Name: Procédure contrôlée par la stimulation pour l’évaluation des fonctions diastoliques dépendantes de la fréquence cardiaque dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-07-21T14:55:00.000+00:00
Duration: 7 min 49 s
Description: Découvrez un protocole de stimulation auriculaire pour évaluer la fonction diastolique dépendante de la fréquence cardiaque dans des modèles murins d'insuffisance cardiaque. Cette méthode permet de détecter des changements subtils de performance cardiaque liés à la fréquence.

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Ce travail a été soutenu par des subventions de recherche de la Fondation Fukuda pour la technologie médicale (à E.T. et G.N.) et à la subvention de recherche scientifique JSPS KAKENHI 21K08047 (à E.T.).

Ce protocole sur les animaux a été approuvé par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux et a suivi les réglementations relatives à l’expérimentation animale et aux activités connexes de l’Université de Tokyo. Pour la présente étude, des souris mâles C57/Bl6J âgées de 8 à 12 semaines ont été utilisées. Les animaux ont été obtenus auprès d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux). Un modèle de HFpEF a été établi en administrant un régime riche en graisses pendant 15 semaines en conjonction avec de l’ester méthylique NG-nitro-L-arginine, comme décrit précédemment10.
1. Préparations de cathéters et étalonnage pression/volume
<ol><li>Placez un cathéter de conductance dans une solution saline normale et fixez-le à un module composé du PowerLab 8/35 et d’une unité pression-volume (module MPVS, voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Calibrez électroniquement la pression et le volume grâce à l’enregistrement de paramètres de pression (0 mmHg et 100 mmHg) et de volume prédéterminés (ceux-ci varient selon les modules MPVS) sur le module MPVS 3,11 (voir également les instructions du fabricant).</li>
</ol>2. Préparation d’un animal pour le cathétérisme
<ol><li>Anesthésie et ventilation<ol><li>Administrer une injection intrapéritonéale de 5 mg/kg d’étomidate et de 500 mg/kg d’uréthane (voir le tableau des matériaux) 5 à 10 minutes avant l’intubation. REMARQUE : L’uréthane, bien qu’efficace en tant qu’agent anesthésique dans les études animales, est soupçonné d’être cancérogène pour l’homme. Par conséquent, lorsque l’uréthane est nécessaire à la réalisation d’objectifs expérimentaux et qu’aucun agent de remplacement ne suffit, il doit être manipulé avec prudence. Des mesures de protection appropriées, telles que le port de gants et de masques et l’utilisation d’une hotte pendant la préparation, sont obligatoires. Comme alternative possible, la kétamine (80 mg/kg, ip) pourrait être utilisée.</li>
		<li>Placez la souris dans une chambre d’anesthésie préalablement saturée d’isoflurane à 2 % et transférez l’animal dans un coussin chauffant préchauffé maintenu entre 38 °C et 40 °C lors de l’induction de l’anesthésie.</li>
		<li>Rasez la zone chirurgicale. Ensuite, désinfectez le site chirurgical avec trois cycles alternés de bétadine et d’alcool.</li>
		<li>Faites une incision horizontale (1 à 2 cm) dans le cou, excissez le muscle trachéal et exposez la trachée. Passez une suture chirurgicale en soie 2-0 sous la trachée, élevez-la et faites une petite incision (1-2 mm) pour l’ouvrir.</li>
		<li>Insérez un tube endotrachéal dans la trachée et connectez-le à un ventilateur qui délivre un mélange de 100 % d’oxygène et de 2 % d’isoflurane (réduit à 0,5 % à 1 % plus tard).</li>
	</ol></li>
	<li>Insertion d’un cathéter veineux central (CV) et injection de liquide<ol><li>Localisez la veine jugulaire interne sous le muscle sterno-cléido-mastoïdien3.</li>
		<li>Insérez le cathéter veineux central, constitué d’une tubulure en silicone PE-10 (voir le tableau des matériaux) fixé à une aiguille de 30 G, dans la veine jugulaire.</li>
		<li>Administrer une perfusion en bolus de 5 à 6 μL/g de poids corporel de 10 % d’albumine/NaCl pendant 3 minutes, suivie d’un débit de perfusion constant de 5 à 10 μL/min. REMARQUE : Cette étape est cruciale pour prévenir l’hypotension résultant de la vasodilatation périphérique causée par l’anesthésie. La veine jugulaire interne est située entre le muscle sterno-cléido-mastoïdien et l’artère carotide, et elle apparaît de couleur plus foncée que l’artère.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Intervention chirurgicale pour cathétérisme ventriculaire gauche (approche thoracique ouverte)
<ol><li>Rasez la zone chirurgicale de la souris anesthésiée. Ensuite, désinfectez le site chirurgical avec trois cycles alternés de bétadine et d’alcool.</li>
