Name: Une procédure pour la cryosection du ganglion de la racine dorsale de la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-09T13:50:00.000+00:00
Duration: 4 min 20 s
Description: Découvrez une méthode de cryosection pour obtenir des coupes plates et intactes de ganglions de la racine dorsale de souris. Cette technique standardisée facilite les études d'immunohistochimie en neurosciences.

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Pour la présente étude, les expériences sur les animaux ont été approuvées par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’UCSF et ont été menées conformément au guide des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Des souris mâles et femelles C57BL/6 adultes, âgées de 8 à 12 semaines (élevées en interne) ont été utilisées ici.
1. Préparation de l’échantillon DRG
<ol><li>Anesthésier les souris avec 2,5 % d’Avertin (voir le tableau des matériaux). Assurer une anesthésie adéquate par l’absence de réponse à la stimulation douloureuse. Perfuser les animaux par voie transcardique avec 1x solution saline tamponnée au phosphate (PBS) suivie de 4% de formaldéhyde, comme décrit précédemment14,15,16.</li>
	<li>Disséquer le tissu DRG de la moelle épinière, comme décrit précédemment14,15,16.</li>
	<li>Post-fixer les DRG disséqués dans du formaldéhyde à 4 % pendant 3 h à température ambiante.</li>
	<li>Mettez les DRG dans 30 % de saccharose dans du PBS à 4 °C pendant la nuit.</li>
	<li>Préparation de la température de coupe optimale (OCT) de la base<ol><li>Ajouter le composé OCT (voir le tableau des matériaux) pour couvrir la surface supérieure du bloc d’aluminium et congeler à -20 °C pendant 5 à 10 minutes (figure 1A).</li>
		<li>Coupez le haut de l’OCT à l’aide du cryostat (voir Tableau des matériaux) à 30 μm d’épaisseur jusqu’à ce que sa surface soit plane comme l’OCT de base (Figure 1B).</li>
		<li>Faites une marque en bas (position six heures) de l’OCT de base pour marquer son orientation, avant de retirer le bloc d’aluminium du cryostat (Figure 1C).</li>
		<li>Dans les étapes suivantes, maintenez la marque à la position six heures pour conserver la même orientation, ce qui peut conduire à l’obtention d’un plus grand nombre de sections de l’échantillon DRG. REMARQUE : Si l’orientation est perdue et que l’échantillon DRG est coupé à un angle différent, l’échantillon DRG ne peut pas être coupé complètement de haut en bas, ce qui laissera certains échantillons laissés de côté sur l’OCT de base et gaspillés, car l’OCT de base sera rencontré lors de la tentative de coupe de l’échantillon DRG (Figure 1C).</li>
	</ol></li>
	<li>Exécution de l’intégration OCT des DRG<ol><li>Séchez le tissu DRG avant de le mettre sur l’OCT.<ol><li>Avant d’ajouter le DRG sur le bloc, assurez-vous d’éliminer la solution de saccharose/PBS à 30 % autour de l’échantillon.</li>
			<li>Séchez l’échantillon DRG en le plaçant sur une boîte de Pétri sèche (Figure 2A) et en le déplaçant d’un endroit à un autre deux ou trois fois avec une pince à épiler sèche (Figure 2B).</li>
			<li>Séchez la pince à épiler avec un mouchoir non pelucheux avant de déplacer un autre échantillon de DRG (Figure 2C).</li>
		</ol></li>
		<li>Placez le DRG sec sur l’OCT de base.<ol><li>À l’aide d’une pince à épiler sèche, placez le DRG sec sur l’OCT de base à la position 12 heures (Figure 1D).</li>
			<li>Gardez au moins 5 mm entre le bord supérieur du DRG et le bord supérieur de l’OCT de base.</li>
			<li>Placez la partie dorsale du DRG à la position 12 heures et la partie ventrale à la position six heures (Figure 1D).</li>
		</ol></li>
		<li>Intégrez le tissu DRG avec l’OCT.<ol><li>Ajouter plus d’OCT pour couvrir l’ensemble de l’échantillon DRG dans une forme ronde ou ovale, avec le DRG au centre (Figure 1E).</li>
			<li>Assurez-vous que le bord supérieur de l’OCT recouvre le DRG au niveau du bord supérieur de l’OCT de base (Figure 1F), car cela facilite le transfert de la section sur la lame de verre (Figure 3A). REMARQUE : Si l’OCT du couvercle se trouve au milieu de l’OCT de base, le bord supérieur de l’OCT de base bloquera la lame de verre pour recueillir la section (Figure 3B).</li>
			<li>Congeler l’échantillon OCT et DRG du couvercle à -20 °C pendant encore 5 minutes (Figure 1G). Ne coupez pas l’OCT autour de l’échantillon DRG.</li>
			<li>Coupez le haut de la couverture OCT à une épaisseur de 30 μm jusqu’à ce que le DRG soit visible.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>2. Cryosection du DRG
<ol><li>Modifiez l’épaisseur de la section du cryostat à 12 μm pour couper des sections DRG sur la lame (Figure 1H).</li>
	<li>Tenez la section OCT en bas avec un petit pinceau refroidi à -20 °C. REMARQUE : Il est important de ne pas couper complètement toute la section, mais de laisser 1 à 3 mm non coupés (Figure 1I).</li>
	<li>À l’aide de l’extrémité d’une pince à épiler à température ambiante, touchez doucement le bas (position six heures) de la section afin qu’elle adhère à la surface de la plate-forme (Figure 1J). Cela empêche la section de se courber en rouleau, ce qui rend difficile la collecte de la section sur la glissière. REMARQUE : Lorsque le bas de la section adhère à la surface de la plate-forme et que le haut de la section est toujours connecté à l’OCT du couvercle, la section est de forme plate (Figure 1K), ce qui facilite grandement la collecte de la section sur la diapositive.</li>
	<li>Prenez une lame de verre chargée (voir le tableau des matériaux) et placez-la lentement sur la section. Dès que la section commence à coller à la glissière, tirez doucement la lame vers l’arrière (Figure 1L).</li>
	<li>Suivez le même processus pour placer plus de sections DRG sur la lame sans chevaucher les sections (Figure 1M). Assurez-vous qu’une nouvelle section de DRG n’est pas placée sur l’OCT d’une autre section de DRG (Figure 4), car une telle section ne peut pas rester bien sur la lame et peut être emportée pendant le processus de coloration immunochimique.</li>
</ol>3. Coloration Nissl de la section DRG sur la lame de verre
<ol><li>Lavez les sections pendant 10 min dans du PBS plus 0,1 % de Triton X-10. Ensuite, lavez les sections deux fois avec du PBS.</li>
	<li>Appliquez une teinture Nissl 1 :300 (voir tableau des matériaux) sur la lame et incubez pendant 20 minutes à température ambiante.</li>
	<li>Lavez la section avec du PBS plus 0,1 % de Triton X-100. Ensuite, lavez les sections deux fois avec du PBS pendant 5 min, puis pendant 2 h à température ambiante.</li>
	<li>Appliquer le 4′,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) fluoromount-G (voir le tableau des matériaux) pour recouvrir les sections d’une lamelle.</li>
</ol>

