Name: Optimiser la procédure d’élevage des guêpes exemptes de germes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-07-21T14:40:00.000+00:00
Duration: 5 min 39 s
Description: Découvrez l'élevage de guêpes Nasonia exemptes de germes pour étudier les interactions insecte-microbiote. Cette méthode optimisée améliore les taux de survie et facilite la recherche sur les bactéries symbiotiques.

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Financement : ce travail a été soutenu par la National Science Foundation of China (32270538), le National Key R&D Program of China (2022YFF0710603), la Natural Science Foundation of Beijing (6222046) et le financement stratégique CAS via le programme de financement CAS-CSIRO (152111KYSB20210011) attribué à G.H.W. Contributions des auteurs : tous les auteurs ont développé la portée et l’objectif de la revue et ont contribué à la rédaction du manuscrit.

1. Préparation d’un milieu d’élevage Nasonia exempt de germes 
<ol><li>Placez les pupes de L. sericata disponibles dans le commerce (voir le tableau des matériaux) sur une surface pouvant accueillir toutes les nymphes, comme un plateau ou une feuille de papier. Jetez les larves sous-développées, les vieilles pupes sombres, les coquilles de nymphes vides, la sciure de bois ou d’autres impuretés. Ne gardez que les jeunes pupes de couleur rouge brunâtre et transférez-les dans un bécher (environ 3 000 à 4 000 nymphes). REMARQUE: Après avoir mené de nombreuses expériences, il a été constaté que le milieu fabriqué à partir des vieilles pupes sombres devenait facilement sombre et arrêtait le développement de guêpes exemptes de germes. Ce phénomène ne s’est pas produit lors de l’utilisation des jeunes pupes brun-rouge pour produire du milieu. La raison de cette situation n’est toujours pas claire et nécessite une enquête plus approfondie pour la vérifier.</li>
	<li>Ajouter suffisamment d’eau désionisée dans le bécher pour couvrir toute la surface des nymphes. Enveloppez la bouche du bécher avec du papier d’aluminium ou de la gaze, secouez le bécher pour nettoyer les impuretés à la surface des nymphes, puis versez l’eau. Répétez trois à cinq fois.</li>
	<li>Placer les pupes de L. sericata nettoyées dans le réservoir filtrant d’une presse à ail, presser fort et recueillir le liquide tissulaire des pupes de L. sericata dans un tube centrifuge stérile de 50 mL. Ensuite, versez la lie de pupe et mettez de nouvelles pupes dans le réservoir filtrant de la presse à ail jusqu’à ce qu’elles soient toutes pressées. REMARQUE: Comparé au dispositif d’extrusion à aiguille utilisé par Wang et al.14, la presse à ail est plus pratique et peut séparer le liquide interstitiel plus complètement. Cette avancée jette les bases d’une production à grande échelle et d’un stockage à long terme de NRM.</li>
	<li>Centrifuger le mélange à 4 °C (25 000 x g) pendant 10 min. Après centrifugation, le mélange sera séparé en trois couches de bas en haut : couche de sédiments, couche de protéines et couche de graisse (Figure 1).</li>
	<li>Pour éviter le colmatage pendant la filtration, aspirez la couche de protéines à l’aide d’une aiguille stérile de 18 G et transférez-la dans un nouveau tube centrifuge conique stérile en polypropylène de 50 mL.</li>
	<li>Ajouter le milieu liquide commercial de la drosophile (voir le tableau des matières) à l’extrait protéique dans un rapport de 1:1. REMARQUE : Une L. sericata commercialisée plus pratique a été utilisée comme matière première hôte et NRM, comparativement à la NRMv3. Par conséquent, le rapport nutritionnel a été ajusté de 1:2 à 1:1 sur la base de NRMv3, qui était plus approprié pour la croissance et le développement de Nasonia stérile (Figure 2).</li>
	<li>Filtrer le milieu mixte (milieu de drosophile et extrait protéique de la chrysalide de L. sericata ) à l’aide d’un système de filtration sous vide avec différentes tailles de pores (8, 1,2, 0,8 et 0,45 μm; voir le tableau des matériaux) pour éliminer les particules de différentes tailles. Pour éviter le colmatage, changez le papier filtre lorsque le débit ralentit. REMARQUE : L’utilisation d’un nouveau tube centrifuge stérile de 50 ml est requise pour chaque filtration.</li>
	<li>Centrifuger à nouveau le liquide à 4 °C (15 000 x g) pendant 10 min et stériliser le milieu surnageant à l’aide d’un filtre à seringue de 0,22 μm. Répétez les étapes ci-dessus une fois.</li>
