Name: Une méthode améliorée pour isoler les sites de contact mitochondrial (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-16T14:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Découvrez une méthode améliorée pour isoler les sites de contact mitochondrial impliquant CQD1 et le complexe MICOS. Cette technique permet d'étudier l'import lipidique et l'architecture des membranes mitochondriales dans la levure.

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M.E.H. remercie la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), projet numéro 413985647, pour son soutien financier. Les auteurs remercient le Dr Michael Kiebler, de l’Université Ludwig-Maximilians de Munich, pour son soutien généreux et étendu. Nous sommes reconnaissants à Walter Neupert pour sa contribution scientifique, ses discussions utiles et son inspiration continue. J.F. remercie la Graduate School Life Science Munich (LSM) pour son soutien.

1. Tampons et solutions mères
<ol><li>Préparez une solution d’acide 3-morpholinopropane-1-sulfonique (MOPS) de 1 M dans de l’eau déminéralisée, pH 7,4. Conserver à 4 °C.</li>
	<li>Préparer 500 mM d’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) dans de l’eau déminéralisée, pH 8,0. Conserver à température ambiante.</li>
	<li>Préparez 2,4 M de sorbitol dans de l’eau déminéralisée. Conserver à température ambiante après l’autoclavage.</li>
	<li>Préparer 2,5 M de saccharose dans de l’eau déminéralisée. Conserver à température ambiante après l’autoclavage.</li>
	<li>Préparer 200 mM de fluorure de phénylméthylsulfonyle (PMSF) dans de l’isopropanol. Conserver à −20 °C. ATTENTION : Le PMSF est toxique en cas d’ingestion et provoque de graves brûlures de la peau et des lésions oculaires. Ne respirez pas la poussière et portez des gants et des lunettes de protection.</li>
	<li>Préparez de l’acide trichloracétique (TCA) à 72 % dans de l’eau déminéralisée. Conserver à 4 °C. ATTENTION : Le TCA peut provoquer une irritation des voies respiratoires, de graves brûlures de la peau et des lésions oculaires. Ne respirez pas la poussière et portez des gants et des lunettes de protection.</li>
	<li>Préparer le tampon SM : 20 mM MOPS et 0,6 M de sorbitol, pH 7,4.</li>
	<li>Préparez le tampon gonflant : 20 mM de MOPS, 0,5 mM d’EDTA, 1 mM de PMSF et un cocktail d’inhibiteurs de protéase, pH 7,4.</li>
	<li>Préparez les tampons de gradient de saccharose : 0,8 M, 0,96 M, 1,02 M, 1,13 M et 1,3 M de saccharose dans 20 mM de MOPS, et 0,5 mM d’EDTA, pH 7,4. REMARQUE : Tous les tampons peuvent être stockés à 4 °C ; cependant, il est recommandé de stocker les tampons contenant du saccharose à −20 °C pour éviter la croissance fongique. Les inhibiteurs de protéase doivent être ajoutés fraîchement avant utilisation.</li>
</ol>2. Génération de vésicules soumissionnochondriales
<ol><li>Isolez les mitochondries de levure brutes fraîchement selon les protocoles établis34,35. NOTE : Pour cette expérience, des mitochondries ont été isolées de Saccharomyces cerevisiae. La génération de mitochondries pures à gradient dépourvues d’autres organites n’est pas nécessaire.</li>
	<li>Remettre en suspension 10 mg de mitochondries fraîchement isolées dans 1,6 mL de tampon SM (4 °C) par pipetage (Figure 2, étape 1).</li>
	<li>Transvaser la suspension mitochondriale dans un erlenmeyer pré-refroidi de 100 ml.</li>
	<li>Ajouter lentement 16 mL de tampon gonflant à l’aide d’une pipette en verre de 20 mL. Appliquez en remuant doucement et constamment sur la glace pendant l’ajout. Ce traitement osmotique entraîne l’absorption d’eau dans l’espace matriciel. Le gonflement de la membrane interne mitochondriale va perturber la membrane externe. Cependant, les deux membranes resteront en contact aux sites de contact9 (Figure 2, étape 2).</li>