Cryosectionnement du ganglion de la racine dorsale de souris

<ol><li>Guan, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injured+sensory+neuron-derived+CSF1+induces+microglial+proliferation+and+DAP12-dependent+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain.</a> Nature Neuroscience. 19 (1), 94-101 (2016).</li>
<li>Yu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dorsal+root+ganglion+macrophages+contribute+to+both+the+initiation+and+persistence+of+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Dorsal root ganglion macrophages contribute to both the initiation and persistence of neuropathic pain.</a> Nature Communications. 11 (1), 264(2020).</li>
<li>Costa, F. A. L., Moreira Neto, F. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Satellite+glial+cells+in+sensory+ganglia%3A+its+role+in+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Satellite glial cells in sensory ganglia: its role in pain.</a> Brazilian Journal of Anesthesiology. 65 (1), 73-81 (2015).</li>
<li>Noguri, T., Hatakeyama, D., Kitahashi, T., Oka, K., Ito, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profile+of+dorsal+root+ganglion+neurons%3A+study+of+oxytocin+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Brain%22%5BJournal%5D)">Profile of dorsal root ganglion neurons: study of oxytocin expression.</a> Molecular Brain. 15 (1), 44(2022).</li>
<li>Su, P. P., Zhang, L., He, L., Zhao, N., Guan, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+neuro-immune+interactions+in+chronic+pain%3A+implications+for+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pain+Research%22%5BJournal%5D)">The role of neuro-immune interactions in chronic pain: implications for clinical practice.</a> Journal of Pain Research. 15, 2223-2248 (2022).</li>
<li>Esposito, M. F., Malayil, R., Hanes, M., Deer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unique+characteristics+of+the+dorsal+root+ganglion+as+a+target+for+neuromodulation%5BTitle%5D)+AND+%22Pain+Medicine%22%5BJournal%5D)">Unique characteristics of the dorsal root ganglion as a target for neuromodulation.</a> Pain Medicine. 20, S23-S30 (2019).</li>
<li>Chen, X. J., Sun, Y. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+circuit+mechanisms+of+itch%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Central circuit mechanisms of itch.</a> Nature Communications. 11 (1), 3052(2020).</li>
<li>Guan, Z., Hellman, J., Schumacher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contemporary+views+on+inflammatory+pain+mechanisms%3A+TRPing+over+innate+and+microglial+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22F1000Research%22%5BJournal%5D)">Contemporary views on inflammatory pain mechanisms: TRPing over innate and microglial pathways.</a> F1000Research. , (2016).</li>
<li>Boadas-Vaello, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroplasticity+of+ascending+and+descending+pathways+after+somatosensory+system+injury%3A+reviewing+knowledge+to+identify+neuropathic+pain+therapeutic+targets%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Neuroplasticity of ascending and descending pathways after somatosensory system injury: reviewing knowledge to identify neuropathic pain therapeutic targets.</a> Spinal Cord. 54 (5), 330-340 (2016).</li>
<li>Guha, D., Shamji, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dorsal+root+ganglion+in+the+pathogenesis+of+chronic+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">The dorsal root ganglion in the pathogenesis of chronic neuropathic pain.</a> Neurosurgery. 63, 118-126 (2016).</li>
<li>Shorrock, H. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((UBA1%2FGARS-dependent+pathways+drive+sensory-motor+connectivity+defects+in+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">UBA1/GARS-dependent pathways drive sensory-motor connectivity defects in spinal muscular atrophy.</a> Brain. 141 (10), 2878-2894 (2018).</li>
<li>Sleigh, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trk+receptor+signaling+and+sensory+neuron+fate+are+perturbed+in+human+neuropathy+caused+by+Gars+mutations%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Trk receptor signaling and sensory neuron fate are perturbed in human neuropathy caused by Gars mutations.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (16), E3324-E3333 (2017).</li>
<li>Rubio, M. A., Herrando-Grabulosa, M., Gaja-Capdevila, N., Vilches, J. J., Navarro, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+somatosensory+neuron+involvement+in+the+SOD1%28G93A%29+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Characterization of somatosensory neuron involvement in the SOD1(G93A) mouse model.</a> Scientific Reports. 12 (1), 7600(2022).</li>
<li>Sleigh, J. N., West, S. J., Schiavo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+video+protocol+for+rapid+dissection+of+mouse+dorsal+root+ganglia+from+defined+spinal+levels%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Research+Notes%22%5BJournal%5D)">A video protocol for rapid dissection of mouse dorsal root ganglia from defined spinal levels.</a> BMC Research Notes. 13 (1), 302(2020).</li>