	<li>Confirmez la profondeur de l’anesthésie en effectuant un pincement des orteils. Ensuite, faites une incision horizontale (2-3 cm) sous le processus xiphoïde et séparez la peau de la paroi thoracique à l’aide de ciseaux émoussés.</li>
	<li>Coupez la paroi thoracique latéralement des deux côtés à l’aide d’un cautéris électrique (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Exposez le cœur en coupant le diaphragme et retirez doucement le péricarde du cœur à l’aide d’une pince.</li>
	<li>Insérez une aiguille de 27 G dans l’apex du ventricule gauche (VG) et insérez rétrogradamment un cathéter de conductance dans le VG par le trou de ponction.</li>
	<li>Ajustez la position du cathéter de manière à obtenir une boucle pression-volume de forme carrée.</li>
	<li>Vérifier que le cathéter n’entre pas en contact avec le muscle papillaire lorsque des changements dans les conditions de charge se produisent en vérifiant la forme de l’anse PV lors de l’occlusion de la veine cave inférieure (IVC). REMARQUE : Une exposition cardiaque adéquate facilite la procédure et aide à obtenir une vue claire.</li>
</ol>4. Enregistrement des données de la boucle PV et détermination de la relation pression-volume systolique en fin de course (ESPVR) et de la relation pression-volume en fin de diastolique (EDPVR)
REMARQUE : La réduction de la précharge par occlusion IVC permet de déterminer l’ESPVR et l’EDPVR.
<ol><li>Enregistrez et analysez la boucle pression-volume (PV) de base avec le logiciel LabChart (voir la table des matériaux), PowerLab et le module MPVS après la stabilisation du signal (5 à 10 min après la canulation).</li>
	<li>Effectuez l’occlusion IVC en comprimant l’IVC avec une pince et enregistrez la boucle PV pendant au moins 20 cycles cardiaques pendant l’occlusion IVC. Déterminez l’ESPVR en ajustant une droite de régression linéaire passant par les points systoliques finaux de la boucle PV et l’EDPVR en ajustant une ligne curviligne passant par les points diastoliques finaux de la boucle PV à l’aide du logiciel LabChart. REMARQUE : Arrêtez le ventilateur pendant l’occlusion IVC pour éviter les artefacts de mouvement pulmonaire. Un agent paralysant comme le pancuronium (0,5-1 mg / kg) peut être utile lorsque le mouvement pulmonaire est excessif et ne doit être utilisé qu’après la confirmation d’un plan anesthésique stable.</li>
</ol>5. Stimulation transœsophagienne
<ol><li>Insérez un cathéter à électrode tétrapolaire 2-Fr dans l’œsophage, connectez le cathéter à un stimulateur d’impulsions (voir le tableau des matériaux) et déterminez le seuil de capture auriculaire (normalement, l’amplitude du stimulus est de 3 mA et la largeur d’impulsion est de 1 ms).</li>
	<li>Ralentir la fréquence cardiaque en dessous de 400 battements/min en utilisant 20 mg/kg d’ivabradine (voir le tableau des matériaux) administrés par voie intrapéritonéale.</li>
	<li>Après la stabilisation, acquérir 20 cycles cardiaques continus de boucles PV à différentes cadences de stimulation de 400 battements/min à 700 battements/min, avec un incrément de 100 battements/min ; Acquérez les cycles sur 5 min à chaque cadence de stimulation.</li>
</ol>6. Étalonnage de la solution saline et du débit aortique
<ol><li>Inactivez le ventilateur et administrez 5 à 10 μL de solution saline hypertonique par voie intraveineuse à travers le cathéter CV.</li>
	<li>Documentez les fluctuations de pression et de volume pendant l’injection de solution saline et calculez la valeur Vp à l’aide de PowerLab 3,11.</li>
	<li>Répétez l’étalonnage de la solution saline pour améliorer la précision et la reproductibilité.</li>
	<li>Tournez la souris sur le côté gauche afin de ne pas perturber le signal de volume.</li>
	<li>Faites une thoracotomie latérale entre Th3 et Th5 vers la colonne vertébrale et disséquez doucement une petite partie de l’aorte descendante avec une pince.</li>
	<li>Placez une sonde de débit vasculaire (voir le tableau des matériaux) sur l’aorte pour mesurer le débit cardiaque. REMARQUE : Le calcul précis du volume absolu nécessite l’utilisation de deux types d’étalonnage : l’étalonnage salin et l’étalonnage du débit aortique. Il est important de reconnaître les risques potentiels associés à une perfusion de solution saline hypertonique chez les animaux, car une charge excessive en sel peut entraîner une diminution de la contractilité.</li>
</ol>7. Euthanasie
<ol><li>Après l’étude, euthanasier les souris sous anesthésie par surdosage par luxation cervicale. REMARQUE : Pour assurer l’arrêt complet de la fonction vitale, une méthode secondaire d’euthanasie est utilisée, telle que l’exsanguination sous anesthésie suivie d’un prélèvement de tissu cardiaque.</li>
</ol>