	<li>Entreposer le milieu de culture à -20 °C après aliquote (figure 3A) en vue d’un stockage à long terme. NOTA : Pour prévenir la contamination et la congélation et la décongélation répétées, il est recommandé d’ouvrir chaque tube de NRM une seule fois lors de l’utilisation du milieu de culture après l’emballage (figure 3A).</li>
</ol>2. Collecte d’œufs sans germes
<ol><li>Pour assurer un rapport mâle-femelle stable chez la progéniture, placer les pupes dans un flacon de drosophile au stade nymphal à un ratio de 50 femelles pour 15 mâles en raison de leurs caractéristiques génétiques haploïdes (les mâles se développent à partir de cellules haploïdes, tandis que les femelles se développent à partir de cellules diploïdes résultant d’œufs fécondés)4,15.<ol><li>Après avoir émergé aux adultes, laissez les mâles et les femelles s’accoupler pendant 1,5 jour, puis mettez environ 40 pupes L. sericata dans le flacon. Dans les 12 à 24 heures suivant la parasitation, utilisez une aiguille de dissection stérile pour ouvrir soigneusement une extrémité de la coquille nymphale au stéréomicroscope (figure 4).</li>
		<li>Tenez l’autre extrémité à la main et trouvez les embryons de guêpe. Utiliser une aiguille à dissection pour transférer les embryons de la surface du tissu de la nymphe L. sericata vers une passoire à cellules stériles avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS)14. REMARQUE : Les pupes L. sericata plus âgées doivent être utilisées pour le parasitisme, car le tissu sec de la nymphe de L. sericata est plus facile à transférer des embryons. Afin d’assurer le transfert en douceur des œufs de la surface du tissu de la nymphe L. sericata , essayez de ne pas percer le tissu lorsque l’aiguille de dissection ouvre le boîtier nymphal afin que le liquide interstitiel ne s’écoule pas.</li>
	</ol></li>
	<li>Placez 20 à 30 embryons sur une passoire cellulaire et lavez-les uniformément avec 1 000 μL de solution commerciale d’hypochlorite de sodium à 10 % (voir le tableau des matières), suivi d’un autre lavage avec 1 000 μL de PBS 1x stérile. Ensuite, laver une fois avec 1 000 μL de solution d’éthanol à 70% et laver trois fois avec 1 000 μL de PBS 1x stérile.</li>
	<li>Tout d’abord, placez une feuille de maille de polypropylène de 5 mm de diamètre (voir le tableau des matériaux) qui a été pré-mouillée avec 1x PBS dans une plaque de 24 puits. Ensuite, à l’aide d’une petite brosse stérilisée, badigeonner doucement les embryons de guêpe sur la passoire cellulaire sur la feuille de maille en polypropylène. Cela peut être fait pour les quatre puits dans une colonne verticale de la plaque de 24 puits.</li>
</ol>3. Élevage de guêpes exemptes de germes
<ol><li>Ajouter 50 μL de NRM à chaque puits dans une hotte à flux laminaire. Pour maintenir un environnement humide propice à la croissance, ajoutez 1 mL d’eau stérile entre chaque puits dans la plaque de 24 puits. Un petit bécher contenant 30 ml d’eau stérile peut également être placé dans la boîte en plastique stérile de 5 L avec la plaque de 24 puits.<ol><li>Tout au long de l’expérience, conservez la boîte en plastique stérile et la plaque de 24 puits dans une chambre climatique à une température constante de 25 ± 2 °C et sous une lumière constante.</li>
	</ol></li>
	<li>Avant de transférer et d’ajouter NRM tous les jours, décongelez le NRM congelé sur un banc d’écoulement laminaire. Dans un environnement stérile, utilisez une pince à épiler désinfectée à l’alcool pour transférer le treillis de polypropylène contenant les larves d’un puits à un autre. Enfin, ajoutez 50 μL de NRM qui a été équilibré à température ambiante (Figure 3B). Répétez les opérations ci-dessus tous les jours jusqu’à ce que les pupes soient observées. REMARQUE: Avec le développement des guêpes, la quantité de NRM devrait être augmentée de manière appropriée pour s’assurer que les guêpes exemptes de germes ont une nutrition suffisante. Par exemple, les larves du quatrième stade ont reçu de 60 à 70 μL de NRM. Étant donné que différents stades de développement peuvent coexister dans le même puits, utilisez une brosse stérilisée pour transférer les nymphes. Ajouter une petite quantité de NRM aux larves restantes. Utilisez des techniques aseptiques pour éviter l’invasion microbienne et la pollution.</li>
	<li>Après s’être nourries pendant 9 à 11 jours, plus de 80% des larves se développent en nymphes blanches ou jaunes. À ce stade, déplacez le filtre dans une plaque de puits propre et arrêtez d’ajouter du milieu de culture pour attendre l’éclosion.</li>
</ol>