<li>Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple%2C+step-by-step+dissection+protocol+for+the+rapid+isolation+of+mouse+dorsal+root+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Research+Notes%22%5BJournal%5D)">A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia.</a> BMC Research Notes. 9, 82(2016).</li>
<li>Perner, C., Sokol, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocol+for+dissection+and+culture+of+murine+dorsal+root+ganglia+neurons+to+study+neuropeptide+release%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protocols%22%5BJournal%5D)">Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release.</a> STAR Protocols. 2 (1), 100333(2021).</li>
<li>Haberberger, R. V., Barry, C., Matusica, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immortalized+dorsal+root+ganglion+neuron+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Immortalized dorsal root ganglion neuron cell lines.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 184(2020).</li>
<li>Pokhilko, A., Nash, A., Cader, M. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+transcriptional+signatures+of+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Common transcriptional signatures of neuropathic pain.</a> Pain. 161 (7), 1542-1554 (2020).</li>
<li>Martin, S. L., Reid, A. J., Verkhratsky, A., Magnaghi, V., Faroni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+changes+in+dorsal+root+ganglia+following+peripheral+nerve+injury%3A+roles+in+inflammation%2C+cell+death+and+nociception%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Regeneration+Research%22%5BJournal%5D)">Gene expression changes in dorsal root ganglia following peripheral nerve injury: roles in inflammation, cell death and nociception.</a> Neural Regeneration Research. 14 (6), 939-947 (2019).</li>
<li>Miller, R. J., Jung, H., Bhangoo, S. K., White, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytokine+and+chemokine+regulation+of+sensory+neuron+function%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+of+Experimental+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Cytokine and chemokine regulation of sensory neuron function.</a> Handbook of Experimental Pharmacology. (194), 417-449 (2009).</li>
<li>Neto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+outgrowth%2C+neuropeptides+expression+and+receptors+tyrosine+kinase+phosphorylation+in+3D+organotypic+cultures+of+adult+dorsal+root+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Axonal outgrowth, neuropeptides expression and receptors tyrosine kinase phosphorylation in 3D organotypic cultures of adult dorsal root ganglia.</a> PLoS One. 12 (7), e0181612(2017).</li>
<li>Nascimento, A. I., Mar, F. M., Sousa, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+intriguing+nature+of+dorsal+root+ganglion+neurons%3A+Linking+structure+with+polarity+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiolology%22%5BJournal%5D)">The intriguing nature of dorsal root ganglion neurons: Linking structure with polarity and function.</a> Progress in Neurobiolology. 168, 86-103 (2018).</li>
<li>Middleton, S. J., Perez-Sanchez, J., Dawes, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+structure+of+sensory+afferent+compartments+in+health+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Anatomy%22%5BJournal%5D)">The structure of sensory afferent compartments in health and disease.</a> Journal of Anatomy. 241 (5), 1186-1210 (2022).</li>
<li>Nguyen, M. Q., von Buchholtz, L. J., Reker, A. N., Ryba, N. J., Davidson, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-nucleus+transcriptomic+analysis+of+human+dorsal+root+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Single-nucleus transcriptomic analysis of human dorsal root ganglion neurons.</a> eLife. 10, e71752(2021).</li>
<li>Usoskin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unbiased+classification+of+sensory+neuron+types+by+large-scale+single-cell+RNA+sequencing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Unbiased classification of sensory neuron types by large-scale single-cell RNA sequencing.</a> Nature Neuroscience. 18 (1), 145-153 (2015).</li>
<li>Hunt, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DRGquant%3A+A+new+modular+AI-based+pipeline+for+3D+analysis+of+the+DRG%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">DRGquant: A new modular AI-based pipeline for 3D analysis of the DRG.</a> Journal of Neuroscience Methods. 371, 109497(2022).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole fournit une procédure simple, étape par étape, pour la section cryostatique du DRG de souris afin d’obtenir des sections DRG de haute qualité sur des lames de manière fiable. Il y a quatre étapes critiques dans ce protocole. Tout d’abord, l’échantillon DRG et la pince à épiler doivent être secs avant de placer l’échantillon DRG sur l’OCT de base. Tout liquide entourant l’échantillon DRG formera une coquille de glace autour de celui-ci, ce qui entraînera la séparation des sections DRG de l’OCT et leur courbur...