Explorer les performances cardiaques dépendantes de la FC à l’aide d’un protocole de stimulation auriculaire

<ol><li>Backhaus, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercise+stress+real-time+cardiac+magnetic+resonance+imaging+for+noninvasive+characterization+of+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Exercise stress real-time cardiac magnetic resonance imaging for noninvasive characterization of heart failure with preserved ejection fraction.</a> Circulation. 143 (15), 1484-1498 (2021).</li>
<li>Borlaug, B. A., Nishimura, R. A., Sorajja, P., Lam, C. S. P., Redfield, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercise+hemodynamics+enhance+diagnosis+of+early+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction.+Circulation%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Failure%22%5BJournal%5D)">Exercise hemodynamics enhance diagnosis of early heart failure with preserved ejection fraction. Circulation.</a> Heart Failure. 3 (5), 588-595 (2010).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., David, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).</li>
<li>Cingolani, O. H., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure-volume+relation+analysis+of+mouse+ventricular+function%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 301 (6), 2198-2206 (2011).</li>
<li>Numata, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pacing-controlled+protocol+for+frequency-diastolic+relations+distinguishes+diastolic+dysfunction+specific+to+a+mouse+HFpEF+model%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">A pacing-controlled protocol for frequency-diastolic relations distinguishes diastolic dysfunction specific to a mouse HFpEF model.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 323 (3), H523-H527 (2022).</li>
<li>Piña, I. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercise+and+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Exercise and heart failure.</a> Circulation. 107 (8), 1210-1225 (2003).</li>
<li>Georgakopoulos, D., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimal+force-frequency+modulation+of+inotropy+and+relaxation+of+in+situ+murine+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Minimal force-frequency modulation of inotropy and relaxation of in situ murine heart.</a> Journal of Physiology. 534 (2), 535-545 (2001).</li>
<li>Takimoto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequency-+and+afterload-dependent+cardiac+modulation+in+vivo+by+troponin+I+with+constitutively+active+protein+kinase+A+phosphorylation+sites%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Frequency- and afterload-dependent cardiac modulation in vivo by troponin I with constitutively active protein kinase A phosphorylation sites.</a> Circulation Research. 94 (4), 496-504 (2004).</li>
<li>Meyer, M., Lewinter, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+rate+and+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction%3A+Time+to+slow+%CE%B2-blocker+use%3F+Circulation%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Failure%22%5BJournal%5D)">Heart rate and heart failure with preserved ejection fraction: Time to slow β-blocker use? Circulation.</a> Heart Failure. 12 (8), 006213(2019).</li>
<li>Schiattarella, G. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitrosative+stress+drives+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Nitrosative stress drives heart failure with preserved ejection fraction.</a> Nature. 568 (7752), 351-356 (2019).</li>
<li>Abraham, D., Mao, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+pressure-volume+loop+analysis+using+conductance+catheters+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (103), e52942(2015).</li>
<li>Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+catheterization+in+mice+to+measure+the+pressure+volume+relationship%3A+Investigating+the+Bowditch+effect%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Cardiac catheterization in mice to measure the pressure volume relationship: Investigating the Bowditch effect.</a> Journal of Visualized Experiments. (100), e52618(2015).</li>
<li>Townsend, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+pressure+volume+loops+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Measuring pressure volume loops in the mouse.</a> Journal of Visualized Experiments. (111), e53810(2016).</li>
<li>Georgakopoulos, D., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimation+of+parallel+conductance+by+dual-frequency+conductance+catheter+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), H47(2000).</li>
</ol>

