 ans à l’âge adulte. Le nombre d’électrodes d’enregistrement et de sites d’enregistrement finaux peut être facilement modifié et étendu, permettant ainsi un contrôle expérimental flexible de la surveillance in vivo des régions cérébrales pertinentes pour le comportement ou la maladie tout au long du développement.

Le protocole décrit ci-dessus a été utilisé pour enregistrer simultanément des signaux potentiels de champ local et des unités uniques de plusieurs zones du cerveau chez la souris, avec des enregistrements quotidiens effectués chez les mêmes souris de p20 à p60. Sont rapportés ici des enregistrements électrophysiologiques représentatifs de deux souris et une histologie post-expérience démontrant les emplacements d’enregistrement finaux.
Implantation chirurgicale du micro-drive chez des souris p20 Un micro-entraînement (Figure 1) a été construit (Figure 2) et implanté chirurgicalement dans une souris p20, comme décrit ci-dessus. Immédiatement après l’opération, la souris a été attachée au système de contrepoids (Figure 2G-I) et laissée récupérer. Une fois la souris complètement mobile, le micro-entraînement a été branché sur un système d’enregistrement électrophysiologique in vivo. Les câbles reliant le micro-entraînement à l’appareil d’enregistrement étaient suspendus au-dessus de la souris. Des enregistrements électrophysiologiques (32 kHz) ont été obtenus sur tous les canaux pendant 1 h pendant que la souris se comportait naturellement dans sa cage d’origine. Après l’enregistrement, la souris a été débranchée du système d’enregistrement, rattachée au système de contrepoids et renvoyée au vivarium avec un accès gratuit à l’eau et au chow.
Enregistrement quotidien de l’activité neuronale Des enregistrements électrophysiologiques ont été obtenus quotidiennement pendant plusieurs semaines pour permettre la surveillance chronique de la même région du cerveau à travers les fenêtres de développement critiques de p20-p60. Les échantillons bruts de potentiels locaux (LFP) provenant des enregistrements chroniques sont présentés à la figure 3A,C. Des unités individuelles isolées ont été obtenues simultanément à partir de plusieurs tétrodes (figure 3B). Des unités avec des formes d’onde similaires ont été identifiées sur plusieurs jours (figure 3B, milieu et droite), mais en raison de la dérive potentielle de l’électrode d’enregistrement, il n’a pas été possible d’affirmer avec certitude que la même unité était identifiée sur plusieurs jours. Chez une souris séparée implantée à p20 et enregistrée quotidiennement pendant plusieurs semaines, l’activité neuronale a été examinée sur une tétrode ciblant la région dorsale CA1. Des ondulations de grande amplitude et des unités individuelles bien isolées ont été identifiées chaque jour de l’enregistrement (figure 4). Ces données indiquent que des enregistrements électrophysiologiques in vivo stables et de haute qualité pourraient provenir de la même souris au début du développement.
Confirmation histologique des sites d’enregistrement et de l’impact sur le développement de l’implantation chronique Après la dernière journée d’enregistrement, la souris a été soigneusement anesthésiée par anesthésie à l’isoflurane suivie d’une injection létale de pentobarbital sodique, et un courant a été passé à travers les extrémités des électrodes pour produire de petites lésions aux sites d’enregistrement. La coupe histologique post-expérience du cerveau de la souris a permis de visualiser les sites d’enregistrement finaux (Figure 5A,B). Dans une cohorte distincte, trois souris mâles et trois souris femelles ont été implantées chirurgicalement à p20 comme décrit ci-dessus. Un nombre égal de compagnons de portée ont été laissés non implantés et maintenus dans des conditions de logement identiques. Les souris ont été sacrifiées à p62 (6 semaines après la chirurgie pour la cohorte implantée). Les crânes ont été soigneusement nettoyés et des mesures externes ont été prises de la distance bregma-lambda (Figure 5C, en haut à gauche) et de la largeur maximale externe du crâne au lambda (Figure 5C, en haut à droite). Une incision a été faite le long de la ligne médiane du crâne, et la moitié du crâne a été retirée pour exciser le cerveau pour la mesure de la masse (Figure 5C, en bas à droite). La hauteur de la cavité crânienne au niveau du bregma a été mesurée à partir de la moitié du crâne intacte (Figure 5C, en bas à gauche). Aucune mesure n’était significativement différente entre les cohortes implantées et non implantées (test de somme de rang de Wilcoxon), indiquant que l’implantation à long terme, à partir de p20, n’a pas d’impact brut sur le développement naturel du crâne ou du volume cérébral.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig01.jpg"> Figure 1 : Composants des micro-entraînements. Rendus tridimensionnels du (A) corps du micro-entraînement, (B) canule, (C) cône, (D) couvercle, (E) attaches à vis et (F) vis avançant la tétrode. Les caractéristiques critiques de chaque composant sont indiquées. Les détails de mesure peuvent être extraits des fichiers de modèles disponibles à https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive/. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig02.jpg"> Figure 2 : Construction des microentraînements. (A) Vue latérale et (B) vue supérieure de la vis d’avancement de la tétrode avec les attaches de vis supérieure et inférieure connectées. (C) Vue latérale et (D) vue de dessus du microentraînement avec le corps et la canule attachés et le grand tube en polyimide traversant chaque trou de canule et fixé au fond de la canule. (E) Vue latérale du micro-entraînement avec les vis et le petit tube en polyimide en place. Le dessus des petits tubes en polyimide est coupé immédiatement avant le chargement des tétrodes. (F) Micro-entraînement complet fixé à l’appareil stéréotaxique. Le cône de protection qui entourerait normalement le micro-entraînement a été retiré à des fins de visualisation. Notez que certains des accessoires à vis ont été imprimés dans une résine noire pour ce micro-entraînement. G) Système de soutien à contrepoids. (H) Vue latérale et (I) de dessus d’une cage à souris avec le système de support de contrepoids attaché. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig03.jpg"> Figure 3 : Enregistrements électrophysiologiques représentatifs. Une souris p20 a été implantée avec un micro-entraînement comme décrit ci-dessus. À partir de p21 et tous les jours par la suite pendant 2 semaines, la souris a été attachée à l’appareil d’enregistrement et l’activité neuronale a été enregistrée pendant au moins 1 h. (A) Enregistrements bruts du potentiel de champ local (LFP) du bilatéral (L = gauche; R = droite) cortex cingulaire antérieur (ACC), aire hippocampique CA3 (CA3) et aire hippocampique CA1 (CA1). Les données étaient recueillies tous les jours; Pour plus de clarté, seules les données des jours impairs sont affichées. Toutes les traces ont été prises pendant les périodes d’immobilité dans la cage familiale. Barre d’échelle: 1 mV, 2 s. (B) Unités individuelles représentatives isolées de la zone de l’hippocampe CA3 (à gauche) et CA1 (à droite) pour les enregistrements du panneau A. Toutes les formes d’onde brutes sur chaque électrode sont montrées en noir; La moyenne est en rouge. Barre d’échelle: 50 μV, 0,2 ms. (C) Traces LFP brutes représentatives tous les 10 jours jusqu’au dernier jour d’enregistrement à p60 pour une deuxième souris implantée à p20. Les données étaient recueillies tous les jours; Pour plus de clarté, seules les données de tous les 10 jours sont affichées. Toutes les traces ont été prises pendant les périodes d’immobilité dans la cage domestique. Barre d’échelle: 1 mV, 2 s. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig04.jpg"> Graphique 4. Stabilité des enregistrements chroniques. Une souris p20 a été implantée avec un micro-entraînement, comme décrit ci-dessus. À partir de p21 et ensuite pendant 4 semaines, la souris a été attachée à l’appareil d’enregistrement et l’activité neuronale a été enregistrée pendant au moins 1 h. Les données des tétrodes ciblant l’hippocampe dorsal CA1 sont présentées. (A) LFP brut (en haut) et filtré par ondulation (en bas) pour les événements d’ondulation identifiés à p21, p30 et p40. Pour identifier les événements d’ondulation, le LFP brut a été filtré passe-bande entre 125 Hz et 300 Hz, et les événements d’ondulation ont été identifiés comme des augmentations transitoires de la puissance de la bande d’ondulation supérieures à 3 écarts-types au-dessus de la moyenne. Le début et la fin de chaque ondulation ont été définis comme le point où la puissance de la bande d’ondulation est revenue à la moyenne. Les ondulations identifiées sont indiquées en rouge. Barre d’échelle : 100 ms, de haut en bas : 1 000 μV, 140 μV, 1 800 μV, 180 μV, 9 000 μV, 1 200 μV, 10 000 μV, 1 000 μV. (B) Une unité unique représentative de chaque jour à partir de la tétrode ciblée CA1 pour les enregistrements dans le panneau A. Toutes les formes d’onde brutes sur chaque électrode sont montrées en noir; La moyenne est en rouge. Barre d’échelle 0,2 ms, de haut en bas: 50 μV, 100 μV, 100 μV. (C) Autocorrelogramme de toutes les pointes pour les unités individuelles du panneau B. Ces données démontrent un placement stable des électrodes dans la couche pyramidale de l’hippocampe sur plusieurs semaines. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig05.jpg"> Figure 5 : Histologie représentative et impact sur le développement du crâne. Une souris p20 a été implantée avec un micro-entraînement, comme décrit ci-dessus. Après la dernière journée d’enregistrement sur p60, des lésions électrolytiques ont été produites sur les sites d’enregistrement et le cerveau a été perfusé avec 4% de paraformaldéhyde. Pour identifier les sites d’enregistrement, des sections de 50 μm ont été produites. (A) Lésions dans CA1 et CA3 de l’hippocampe. La pointe de flèche indique le site d’enregistrement CA3; la double flèche indique le site d’enregistrement CA1. Barre d’échelle: 0,5 mm. (B) Lésions dans le CCA bilatéral. Les pointes de flèches indiquent les sites d’enregistrement ACC. Barre d’échelle: 0,5 mm. (C) Mesures de la taille du crâne et de la masse cérébrale de souris p62 implantées avec un micro-entraînement à p20 (gris) et de compagnons de portée non implantés (blanc). La valeur p du test de somme de rang de Wilcoxon est indiquée pour chaque mesure. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Ici, nous décrivons une conception de micro-entraînement, une procédure d’implantation chirurgicale et une stratégie de récupération post-chirurgicale qui permettent des enregistrements chroniques sur le terrain et à une seule unité de plusieurs régions du cerveau simultanément chez des souris juvéniles et adolescentes à travers une fenêtre de développement critique du jour postnatal 20 (p20) au jour postnatal 60 (p60) et au-delà.