	<li>Incuber les échantillons en remuant doucement et constamment pendant 30 minutes sur de la glace.</li>
	<li>Ajouter lentement 5 mL de solution de saccharose à 2,5 M à l’aide d’une pipette en verre de 5 mL pour augmenter la concentration de saccharose dans les échantillons à environ 0,55 M. Ce traitement osmotique se traduit par un efflux d’eau de la matrice36. Le retrait de la membrane interne est destiné à maximiser sa distance par rapport aux fragments résiduels de la membrane externe. Cela diminue la probabilité de générer des vésicules hybrides artificielles de membranes internes et externes par sonication (Figure 2, étape 3).</li>
	<li>Incuber les échantillons en remuant doucement pendant 15 min sur de la glace.</li>
	<li>Soumettre les mitochondries à une sonication pour générer des vésicules membranaires soumisesochondriales (Figure 2, étape 4).<ol><li>Transférez la suspension mitochondriale dans une cellule de rosette pré-refroidie.</li>
		<li>Soniser la suspension mitochondriale à une amplitude de 10 % pendant 30 s tout en refroidissant la cellule de la rosette dans un bain de glace.</li>
		<li>Reposer la suspension pendant 30 s dans un bain de glace.</li>
		<li>Répétez les étapes 2.8.2 et 2.8.3 trois fois de plus. REMARQUE : Les conditions de sonication varient en fonction du sonicateur utilisé. L’optimisation sera nécessaire pour les machines individuelles. Une sonication trop dure conduira à la formation artificielle de vésicules constituées de membranes internes et externes mitochondriales.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Séparation des vésicules soumissionnochondriales
<ol><li>Séparez les vésicules générées des mitochondries intactes restantes par centrifugation à 20 000 x g pendant 20 min à 4 °C. Les mitochondries intactes se granuleront tandis que les vésicules resteront dans le surnageant.</li>
	<li>Concentrez le mélange de vésicules.<ol><li>Transférez le surnageant dans des tubes d’ultracentrifugation neufs.</li>
		<li>Charger un coussin de 0,3 mL de solution de saccharose 2,5 M au fond du tube à l’aide d’une seringue de 1 mL munie d’une canule de 0,8 mm x 120 mm.</li>
		<li>Centrifuger à 118 000 x g pendant 100 min à 4 °C. REMARQUE : Ici, un rotor à godets oscillants d’un rayon maximal de 153,1 mm a été utilisé. Les conditions de centrifugation dépendent fortement du rotor et devront être adaptées lors de l’utilisation d’un autre rotor.</li>
	</ol></li>
	<li>Les vésicules apparaîtront sous la forme d’un disque sur le dessus du coussin de saccharose après la centrifugation. Jeter environ 90 % du surnageant. Maintenant, récoltez les vésicules concentrées en les remettant en suspension dans le tampon restant, y compris le saccharose de 2,5 M en pipetant de haut en bas. Transférez la suspension dans un homogénéisateur Dounce glacé.</li>
	<li>Homogénéiser la suspension avec au moins 10 coups à l’aide d’un potier en polytétrafluoroéthylène.</li>
	<li>Préparez le dégradé de saccharose.<ol><li>Pour un gradient de pas de 11 mL avec cinq étapes (1,3 M, 1,13 M, 1,02 M, 0,96 M et 0,8 M de saccharose dans 20 mM MOPS et 0,5 mM EDTA, pH 7,4), chaque couche contient 2,2 mL de solution de saccharose. REMARQUE : Un réfractomètre est recommandé pour mesurer et ajuster les concentrations de saccharose ; Cependant, ce n’est pas indispensable. Appliquez 10 μL du tampon sur le réfractomètre et détectez les indices de réfraction respectifs. Le calcul de la concentration en saccharose est le suivant : <img alt="Équation de concentration de saccharose en molarité ; Schéma pour l’analyse de la mesure de l’indice de réfraction." src="/files/ftp_upload/65444/65444eq01v2.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 1"> 1,3333 représente l’indice de réfraction de l’eau. 0,048403 est un indice de conversion spécifique du saccharose obtenu à partir de la mise à l’échelle linéaire de la réfraction molaire à la concentration de saccharose dans des solutions aqueuses 37.</li>