Il n’y a pas d’intérêts financiers concurrents.

Nous présentons une méthodologie permettant d’évaluer les relations pression-volume avec l’application de la stimulation transœsophagienne. L’intolérance à l’exercice est l’une des principales caractéristiques de l’HFpEF, mais il n’existe aucune technique permettant d’évaluer la fonction cardiaque chez la souris pendant l’exercice. Notre protocole de stimulation offre un outil précieux pour détecter un dysfonctionnement diastolique, qui peut ne pas être apparent dans des conditions de repos.
P...

L’insuffisance cardiaque représente l’une des principales causes d’hospitalisation et de décès dans le monde, et l’insuffisance cardiaque avec fraction d’éjection préservée (HFpEF) représente environ 50 % de tous les diagnostics d’insuffisance cardiaque. L’HFpEF est caractérisée par un dysfonctionnement diastolique et une altération de la tolérance à l’exercice, et les anomalies hémodynamiques associées, telles que le dysfonctionnement diastolique, peuvent être clairement détectées par des tests hémodynamiques soumis à l’effort ou des IRM 1,2.
Dans les modèles expérimentaux, cependant, les modalités disponibles pour évaluer les anomalies physiologiques liées à l’HFpEF sont limitées 3,4. Les tests d’effort sur tapis roulant (TMT) sont utilisés pour déterminer le temps et la distance de course, ce qui peut refléter l’hémodynamique cardiaque liée au stress exercé ; Cependant, cette méthode est susceptible d’être perturbée par des variables étrangères telles que le poids corporel, la force des muscles squelettiques et l’état mental.
Pour contourner ces limitations, nous avons mis au point un protocole de stimulation auriculaire qui détecte des changements subtils mais cruciaux dans les performances diastoliques en fonction de la fréquence cardiaque (FC) et avons validé son utilité dans un modèle murin de HFpEF5. Plusieurs facteurs physiologiques contribuent à la fonction cardiaque liée à l’exercice, notamment la réponse du nerf sympathique et des catécholamines, la vasodilatation périphérique, la réponse endothéliale et la fréquence cardiaque6. Parmi ceux-ci, cependant, la relation FC-pression (également appelée effet Bowditch) est connue comme un déterminant critique des caractéristiques physiologiques cardiaques 7,8,9.
Le protocole consiste à effectuer une analyse conventionnelle pression-volume au départ pour évaluer la fonction systolique et diastolique, y compris des paramètres tels que le taux de développement de la pression (dp/dt), la relation pression-volume en fin de systolique (ESPVR) et la relation pression-volume en fin de diastolique (EDPVR). Cependant, il convient de noter que ces paramètres sont influencés par la FC, qui peut varier d’un animal à l’autre en raison des différences de fréquence cardiaque intrinsèque. De plus, les effets de l’anesthésie sur la RH doivent également être pris en compte. Pour remédier à ce problème, la fréquence cardiaque a été normalisée en administrant une stimulation auriculaire concomitante à l’ivabradine, et des mesures des paramètres cardiaques ont été effectuées à des fréquences cardiaques incrémentielles. Notamment, la réponse cardiaque dépendante de la FC distinguait les souris HFpEF des souris du groupe témoin, tandis qu’aucune différence significative n’a été observée dans les mesures de base de la boucle PV (en utilisant la fréquence cardiaque intrinsèque)5.
Bien que ce protocole de stimulation puisse sembler relativement compliqué, son taux de réussite dépasse les 90 % lorsqu’il est bien compris. Ce protocole fournirait un moyen utile d’étudier les mécanismes sous-jacents de la dysfonction diastolique dans des modèles murins HFpEF et aiderait au développement de nouveaux traitements pour cette maladie.