Élevage de guêpes Nasonia exemptes de germes

<ol><li>Diviccaro, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+the+impact+of+the+microbiome+on+neuroactive+steroid+levels+in+germ-free+animals%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Exploring the impact of the microbiome on neuroactive steroid levels in germ-free animals.</a> International Journal of Molecular Sciences. 22 (22), 12551(2021).</li>
<li>Pang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inter-species+transplantation+of+gut+microbiota+from+human+to+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22The+ISME+Journal%22%5BJournal%5D)">Inter-species transplantation of gut microbiota from human to pigs.</a> The ISME Journal. 1 (2), 156-162 (2007).</li>
<li>Uzbay, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Germ-free+animal+experiments+in+the+gut+microbiota+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Germ-free animal experiments in the gut microbiota studies.</a> Current Opinion in Pharmacology. 49, 6-10 (2019).</li>
<li>Zhu, Z., Liu, Y., Hu, H., Wang, G. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nasonia-microbiome+associations%3A+a+model+for+evolutionary+hologenomics+research%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Nasonia-microbiome associations: a model for evolutionary hologenomics research.</a> Trends in Parasitology. 39 (2), 101-112 (2022).</li>
<li>Li, J., Wei, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+an+efficient+germ-free+animal+system+to+support+functional+microbiome+research%5BTitle%5D)+AND+%22Science+China+Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">Establishment of an efficient germ-free animal system to support functional microbiome research.</a> Science China Life Sciences. 62 (10), 1400-1403 (2019).</li>
<li>Wang, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+microbiome+confer+multigenerational+host+resistance+after+sub-toxic+pesticide+exposure%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Host+Microbe%22%5BJournal%5D)">Changes in microbiome confer multigenerational host resistance after sub-toxic pesticide exposure.</a> Cell Host Microbe. 27 (2), 213-224 (2020).</li>
<li>Wang, G. H., Dittmer, J., Douglas, B., Huang, L., Brucker, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coadaptation+between+host+genome+and+microbiome+under+long-term+xenobiotic-induced+selection%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Advances%22%5BJournal%5D)">Coadaptation between host genome and microbiome under long-term xenobiotic-induced selection.</a> Science Advances. 7 (19), (2021).</li>
<li>Dittmer, J., Brucker, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((When+your+host+shuts+down%3A+larval+diapause+impacts+host-microbiome+interactions+in+Nasonia+vitripennis%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiome%22%5BJournal%5D)">When your host shuts down: larval diapause impacts host-microbiome interactions in Nasonia vitripennis.</a> Microbiome. 9 (1), 85(2021).</li>
<li>Dittmer, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disentangling+a+holobiont-recent+advances+and+perspectives+in+Nasonia+wasps%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Disentangling a holobiont-recent advances and perspectives in Nasonia wasps.</a> Frontiers in Microbiology. 7, 1478(2016).</li>