		<li>Ajoutez la concentration de saccharose la plus élevée dans le tube de centrifugation et placez le tube à −20 °C. Attendez que la couche soit complètement gelée avant d’appliquer la suivante. Procédez ainsi jusqu’à ce que la dernière couche soit ajoutée et stockez les dégradés à −20 °C. REMARQUE : N’oubliez pas de transférer les gradients gelés à 4 °C au début de l’expérience pour permettre aux gradients de dégeler. Cela prendra environ 3 h. Pour la centrifugation, un rotor à godets oscillants d’une capacité de 13,2 ml a été utilisé. Lorsqu’un rotor différent est utilisé, les volumes de pas de gradient doivent être adaptés en conséquence.</li>
	</ol></li>
	<li>Mesurer la concentration en saccharose des échantillons à l’aide d’un réfractomètre. S’il n’y a pas d’accès à un réfractomètre, on peut également supposer que la concentration de saccharose est de 2 M. Cette concentration supposée de saccharose servira ensuite de base à l’étape suivante.</li>
	<li>Ajustez la concentration de saccharose à 0,6 M par l’ajout d’une quantité appropriée de 20 mM de MOPS, 0,5 mM d’EDTA, 1 mM de PMSF et d’un cocktail d’inhibiteurs de protéase, pH 7,4. Si la concentration de saccharose est estimée à 2 M au lieu d’être mesurée, il est recommandé de vérifier si la concentration est suffisamment faible après ajustement. Appliquer une petite aliquote de l’échantillon (env. 50 μL) sur 200 μL de saccharose 0,8 M dans un tube à essai. L’échantillon doit rester au-dessus du saccharose de 0,8 M.</li>
	<li>Chargez les échantillons (environ 1 ml) au-dessus du gradient de saccharose (conservez 10 % pour référence ultérieure). Un pipetage minutieux est important pour éviter de perturber le gradient (Figure 2, étape 5).</li>
	<li>Séparer les vésicules par centrifugation à 200 000 x g et 4 °C pendant 12 h. Si possible, réglez la centrifugeuse sur une accélération et une décélération lentes pour éviter de perturber le gradient (Figure 2, étape 6). REMARQUE : Ici, un rotor à godets oscillants d’un rayon maximal de 153,1 mm a été utilisé. Les conditions de centrifugation dépendent fortement du rotor et devront être adaptées lors de l’utilisation d’un autre rotor.</li>
	<li>Prélever le gradient de haut en bas par fractions de 700 μL à l’aide d’une pipette de 1 mL. Cela se traduira par 17 fractions, ce qui permet une résolution suffisante.</li>
</ol>4. Analyse des vésicules soumissionnochondriales
<ol><li>Concentrer les protéines en soumettant chaque fraction à deux précipitations séquentielles de TCA38 pour préparer les échantillons SDS-PAGE.<ol><li>Ajouter 200 μL de TCA à 72 % aux fractions individuelles et mélanger jusqu’à ce que la solution soit homogène. Incuber les fractions pendant 30 min sur de la glace, et granuler les protéines précipitées par centrifugation à 20 000 x g et 4 °C pendant 20 min. Jeter le surnageant, ajouter 500 μL de solution de TCA à 28 %, bien mélanger et répéter l’étape de centrifugation.</li>
		<li>Lavez les granulés avec 1 mL d’acétone (−20 °C) et centrifugez pendant 10 min à 20 000 x g et 4 °C. Jetez le surnageant et laissez les granulés sécher à l’air libre. Remettre les pastilles en suspension dans 60 μL de tampon d’échantillon SDS et incuber les échantillons pendant 5 min à 95 °C. REMARQUE : Une grande quantité de saccharose restera, en particulier dans les fractions à haute densité, après les premières précipitations de TCA. Celle-ci sera éliminée par les précipitations supplémentaires de TCA.</li>
	</ol></li>
	<li>Analyser 20 μL de chaque fraction par SDS-PAGE39 et immunoblot40,41,42,43.</li>
</ol>

Isolement des sites de contact mitochondriaux

Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflits d’intérêts.