<table><tbody><tr><td>Suture en soie 2-0, sterlie</td><td>Alfresa Pharma Corporation, Osaka, Japon</td><td>62-9965-57</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>2-Fr cathéter à électrodes tétrapolaires</td><td>Fukuda Denshi, Japon et UNIQUE MEDICAL, Japon</td><td>Fournitures chirurgicales</td><td>sur mesure</td></tr><tr><td>Albumine Sérum bovin</td><td>Nacalai Tesque, Inc., Kyoto, Japon</td><td>01859-47</td><td></td></tr><tr><td>Divers souris C57/BI6J</td><td>Jackson Laboratory</td><td></td><td>animaux</td></tr><tr><td>Cathéter de conductance</td><td>Millar Instruments, Houston, TX</td><td>PVR 1035</td><td></td></tr><tr><td>Cautère électrique, Kit de couteaux d’électrocautérisation</td><td>ellman-Japon,Osaka, Japon</td><td>1-1861-21</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>Etomidate</td><td>Tokyo Chemical Industory Co., Ltd., Tokyo Japon</td><td>E0897</td><td>Instrument d’herbe anesthésique</td></tr><tr><td>S44G Stimulateur d’impulsion carré</td><td>Astro-Med, Ouest Warwick, RI</td><td></td><td>Équipement de stimulation</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Viatris Inc., Tokyo, Japon</td><td>8803998</td><td>Anesthésique</td></tr><tr><td>Ivabradine</td><td>Tokyo Chemical Industory Co., Ltd., Tokyo</td><td>Japon I0847</td><td></td></tr><tr><td>Divers LabChart software</td><td>ADInstruments, Sydney, Australie</td><td>LabChart 7</td><td>Équipement hémodynamique</td></tr><tr><td>MPVS Ultra</td><td>Millar Instruments, Houston, TX</td><td>PL3516B49</td><td>Équipement hémodynamique</td></tr><tr><td>Bromure de pancronium</td><td>Sigma Aldrich Co., St. Louis, MO</td><td>15500-66-0</td><td>Tube anesthésique</td></tr><tr><td>en polyéthylène PE10</td><td>Bio Research Center&nbsp ; Co. Ltd., Tokyo, Japon</td><td>62101010</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>PowerLab 8/35</td><td>ADInstruments, Sydney, Australie</td><td>PL3508/P</td><td>Équipement hémodynamique</td></tr><tr><td>PVR 1035</td><td>Millar Instruments, Houston, TX</td><td>842-0002</td><td>Équipement hémodynamique</td></tr><tr><td>Uréthane (carbamate d’éthyle)</td><td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Japon</td><td>050-05821</td><td></td></tr><tr><td>Sonde de débit vasculaire</td> anesthésique <td>Transonic, Ithaca, NY</td><td>MA1PRB</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr></tbody></table>

procédure contrôlée par la stimulation pour l’évaluation des fonctions diastoliques dépendantes de la fréquence cardiaque dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque

A Pacing-Controlled Procedure for the Assessment of Heart Rate-Dependent Diastolic Functions in Murine Heart Failure Models