<li>Brooks, A. W., Kohl, K. D., Brucker, R. M., van Opstal, E. J., Bordenstein, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylosymbiosis%3A+relationships+and+functional+effects+of+microbial+communities+across+host+evolutionary+history%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Phylosymbiosis: relationships and functional effects of microbial communities across host evolutionary history.</a> PLoS Biology. 14 (11), e2000225(2016).</li>
<li>Heavner, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+venom+gland+transcriptome+of+a+Drosophila+parasitoid+wasp%2C+Leptopilina+heterotoma%2C+reveals+novel+and+shared+bioactive+profiles+with+stinging+Hymenoptera%5BTitle%5D)+AND+%22Gene%22%5BJournal%5D)">Partial venom gland transcriptome of a Drosophila parasitoid wasp, Leptopilina heterotoma, reveals novel and shared bioactive profiles with stinging Hymenoptera.</a> Gene. 526 (2), 195-204 (2013).</li>
<li>Brucker, R. M., Bordenstein, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+cultivation+of+the+hymenoptera+genetic+model%2C+Nasonia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">In vitro cultivation of the hymenoptera genetic model, Nasonia.</a> PLoS One. 7 (12), e51269(2012).</li>
<li>Shropshire, J. D., van Opstal, E. J., Bordenstein, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optimized+approach+to+germ-free+rearing+in+the+jewel+wasp+Nasonia%5BTitle%5D)+AND+%22PeerJ%22%5BJournal%5D)">An optimized approach to germ-free rearing in the jewel wasp Nasonia.</a> PeerJ. 4, e2316(2016).</li>
<li>Wang, G. H., Brucker, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optimized+method+for+Nasonia+germ-free+rearing%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">An optimized method for Nasonia germ-free rearing.</a> Scientific Reports. 12 (1), 219(2022).</li>
<li>Brucker, R. M., Bordenstein, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hologenomic+basis+of+speciation%3A+gut+bacteria+cause+hybrid+lethality+in+the+genus+Nasonia%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The hologenomic basis of speciation: gut bacteria cause hybrid lethality in the genus Nasonia.</a> Science. 341 (6146), 667-669 (2013).</li>
<li>Fontaine, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+free+of+germs+is+germ-free%3F+Detection+of+bacterial+contamination+in+a+germ+free+mouse+unit%5BTitle%5D)+AND+%22Gut+Microbes%22%5BJournal%5D)">How free of germs is germ-free? Detection of bacterial contamination in a germ free mouse unit.</a> Gut Microbes. 6 (4), 225-233 (2015).</li>
<li>Mazmanian, S. K., Liu, C. H., Tzianabos, A. O., Kasper, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+immunomodulatory+molecule+of+symbiotic+bacteria+directs+maturation+of+the+host+immune+system%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">An immunomodulatory molecule of symbiotic bacteria directs maturation of the host immune system.</a> Cell. 122 (1), 107-118 (2005).</li>
<li>Weersma, R. K., Zhernakova, A., Fu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+between+drugs+and+the+gut+microbiome%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">Interaction between drugs and the gut microbiome.</a> Gut. 69 (8), 1510-1519 (2020).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Avec l’application de technologies de détection à haut débit telles que la génomique et la métabolomique, les chercheurs ont progressivement réalisé qu’il existe une grande diversité génétique et une grande complexité métabolique dans le microbiote intestinal16. Ces bactéries symbiotiques sont étroitement liées à divers états physiologiques ou pathologiques, tels que le métabolisme nutritionnel de l’hôte, les tumeurs, l’immunité et le vieillissement par le biais d’interactions complexes avec l’hôt...