Implant d’entraînement léger pour enregistrements de tétrodes chroniques chez des souris juvéniles

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of ...

Nous sommes intéressés à comprendre comment le cerveau fonctionne au niveau du réseau. Cette méthode est notre tentative d’explorer le développement de réseaux cérébraux pour identifier les altérations du développement dans les maladies dépendantes de l’âge comme l’autisme, la schizophrénie ou le trouble bipolaire. La technologie de sonde au silicium fournit une méthode plus simple et plus cohérente pour enregistrer l’activité du réseau in vivo.Mais malgré cela, les enregistrements tétra chroniques offrent certains avantages par rapport aux sondes en silicium, tels que l’enregistrement simultané sur une distribution spatiale plus large des régions du cerveau. Les enregistrements chroniques posent un défi unique à l’électrophysiologie in vivo en raison de plusieurs facteurs, notamment la gliose sur les sites d’enregistrement, le mouvement du site d’enregistrement au fil du temps ou la défaillance de la méthode de fixation. Nos travaux récents ont démontré que les balayages codés par l’oscillation thêta de l’hippocampe pendant le mouvement actif de l’animal toutes les cent millisecondes environ avancent de manière itérative, évaluant prospectivement les états futurs possibles et évaluant rétrospectivement les actions antérieures.La réalisation de ces enregistrements in vivo chez des souris juvéniles pose plusieurs défis d’ingénierie en raison de la petite taille des souris, de leur faiblesse relative et du manque de développement de leur crâne. Notre méthodologie surmonte ces limites et nous permet d’enregistrer quotidiennement l’activité quotidienne au niveau du réseau dans le cerveau de souris en développement. En plus d’enregistrer de façon chronique chez des souris juvéniles, notre méthode nous permet d’enregistrer jusqu’à 16 régions cérébrales bilatérales distinctes, quelle que soit la relation spatiale de ces régions.Ces développements nous permettront d’identifier comment les réseaux établissent une communication fonctionnelle entre les développements, à la fois dans le cerveau sain et dans les modèles murins de troubles neurodéveloppementaux, comme les troubles du spectre autistique.