Le subfractionnement mitochondrial est une expérience compliquée avec plusieurs étapes très complexes. C’est pourquoi nous avons cherché à améliorer et, dans une certaine mesure, à simplifier notre méthode établie32. Ici, les défis étaient la nécessité d’équipements compliqués et hautement spécialisés, qui sont souvent des constructions individuelles, et l’énorme consommation de temps et d’énergie. À cette fin, nous avons essayé de supprimer les pompes et les constructions individuelles utilisées ...

Les mitochondries remplissent une variété de fonctions différentes chez les eucaryotes, la plus connue étant la production d’ATP par phosphorylation oxydative. D’autres fonctions incluent la production d’amas fer-soufre, la synthèse des lipides et, chez les eucaryotes supérieurs, la signalisation Ca2+ et l’induction de l’apoptose 1,2,3,4. Ces fonctions sont indissociablement liées à leur ultrastructure complexe.
L’ultrastructure mitochondriale a été décrite pour la première fois par microscopie électronique5. Il a été montré que les mitochondries sont des organites assez complexes constitués de deux membranes : la membrane externe mitochondriale et la membrane interne mitochondriale. Ainsi, deux compartiments aqueux sont formés par ces membranes : l’espace intermembranaire et la matrice. La membrane interne mitochondriale peut être encore plus divisée en différentes sections. La membrane limite interne reste à proximité de la membrane externe et les crêtes forment des invaginations. Ce que l’on appelle des jonctions de crêtes relient la membrane limite interne et les crêtes (Figure 1). De plus, les micrographies électroniques de mitochondries osmotiquement rétrécies révèlent qu’il existe des sites où les membranes mitochondriales sont étroitement connectées 6,7. Ces sites dits de contact sont formés par des complexes protéiques qui s’étendent sur les deux membranes (Figure 1). On pense que ces sites d’interaction sont essentiels à la viabilité cellulaire en raison de leur importance pour la régulation de la dynamique et de l’hérédité mitochondriales, ainsi que pour le transfert de métabolites et de signaux entre le cytosol et la matrice8.