Les animaux exempts de germes sont des animaux qui n’ont pas de micro-organismes vivants détectables ni de parasites1. Des embryons exempts de germes peuvent être obtenus en disséquant la mère dans des conditions aseptiques et ensuite élevés dans des systèmes de barrière2. Ces animaux peuvent être utilisés pour étudier les effets des micro-organismes sur les animaux, tels que le microbiote intestinal, le système immunitaire et le métabolisme1. Avec certains moyens techniques, de nombreux insectes et même mammifères peuvent être rendus stériles 3,4. Les animaux exempts de germes ont un rôle unique et ont été largement utilisés dans divers aspects de la recherche en microbiologie5. Par exemple, l’utilisation de guêpes Nasonia exemptes de germes a révélé que les micro-organismes peuvent aider les hôtes à s’adapter à de nouveaux environnements soumis à un stress environnemental exogène à long terme 6,7.
Les parasitoïdes Nasonia sont de petites guêpes parasites qui injectent leurs œufs dans les pupes des mouches4. Il existe quatre espèces connues de Nasonia, dont Nasonia vitripennis, Nasonia longicornis, Nasonia giraulti et Nasonia oneida8. N. vitripennis est présent dans le monde entier, tandis que les trois autres espèces ont une aire de répartition limitée en Amérique du Nord4. Les guêpes parasitoïdes de Nasonia sont considérées comme des insectes modèles idéaux en raison de leurs caractéristiques, telles que la facilité de culture, le cycle de reproduction court, le génome séquencé et la diapause à long terme 8,9. Ils peuvent être utilisés pour étudier divers aspects de l’évolution des insectes, de la génétique, du développement, du comportement et de la symbiose10. De plus, les guêpes parasitoïdes Nasonia peuvent également aider à contrôler les mouches nuisibles dans l’agriculture et les maladies11. La mise en place réussie d’un système d’insectes stériles implique deux étapes principales: (1) stérilisation des embryons et (2) fourniture d’aliments stériles aux larves in vitro. Afin d’obtenir des aliments stériles, Brucker et Bordenstein 12 ont développé le milieu d’élevage Nasonia (NRMv1) en 2012 en utilisant des produits chimiques tels que des antibiotiques, de l’eau de Javel et du sérum bovin fœtal pour tuer les bactéries12. Cependant, la méthode de stérilisation chimique a entraîné de faibles taux de survie et d’éclosion de N. vitripennis13. Puis, en 2016, Shropshire et al. ont développé NRMv2 en utilisant une méthode de stérilisation par filtre au lieu d’une méthode de stérilisation chimique pour éliminer les dangers des antibiotiques et d’autres substances, et ont optimisé le processus de sélection13. Malheureusement, cette méthode présente encore quelques inconvénients, tels que les défis associés à la préparation et à l’utilisation du milieu, ainsi que les risques de noyade, de sous-alimentation ou de déshydratation pour les embryons, les larves et les pupes fermées14. Wang et Brucker14 ont récemment amélioré les protocoles Nasonia rearing media version 3 (NRMv3) et les protocoles d’élevage sans germes version 2 (GFRv2). Ces améliorations ont permis de réduire les coûts et la consommation de médias. Cependant, le NRMv3 a une durée de stockage très courte et est très sensible à la contamination.
En s’appuyant sur NRMv3, la méthode de stockage des outils de préparation NRM et le ratio nutritionnel ont été optimisés dans cette étude. Ce raffinement méthodologique facilite l’utilisation de N. vitripennis comme modèle pour les études sur le microbiome. Comparé au NRMv3 développé par Wang et al.14, l’outil amélioré pour presser la chrysalide Sarcophaga bullata, l’une des matières premières NRM, améliore considérablement l’efficacité de production du liquide tissulaire de S. bullata pupa par rapport à la seringue de 60 ml avec un trou de fond utilisée par Wang et al.14. Nous avons ajusté le ratio de nutriments de NRM, ce qui a conduit à une certaine augmentation du taux de survie des guêpes Nasonia exemptes de germes sans affecter leur temps de développement. De plus, le NRM a été emballé dans des tubes centrifugés de petite capacité (1,5 mL) et congelé dans un réfrigérateur à -20 °C pour prolonger la durée de stockage. Il convient de noter que bien que nous ayons utilisé la mouche domestique Lucilia sericata comme hôte et source pour la préparation du NRM, ce protocole peut probablement être adapté à d’autres hôtes Nasonia disponibles en laboratoire.