Le ganglion de la racine dorsale (DRG) contient les neurones sensoriels primaires, les macrophages tissulaires et les cellules satellites qui entourent les neurones sensoriels primaires 1,2,3,4. Il s’agit d’une structure anatomique clé dans le traitement des signaux inoffensifs et nocifs, et joue un rôle essentiel dans la douleur, les démangeaisons et divers troubles des nerfs périphériques 5,6,7,8,9,10,11,12,13. Bien que plusieurs méthodes aient été mises au point pour disséquer le tissu DRG de la moelle épinière de souris14,15,16, la cryosection du tissu DRG reste difficile car le tissu DRG est assez petit et les sections cryostat des échantillons DRG ont tendance à se courber en rouleaux, ce qui rend difficile le transfert correct des sections du cryostat sur des lames de verre. Cependant, une cryosection correcte du tissu DRG est cruciale pour les études d’immunohistochimie et la structure des neurones sensoriels DRG 17,18,19,20,21,22,23. De plus, comme les résultats du séquençage de l’ARN unicellulaire ont révélé l’hétérogénéité remarquable des neurones sensoriels DRG chez l’homme24 et la souris25, une cryosection appropriée du tissu DRG est essentielle pour étudier le rôle fonctionnel de différentes cellules DRG dans diverses conditions physiologiques et pathologiques.
Bien que la technique d’élimination des tissus ait été appliquée pour étudier la reconstruction 3D du DRG26 en tant que technique alternative de cryosection du DRG, la technique d’élimination des tissus prend du temps et de la main-d’œuvre. En comparaison, la cryosection du DRG est rapide et relativement facile à réaliser, et reste donc une technique clé pour l’immunohistochimie et l’étude de la structure du DRG et d’autres régions du système nerveux central. Cependant, l’obtention de coupes de cryostat de haute qualité, intactes et plates sur des lames de verre reste un défi dans la recherche en neurosciences en raison de la petite taille de l’échantillon de tissus, comme le DRG et certaines régions du cerveau, et il n’y a pas d’article décrivant le protocole optimal à ce stade pour la cryosection d’échantillons de tissus de petite taille, tels que les DRG de souris.
Ce protocole fournit une technique simple, étape par étape, pour la section cryostatique du DRG de souris afin d’obtenir de manière fiable autant de sections DRG de haute qualité sur les lames pour les études DRG ultérieures. Bien qu’elle soit spécialement conçue pour la cryosection d’échantillons DRG, cette technique peut potentiellement être utilisée pour cryosectionner divers autres tissus avec une petite taille d’échantillon.