Le complexe MICOS dans la membrane interne mitochondriale est probablement le complexe de formation de site de contact le mieux caractérisé et le plus polyvalent. MICOS a été décrit dans la levure en 2011 et se compose de six sous-unités 9,10,1 1 : Mic60, Mic27, Mic26, Mic19, Mic12 et Mic10. Ceux-ci forment un complexe d’environ 1,5 MDa qui se localise aux jonctionsde crista 9,10,11. La délétion de l’une ou l’autre des sous-unités centrales, Mic10 ou Mic60, conduit à l’absence de ce complexe 9,11, ce qui signifie que ces deux sous-unités sont essentielles à la stabilité de MICOS. Il est intéressant de noter que MICOS forme non pas un, mais plusieurs sites de contact avec diverses protéines et complexes de la membrane externe mitochondriale : le complexe TOM 11,12, le complexe TOB/SAM 9,12,13,14,15,16, le complexe Fzo1-Ugo19,Por1 10, OM45 10 et Miro 17. Cela indique fortement que le complexe MICOS est impliqué dans divers processus mitochondriaux, tels que l’importation de protéines, le métabolisme des phospholipides et la génération de l’ultrastructure mitochondriale18. Cette dernière fonction est probablement la fonction majeure de MICOS, car l’absence du complexe MICOS induite par la délétion de MIC10 ou MIC60 conduit à une ultrastructure mitochondriale anormale qui est pratiquement complètement dépourvue de crêtes régulières. Au lieu de cela, les vésicules membranaires internes sans connexion à la membrane limite interne s’accumulent19, 20. Il est important de noter que MICOS est conservé dans sa forme et sa fonction de la levure à l’homme21. L’association de mutations dans les sous-unités MICOS avec des maladies humaines graves souligne également son importance pour les eucaryotes supérieurs22,23. Bien que MICOS soit très polyvalent, il doit exister d’autres sites de contact (sur la base de nos observations non publiées). En effet, plusieurs autres sites de contact ont été identifiés, par exemple, les machineries de fusion mitochondriale Mgm1-Ugo1/Fzo1 24,25,26 ou encore Mdm31-Por1, qui est impliquée dans la biosynthèse du phospholipide spécifique mitochondrial, cardiolipine 27. Récemment, nous avons amélioré la méthode qui nous a conduits à l’identification de MICOS pour identifier Cqd1 dans le cadre d’un nouveau site de contact formé avec le complexe membranaire externe Por1-Om1428. Il est intéressant de noter que ce site de contact semble également être impliqué dans de multiples processus tels que l’homéostasie de la membrane mitochondriale, le métabolisme des phospholipides et la distribution de la coenzyme Q28,29.
Ici, nous avons utilisé une variante du fractionnement des mitochondries 9,30,31,32,33 décrit précédemment. Le traitement osmotique des mitochondries conduit à la perturbation de la membrane externe mitochondriale et à un rétrécissement de l’espace matriciel, ne laissant les deux membranes qu’à proximité sur les sites de contact. Cela permet de générer des vésicules qui se composent exclusivement de la membrane externe mitochondriale ou de la membrane interne mitochondriale ou des sites de contact contenus des deux membranes par sonication douce. En raison de la membrane interne mitochondriale possédant un rapport protéines/lipides beaucoup plus élevé, les vésicules de la membrane interne mitochondriale présentent une densité plus élevée que les vésicules de la membrane externe mitochondriale. La différence de densité peut être utilisée pour séparer les vésicules membranaires par centrifugation à gradient de densité flottante de saccharose. Ainsi, les vésicules de la membrane externe mitochondriale s’accumulent à de faibles concentrations de saccharose, tandis que les vésicules de la membrane interne mitochondriale sont enrichies à des concentrations élevées de saccharose. Les vésicules contenant des sites de contact se concentrent à des concentrations intermédiaires de saccharose (figure 2). Le protocole suivant décrit en détail cette méthode améliorée, qui nécessite moins d’équipement spécialisé, de temps et d’énergie par rapport à notre méthode précédemment établie32, et fournit un outil utile pour l’identification d’éventuelles protéines du site de contact.