<table><tbody><tr><td>0.22 Filtre à vide stérile</td><td>NEST</td><td>331011</td><td></td></tr><tr><td>10 % SodiumHypochlorite</td><td>LIRCON</td><td>XB-84BS-1</td><td></td></tr><tr><td>1x solution PBS</td><td>Solarbio</td><td>P1020</td><td></td></tr><tr><td>200 filet en nylon</td><td>maille BIOBYING</td><td>BY-378Z</td><td></td></tr><tr><td>24 puits-plaque</td><td>NEST</td><td>702001</td><td></td></tr><tr><td>8, 1.2, 0.8 et 0.45 &#181 ; m filters</td><td>Shanghai Xingya Purification Material Factory</td><td>HN-AA-JT-10079</td><td></td></tr><tr><td>Alcool éthylique absolu</td><td>Macklin</td><td>E809057-500ml</td><td></td></tr><tr><td>Passoire cellulaire</td><td>BIOLOGIX</td><td>15-1100</td><td></td></tr><tr><td>Drosophile commerciale Medium</td><td>Boer</td><td>B645446-500ml</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille de dissection</td><td>Bioroyee</td><td>17-9140</td><td></td></tr><tr><td>Presse à</td> <td>ailTaobao</td><td>Aucun Numéros de catalogue</td><td>Achat sur Taobao</td></tr><tr><td>Lucillia sericata pupae</td><td>Hefei Dayuan Biotechnology Co., Ltd.</td><td>Aucun numéro de catalogue</td><td>Achat sur Taobao</td></tr><tr><td>Petit pinceau d’écriture</td><td>Cestidur</td><td>BL0508</td><td></td></tr><tr><td>Stéréoscope</td><td>SOPTOP</td><td>RX50</td><td></td></tr><tr><td>Pince à épiler</td><td>SALMART</td><td>A109001-56</td><td></td></tr></tbody></table>

optimiser la procédure d’élevage des guêpes exemptes de germes

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

La technologie d’élevage aseptique est une méthode d’élevage d’insectes dans des conditions stériles ou presque stériles, qui peut éliminer efficacement l’influence de micro-organismes externes sur le microbiote des insectes et ainsi favoriser le développement rapide de la recherche sur le microbiote des insectes. Nasonia (genre guêpe) est un insecte guêpe parasite qui présente de nombreux avantages, tels qu’une courte durée de vie, une variation génétique élevée, une utilisation facile, etc., et est largement utilisé comme système modèle d’insecte. Contrairement au traitement antibiotique, qui ne peut que réduire le nombre de micro-organismes chez les animaux, les techniques d’élevage aseptique peuvent contrôler à la fois la composition et la quantité de micro-organismes chez les animaux, facilitant ainsi l’étude des interactions hôte-microbe. Cependant, les versions précédentes du milieu d’élevage Nasonia (NRM) présentent certains défauts et problèmes, tels qu’un processus de préparation complexe et fastidieux, une contamination facile par des bactéries ou des champignons et un temps de stockage court. Par conséquent, cette étude résout ces problèmes en optimisant les outils utilisés dans le processus de préparation NRM, les conditions de stockage et les ratios de composants. Le milieu optimisé pourrait permettre un stockage à -20 °C pendant au moins 3 mois et éliminer la possibilité de contamination NRM lors de l’alimentation des guêpes stériles. Cela améliore encore le taux de survie et le niveau de santé de la nasonie aseptique, ce qui est important pour l’utilisation de Nasonia comme modèle pour la recherche microbienne.

L’efficacité de préparation de NRM a été grandement améliorée par l’amélioration des outils de préparation. En outre, le problème de la pollution NRM dans le processus d’alimentation a été éliminé en optimisant la stratégie et la méthode de conservation. Dans le même temps, le NRM ajusté avait un rapport nutritionnel plus approprié pour la croissance et le développement de guêpes exemptes de germes avec L. sericata comme hôtes. Le taux de survie des guêpes exemptes de germes des larves aux pupes a été significat...

Des embryons de guêpes Nasonia ont été disséqués à partir de pupes de Lucillia sericata après parasitation pendant 12 à 24 heures et lavés avec de l’alcool et une solution d’hypochlorite de sodium à 10% pour obtenir des embryons exempts de germes. Après avoir élevé les embryons exempts de germes et leur avoir fourni un milieu d’élevage Nasonia pour croître et se développer in vitro, des adultes de Nasonia exempts de germes ont été obtenus.

Optimiser la procédure d’élevage des guêpes exemptes de germes

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...