<table><tbody><tr><td>Avertin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T48402-25G</td><td>Anesthésie l’éprédia animale</td></tr><tr><td>&nbsp ; Cryotome Cryostat Cryocassettes, 25 mm de diamètre Hachuré</td><td>Fisherbrand</td><td>1910</td><td>Tenez la section OCT en bas&nbsp ;</td></tr><tr><td>Ergo Pince à épiler</td><td>Fisherbrand</td><td>S95310</td><td>À l’aide de l’extrémité d’une pince à épiler pour toucher doucement le fond (6 o' horloge) de la section de manière à ce qu’elle adhère à la surface de la plate-forme pour éviter que la section ne se courbe vers l’arrière dans un roulis&nbsp ;</td></tr><tr><td>Fisherbrand&nbsp ; Lames de microscope Superfrost Plus</td><td>Fisherbrand</td><td>1255015</td><td>Pour collecter la section DRG.</td></tr><tr><td>Marqueurs</td><td>Fisherbrand</td><td>133794</td><td>&nbsp ; Marquez l’orientation de la base OCT</td></tr><tr><td>Scigen&nbsp ; Tissue-Plus O.C.T. Compound</td><td>Fisherbrand</td><td>&nbsp ; 23730571</td><td>Milieu d’enrobage pour les échantillons de tissus congelés afin d’assurer une température de coupe optimale (O.C.T.).</td></tr></tbody></table>