L’insuffisance cardiaque avec fraction d’éjection préservée (HFpEF) est une affection caractérisée par un dysfonctionnement diastolique et une intolérance à l’exercice. Alors que les tests hémodynamiques à l’effort ou l’IRM peuvent être utilisés pour détecter le dysfonctionnement diastolique et diagnostiquer l’HFpEF chez l’homme, ces modalités sont limitées dans la recherche fondamentale utilisant des modèles murins. Un test d’effort sur tapis roulant est couramment utilisé à cette fin chez la souris, mais ses résultats peuvent être influencés par le poids corporel, la force des muscles squelettiques et l’état mental. Nous décrivons ici un protocole de stimulation auriculaire permettant de détecter les changements de performance diastolique en fonction de la fréquence cardiaque (FC) et de valider son utilité dans un modèle murin d’HFpEF. La méthode implique l’anesthésie, l’intubation et la réalisation d’une analyse de la boucle pression-volume (PV) concomitante à la stimulation auriculaire. Dans ce travail, un cathéter de conductance a été inséré par une approche apicale ventriculaire gauche, et un cathéter de stimulation auriculaire a été placé dans l’œsophage. Les boucles PV de base ont été recueillies avant que la HR ne soit ralentie avec l’ivabradine. Les boucles PV ont été collectées et analysées à des incréments de FC allant de 400 bpm à 700 bpm via une stimulation auriculaire. À l’aide de ce protocole, nous avons clairement démontré l’insuffisance diastolique dépendante de la HR dans un modèle HFpEF induit métaboliquement. La constante de temps de relaxation (Tau) et la relation pression-volume en fin de diastolique (EDPVR) se sont détériorées à mesure que la FC augmentait par rapport aux souris témoins. En conclusion, ce protocole contrôlé par la stimulation auriculaire est utile pour détecter les dysfonctionnements cardiaques dépendants de la fréquence cardiaque. Il fournit une nouvelle façon d’étudier les mécanismes sous-jacents de la dysfonction diastolique dans des modèles murins HFpEF et peut aider à développer de nouveaux traitements pour cette maladie.

Les données de référence de la boucle PV sont présentées à la figure 1 et au tableau 1. Au départ (en l’absence de stimulation), il n’y avait pas de différences significatives dans les paramètres diastoliques tels que la constante de temps de relaxation (Tau), le taux minimum de changement de pression (dP/dt min) et l’EDPVR entre les souris témoins et HFpEF. Cependant, les souris HFpEF présentaient une pression artérielle et une élastance artérielle (Ea) plus élevées, comme ...

Le présent protocole décrit l’obtention de la relation pression-volume par la stimulation transœsophagienne, qui constitue un outil précieux pour évaluer la fonction diastolique dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque.

Procédure contrôlée par la stimulation pour l’évaluation des fonctions diastoliques dépendantes de la fréquence cardiaque dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque

Heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF) is a condition characterized by diastolic dysfunction and exercise intolerance. While ...

La relation liée à la fréquence cardiaque est importante pour déterminer les caractéristiques cardiaques, en particulier dans l’HFpEF. Ce protocole vise à évaluer la fonction cardiaque dépendante de la fréquence cardiaque. Tous les modèles expérimentaux, les modalités disponibles pour évaluer la fonction cardiaque liée à la fréquence cardiaque, sont limités aux tests d’effort sur tapis roulant.Le test sur tapis roulant, cependant, est influencé par des variables telles que le poids corporel. Pour surmonter ces limitations, nous avons développé un protocole de stimulation auriculaire pour détecter des changements subtils mais significatifs dans les performances ultérieures qui sont liés à la fréquence cardiaque. Notre protocole offre un outil variable pour identifier les dysfonctionnements cardiaques, se manifestant par des changements de fréquence cardiaque.Il présente également une approche numérique pour étudier le dysfonctionnement diastolique dans les modèles d’insuffisance cardiaque miroir, en particulier dans l’HFpEF.