Notre recherche se concentre sur l’étude des interactions insecte-microbiote, en étudiant spécifiquement l’impact de ces bactéries symbiotiques et en explorant la dynamique des relations hôte-microbe. Nasonia sans germes est un outil essentiel pour mener cette recherche. Les recherches actuelles utilisent des technologies telles que le séquençage à haut débit, l’élevage d’insectes exempts de germes, la transcriptoptomique, la protéomique et le microscope avancé.Cet outil permet une analyse complète et la virtualisation de l’interaction insecte-microbe hôte pour faire progresser notre compréhension de ce domaine. La procédure optimisée de préparation du milieu d’élevage Nasonia offre des avantages économiques et permet d’économiser du temps et des efforts. De plus, il réduit efficacement le risque de contamination NRM pendant le processus d’alimentation, améliorant considérablement l’efficacité de la production de Nasonia aseptique.

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Microinjection d’embryons Nasonia vitripennis est un procédé essentiel pour générer des modifications héréditaires génome. Décrite ici est une procédure détaillée pour la microinjection et la transplantation d’embryons Nasonia vitripennis , ce qui facilitera grandement la manipulation du génome futur chez cet organisme.

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Nous présentons ici des protocoles pour la collecte et microinjecting maïs precellular embryons de la chrysomèle des racines du afin d’effectuer des analyses génomiques fonctionnelles telles que la transformation de la lignée germinale et CRISPR/Cas9-génome édition.

Microinjection de Western chrysomèle des racines du maïs, Diabrotica virgifera virgifera, embryons de Transformation de la lignée germinale, ou d’édition de génome CRISPR/Cas9

L’objectif général de ces procédures est d’établir, de maintenir et d’actualiser une population captive de Eristalis tenax dans un contexte de recherche.

Élevage et entretien à long terme des syrphes Eristalis tenax pour études

Pulvérisations sur les plantes à fleurs peuvent vous exposer à de fortes concentrations de résidus de fongicide transmissibles par le pollen des abeilles solitaires. À l’aide d’expériences en laboratoire in vitro-larves d’abeilles élevés, cette étude examine les effets interactifs de consommer le pollen traitées par des fongicides dérivé de plantes hôte et non hôte.

In Vitro Élevage des abeilles solitaires : un outil pour évaluer les facteurs de risque larvaire

Nous décrivons ici deux protocoles: d’abord pour propager, extraire, purifier et quantifier de grandes quantités de particules virales non enveloppées d’abeilles mellifères, y compris une méthode pour éliminer les pupes d’abeilles mellifères et ensuite pour tester les effets de l’infection virale à l’aide d’un essai biologique en cage hautement reproductible et à haut débit.

Préparation de l’inoculum enrichi en virus pour l’infection orale des abeilles mellifères (Apis mellifera)

Ici, nous décrivons les méthodes d’injections pupales et adultes efficaces dans Nasonia vitripennis comme des alternatives accessibles à la microinjection embryonnaire, permettant l’analyse fonctionnelle des gènes d’intérêt en utilisant soit le silence de l’ARN via l’interférence ARN (ARNi), soit l’élimination du gène via l’édition du génome CRISPR / Cas9.

Injections de nymphes et d’adultes pour l’arNi et l’édition de gènes CRISPR chez Nasonia vitripennis

Ganaspis brasiliensis - un parasitoïde larvaire de Drosophila suzukii (un ravageur envahissant mondial des cultures fruitières) - a été approuvé ou est envisagé pour l’introduction en Europe et aux États-Unis pour la lutte biologique contre ce ravageur. Cet article fournit des protocoles pour l’élevage à petite et à grande échelle de ce parasitoïde.

Méthodes d’élevage du parasitoïde Ganaspis brasiliensis, un agent de lutte biologique prometteur pour la drosophile suzukii envahissante

L’objectif de ce protocole est de faciliter l’analyse fonctionnelle des interactions parasitoïde–hôte chez Asobara japonica et Drosophila melanogaster. Grâce à des méthodes d’élevage optimisées, un test d’infection à ovoposition unique et un knockdown génétique médié par l’ARNi.

Protocoles pour l’élevage efficace et l’analyse fonctionnelle de la guêpe endoparasitoïde Asobara japonica et de son hôte Drosophila melanogaster

Découvrez l'élevage de guêpes Nasonia exemptes de germes pour étudier les interactions insecte-microbiote. Cette méthode optimisée améliore les taux de survie et facilite la recherche sur les bactéries symbiotiques.

Optimiser la procédure d’élevage des guêpes exemptes de germes

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