une procédure pour la cryosection du ganglion de la racine dorsale de la souris

A Procedure for Mouse Dorsal Root Ganglion Cryosectioning

Des coupes de cryostat de ganglion de la racine dorsale (DRG) de souris de haute qualité sont cruciales pour une coloration immunochimique appropriée et des études RNAscopique dans la recherche de douleurs inflammatoires et neuropathiques, de démangeaisons, ainsi que d’autres affections neurologiques périphériques. Cependant, il reste difficile d’obtenir systématiquement des coupes de cryostat de haute qualité, intactes et plates sur des lames de verre en raison de la petite taille de l’échantillon du tissu DRG. Jusqu’à présent, il n’existe pas d’article décrivant un protocole optimal pour la cryosection DRG. Ce protocole présente une méthode étape par étape pour résoudre les difficultés fréquemment rencontrées associées à la cryosection DRG. L’article présenté explique comment retirer le liquide environnant des échantillons de tissus DRG, placer les sections DRG sur la lame orientées dans la même orientation et aplatir les sections sur la lame de verre sans se courber. Bien que ce protocole ait été développé pour la cryosection des échantillons DRG, il peut être appliqué pour la cryosection de nombreux autres tissus avec une petite taille d’échantillon.

La présente étude a recueilli environ 16 coupes de DRG continues et de haute qualité à partir d’un DRG L4 de souris. Les sections obtenues étaient sans aucune distorsion. La figure 1 illustre la procédure étape par étape pour la cryosection. L’élimination de l’excès de liquide des coupes de tissu est illustrée à la figure 2. Le processus d’intégration des tissus dans le cadre de l’OCT est mis en évidence à la figure 3. <strong class...

Nous présentons ici le développement permettant d’acquérir systématiquement des coupes de cryostat ganglionnaire de racine dorsale de haute qualité.

Une procédure pour la cryosection du ganglion de la racine dorsale de la souris

High-quality mouse dorsal root ganglion (DRG) cryostat sections are crucial for proper immunochemistry staining and RNAscope studies in the research of ...

Il reste difficile d’obtenir systématiquement des coupes de cryostat ganglionnaire de la racine dorsale de souris de haute qualité, intactes et plates. La recherche vise à répondre à la question de savoir comment acquérir une section idéale de cryostat ganglionnaire de la racine dorsale de souris. Ce protocole fournit une technique facile, étape par étape, pour la section cryostat du DRG de souris à des sections de cryostat DRG de souris de haute qualité, intactes et plates.Cet article explique comment éliminer le liquide environnant du tissu de l’échantillon DRG de souris, en plaçant les sections DRG sur les lames orientées vers la même orientation, et en aplatissant les sections DRG sans se courber. L’un des principaux défis est que les sections OCT du DRG de souris ont tendance à se courber en un rouleau, ce qui les rend difficiles à placer sur la lame de verre. Il est également difficile d’obtenir suffisamment de coupes à partir d’un échantillon en raison de la petite taille du DRG de la souris.

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Nous présentons une méthode pour immunoprécipitation de la chromatine du tissu racinaire ganglions dorsaux après une lésion axonale. L'approche peut être utilisée pour identifier des sites spécifiques facteur de transcription liant et la modification épigénétique de l'importance des histones et l'ADN pour la régénération des axones lésés à la fois dans le système nerveux central et périphérique.

Immunoprécipitation de la chromatine du tissu racinaire ganglions dorsaux suivants lésions axonales

Cette vidéo présente un protocole sans enzyme pour isoler les macrophages du ganglion de la racine dorsale (DRG) de souris à l’aide d’une technique de dissociation mécanique. Lors de l’homogénéisation du tissu DRG fraîchement collecté, des anticorps dirigés contre les récepteurs de surface cellulaire sur les macrophages sont utilisés pour marquer les cellules par fluorescence, puis effectuer une cytométrie en flux pour confirmer la présence de macrophages dans l’échantillon.

Isolement des macrophages du ganglion de la racine dorsale de la souris par dissociation mécanique

Cette vidéo présente une méthode de prélèvement de neurones dans les ganglions de la racine dorsale (DRG). Les DRG de la colonne vertébrale d'un rat sont isolés, traités avec des enzymes, puis dissociés mécaniquement pour obtenir une suspension unicellulaire. Les neurones sont séparés des cellules gliales par centrifugation à gradient de densité et cultivés dans un milieu de croissance.