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L'échocardiographie transthoracique propose une méthode non invasive pour l'évaluation de la fonction cardiaque chez la souris. Une combinaison de l'échographie Doppler et les modalités d'imagerie peuvent être utilisées pour obtenir des mesures dimensionnelles du cœur et la circulation sanguine intracardiaque, qui, ensemble, fournissent une évaluation de la performance cardiaque et systolique diastolique.

L&#39;échocardiographie transthoracique chez la souris

Haute fréquence Doppler est une nouvelle technologie permettant d'évaluer la fonction myocardique régionale. Ce travail présente la première preuve démontrant l'applicabilité de cette plate-forme d'imagerie polyvalent pour la mesure répétée de la déformation du myocarde, régurgitation dp / dt, et mitrale dans les lésions d'ischémie-reperfusion (IR) coeur murin.

Haute-fréquence de haute résolution échocardiographie: première preuve de non-invasive mesure répétée de la souche du myocarde, la contractilité, et la régurgitation mitrale au coeur d&#39;ischémie-reperfusion murin

Ce protocole fournit une description détaillée de l’approche échocardiographique pour le phénotypage complet du cœur et de la fonction valvulaire cardiaque chez la souris.

Approches et protocoles échocardiographiques pour Comprehensive Caractérisation phénotypique de la maladie valvulaire chez les souris

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Murine échocardiographie de gauche Atrium, Aorte, et l&#39;artère pulmonaire

Ici, nous décrivons et comparons deux positions pour obtenir la vue apical à quatre chambres chez les souris. Ces positions permettent la quantification de la fonction ventriculaire droite, fournissent des résultats comparables, et peuvent être utilisées de façon interchangeable.

Mesure échocardiographique des paramètres diastoliques ventriculaires droits dans la souris

Ce protocole présente une approche détaillée de la réplication d’un modèle murin d’insuffisance cardiaque induite par l’hyperlipidémie avec fraction d’éjection préservée (ICFEp). La conception combine l’administration du virus adéno-associé 9-troponine cardiaque, du récepteur des lipoprotéines de basse densité T (AAV9-cTnT-LDLR) et du poloxamer-407 (P-407).

Modèle murin d’insuffisance cardiaque induite par l’hyperlipidémie avec fraction d’éjection préservée

Ce protocole décrit une méthode pour induire la cardiomyopathie diabétique par une combinaison d’alimentation riche en graisses et d’injection de streptozotocine. Cette approche vise à fournir un cadre fiable pour la recherche scientifique sur la cardiomyopathie diabétique et à explorer des pistes potentielles pour des applications de traitement clinique.

Modélisation et évaluation d’un modèle murin de cardiomyopathie diabétique

Un protocole d’évaluation de la fonction diastolique à l’aide d’une échographie Doppler dans un modèle préclinique d’hypertension pulmonaire due à une maladie cardiaque gauche est présenté.

Évaluation Doppler par onde pulsée de la dysfonction diastolique dans le modèle ZSF-1 Rat de l’hypertension pulmonaire due à une maladie cardiaque gauche

Ici, nous décrivons une procédure de chirurgie cardiaque à l'implant de l'ingénierie tissulaire dans la auriculo-ventriculaire (AV)-groove d'un rat adulte Lewis.

Implantation de l&#39;ingénierie tissulaire dans le coeur de rat

La transplantation rénale chez les souris est une procédure techniquement difficile qui exige attention soins post-opératoires et le traitement de la réussite.

Murin procédure transplantation rénale

Découvrez un protocole de stimulation auriculaire pour évaluer la fonction diastolique dépendante de la fréquence cardiaque dans des modèles murins d'insuffisance cardiaque. Cette méthode permet de détecter des changements subtils de performance cardiaque liés à la fréquence.

Procédure contrôlée par la stimulation pour l’évaluation des fonctions diastoliques dépendantes de la fréquence cardiaque dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque (Vidéo) | JoVE Journal

Procédure contrôlée par la stimulation pour l’évaluation des fonctions diastoliques dépendantes de la fréquence cardiaque dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque

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