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Dans ce protocole, nous démontrons comment fabriquer une gamme de micro-disque pour les maladies chroniques des enregistrements électrophysiologiques chez le rat.

Micro-drive tableau pour les maladies chroniques In vivo Enregistrement: Disque de fabrication

Dans ce protocole, nous montrer comment fabriquer et tétrodes condition pour une utilisation avec un éventail de micro-disque, qui a été conçu pour les enregistrements électrophysiologiques chroniques chez le rat. De plus, nous illustrons les étapes finales de la construction de micro-array disque, qui comprend l'installation de câbles de terre et d'un cône de protection.

Micro-drive tableau pour les maladies chroniques In vivo Enregistrement: Assemblée Tétrode

La conception, la fabrication et l'assemblage d'un microdrive ultra-léger motorisé est décrit. Le dispositif fournit une solution rentable et facile à utiliser pour les enregistrements chroniques d'unités simples dans les petits animaux au comportement.

Conception et montage d&#39;un Microdrive ultra-léger motorisé pour des enregistrements de neurones chroniques chez les petits animaux

La conception et l'assemblage de micromoteurs pour des enregistrements électrophysiologiques in vivo des signaux du cerveau de la souris est décrite. En attachant des faisceaux de microélectrodes aux transporteurs carrossables robustes, ces techniques permettent des enregistrements de neurones à long terme et stable. Le design léger permet une performance comportementale sans restriction par l'animal implantation d'entraînement suivant.

Construction de tableaux Microdrive pour les enregistrements de neurones chroniques chez la souris Behaving Awake

Nous présentons la construction d’un hyperdrive 3D-imprimable avec dix-huit tétrodes réglables indépendamment. L’hyperdrive est conçu pour enregistrer l’activité cérébrale en comportement librement des rats sur une période de plusieurs semaines.

Construction d’un Hyperdrive tétrode multi amélioré pour un enregistrement neuronaux à grande échelle en comportement des Rats

Ce protocole décrit la construction d'un réseau hybride de micropropulsion qui permet l'implantation de neuf tétrodes réglables indépendamment et d'une sonde opto-silicium réglable dans deux régions du cerveau chez des souris en mouvement libre. Une méthode de récupération et de réutilisation sécuritaire de la sonde opto-silicium à des fins multiples est également démontrée.

Système hybride de micropropulsion avec sonde opto-Silicon récupérable et tetrode pour l'enregistrement à haute densité de dual-Site dans les souris en mouvement libre

Ici, nous présentons un implant unique, imprimable en 3D, pour les rats, nommé TD Drive, capable d’enregistrements symétriques et bilatéraux de fils-électrodes, actuellement dans jusqu’à dix zones cérébrales distribuées simultanément.

Le TD Drive : un implant paramétrique open-source pour les enregistrements électrophysiologiques multi-zones chez les rats en comportement et endormis

Ici, nous présentons un système d’implant de sonde léger et rentable pour l’électrophysiologie chronique chez les rongeurs, optimisé pour la facilité d’utilisation, la récupération de la sonde, la polyvalence expérimentale et la compatibilité avec le comportement.

L’implant DREAM : un système d’implant léger, modulaire et économique pour l’électrophysiologie chronique chez les souris fixées à la tête et au comportement libre

La préparation de coupes de cerveau de courte durée isolé hippocampes, ainsi que les enregistrements électrophysiologiques simultanées d'astrocytes et les neurones...

Deux enregistrements électrophysiologiques des synapses-réponses évoquées astrogliales et neuronales aiguës dans des coupes d&#39;hippocampe

Nous présentons la conception et l'assemblage des casques miniaturisés adaptés pour remplacer un oiseau chanteur de rétroaction auditive naturelle avec un signal acoustique manipulé. En ligne de matériel de traitement du son est utilisée pour manipuler la sortie chanson, d'introduire en temps réel des erreurs dans rétroaction auditive via le casque, et conduire l'apprentissage moteur vocal.

Un léger Casque-based System pour manipuler Rétroaction sonore chez les oiseaux chanteurs

Apprenez à réaliser des enregistrements chroniques de tétrodes chez des souris juvéniles grâce à un micro-drive léger. Cette méthode permet d'étudier l'activité des réseaux neuronaux et les troubles du neurodéveloppement.

Implant d’entraînement léger pour enregistrements de tétrodes chroniques chez des souris juvéniles

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