Technique de prélèvement et de dissociation des ganglions de la racine dorsale pour les cultures neuronales

Ici, nous présentons un protocole pour l’extrusion hydraulique de la moelle épinière ainsi que l’identification et l’isolement de ganglions spécifiques de la racine dorsale (DRG) chez le même rongeur. Par rapport aux méthodes standard d’isolement de la moelle épinière, cette méthode est nettement plus rapide et réduit le risque de lésions tissulaires.

Extrusion hydraulique de la moelle épinière et isolement de ganglions rachidiens en Rongeurs

Ici nous présentons un protocole mécanique de dissociation pour isoler rapidement des macrophages du ganglion de racine dorsal pour le phénotypage et l'analyse fonctionnelle.

Isolement rapide des macrophages de ganglion de racine dorsal

Une méthode pratique de perfusion par gravité pour l’analyse histologique du système nerveux central de la souris est présentée. La détection immunofluorescente de la α-synucléine phosphorylée est démontrée dans un modèle murin de la maladie de Parkinson. Ce travail décrit également de manière exhaustive les étapes de perfusion transcardique, de dissection, de congélation /intégration des tissus et de sectionnement congelé.

Une méthode de perfusion transcardique alimentée par gravité pour l’analyse histologique du système nerveux central de la souris

Cet article décrit un protocole d’immunopanoramique pour les ganglions de la racine dorsale de souris adultes. En adhérant des anticorps aux plaques de culture, nous pouvons sélectionner négativement et éliminer les cellules non neuronales. Nous montrons que les cultures sont enrichies pour les neurones en utilisant ce protocole, permettant une étude approfondie des réponses neuronales à la manipulation.

Enrichissement de cultures de neurones ganglionnaires de la racine dorsale de souris adultes par immunopanoramique

Ce protocole décrit l’exposition chirurgicale du ganglion radiculaire dorsal (DRG) suivi de GCaMP3 (indicateur Ca2+ codé génétiquement; Protéine fluorescente verte-calmoduline-protéine M13 3) Imagerie Ca2+ des ensembles neuronaux à l’aide de souris Pirt-GCaMP3 tout en appliquant une variété de stimuli à la patte postérieure ipsilatérale.

In vivo Imagerie calcique d’ensembles neuronaux dans des réseaux de neurones sensoriels primaires dans des ganglions radiculaires dorsaux intacts

Cet article présente une manipulation pour traiter la compression chronique du ganglion de la racine dorsale chez le rat à l’aide d’une thérapie Tuina, ainsi qu’une méthode d’évaluation de son efficacité basée sur le comportement de la douleur et les résultats histopathologiques.

Effet analgésique du Tuina sur les modèles de rats avec compression de la douleur ganglionnaire de la racine dorsale

Le présent protocole décrit une stratégie pratique pour accélérer l’étape de vérification des coordonnées d’injection stéréotaxique avant d’effectuer le traçage viral à l’aide de colorants et de coupes congelées.

Validation préliminaire des coordonnées d’injection stéréotaxique par cryosectionnement

Les ganglions de la racine dorsale (DRG) contiennent des corps cellulaires neuronaux sensoriels primaires et transmettent des signaux sensoriels périphériques à la moelle épinière. Ce protocole décrit une méthode de dissection de la DRG chez la souris qui soutient l’isolation standardisée des ganglions structurellement intacts, l’identification segmentaire anatomique, un accompagnement intuitif pour les utilisateurs débutants et une réduction des lésions tissulaires procédurales.

Dissection et isolement des ganglions dorsals de la souris

Découvrez une méthode de cryosection pour obtenir des coupes plates et intactes de ganglions de la racine dorsale de souris. Cette technique standardisée facilite les études d'immunohistochimie en neurosciences.

Une procédure pour la cryosection du ganglion de la racine dorsale de la souris

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