<table><tbody><tr><td>13,2 ml, Tube ultra-transparent à paroi mince à toit ouvert, 14 x 89 mm</td><td>Beckman Instruments, Allemagne</td><td>344059</td><td></td></tr><tr><td>50 ml, Tube ouvert en polycarbonate à paroi épaisse, 29 x 104 mm</td><td>Beckman Instruments, Allemagne</td><td>363647</td><td></td></tr><tr><td>Rotor à angle fixe A-25.50 - Aluminium, 8 x 50 ml, 25 000 tr/min, 75 600 x g</td><td>Beckman Instruments, Allemagne</td><td>363055</td><td></td></tr><tr><td>Réfractomètre Abbe</td><td>Zeiss, Allemagne</td><td></td><td>discontinué, tout réfractomètre Abbe peut être utilisé</td></tr><tr><td>accu-jet pro Pipette Controller</td><td>Brandtech, USA</td><td>BR26320</td><td>discontinué, n’importe quel contrôleur de pipette suffira</td></tr><tr><td>Beaker 1000 mL</td><td>DWK Life Science, Allemagne</td><td>C118.1</td><td></td></tr><tr><td>Branson&nbsp ; Sonificateur numérique W-250 D</td><td>Branson Ultrasons, États-Unis</td><td>FIS15-338-125</td><td></td></tr><tr><td>Branson Ultrasons 3mm TAPERED MICROTIP</td><td>Branson Ultrasons, États-Unis</td><td>101-148-062</td><td></td></tr><tr><td>Branson Ultrasons 200 et 400 watts Sonifieurs : Rosette Cooling Cell</td><td>Branson Ultrasons, États-Unis</td><td>15-338-70</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse Avanti JXN-26</td><td>Beckman Instruments, Allemagne</td><td>B37912</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse Optima XPN-100 ultra</td><td>Beckman Instruments, Allemagne</td><td>8043-30-0031</td><td></td></tr><tr><td>cOmplete Proteaseinhibtor-Cocktail</td><td>Roche, Suisse</td><td>11697498001</td><td></td></tr><tr><td>D-Sorbit</td><td>Roth, Allemagne</td><td>6213</td><td></td></tr><tr><td>EDTA (Ethylendiamin-tetraacetic acid disodium salt dihydrate)</td><td>Roth, Allemagne</td><td>8043</td><td></td></tr><tr><td>Fiole Erlenmeyer, 100 mL</td><td>Roth, Allemagne</td>Pipette graduée <td>X747.1</td><td></td></tr><tr><td>, Kl. B, 25:0, 0.1</td><td>Hirschmann, Allemagne</td><td>1180170</td><td></td></tr><tr><td>pipette graduée, Kl. B, 5:0, 0.05</td><td>Hirschmann, Allemagne</td><td>1180153</td><td></td></tr><tr><td>bain de glace</td><td>neoLab, Allemagne</td><td>&nbsp ; S12651</td><td></td></tr><tr><td>Agitateur magnétique RCT basic</td><td>IKA-Werke GmbH, Allemagne</td><td>Z645060GB-1EA</td><td></td></tr><tr><td>MOPS (3-(N-Morpholino)propanesulfonic acid)</td><td>Gerbu, Allemagne</td><td>1081</td><td></td></tr><tr><td>MyPipetman Select P1000</td><td>Gilson, États-Unis</td><td>FP10006S</td><td></td></tr><tr><td>MyPipetman Select P20</td><td>Gilson, États-Unis</td><td>FP10003S</td><td></td></tr><tr><td>MyPipetman Select P200</td><td>Gilson, États-Unis</td><td></td><td></td>FP10005S</tr><tr><td>Omnifix 1 mL</td><td>Braun, Allemagne</td><td>4022495251879</td><td></td></tr><tr><td>Fluorure de phénylméthylsulfonyle (PMSF)</td><td>Serva, Allemagne</td><td>32395.03</td><td></td></tr><tr><td>Canule STERICAN 21 Gx4 4/5 0.8x120 mm</td><td>Braun, Allemagne</td><td>4022495052414 barre d’agitation</td><td></td></tr><tr><td>, 15 mm</td><td>VWR, USA</td><td>442-0366</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Merck, Allemagne</td><td>S8501</td><td></td></tr><tr><td>SW 41 Ti Rotor à godet oscillant</td><td>Beckman Instruments, Allemagne</td><td>331362</td><td></td></tr><tr><td>Tubes à essai</td><td>Eppendorf, Allemagne</td><td>3810X</td><td></td></tr><tr><td>Broyeurs de tissus, type Potter-Elvehjem, récipient en verre de 2 mL</td><td>VWR, USA</td><td>432-0200</td><td></td></tr><tr><td>Broyeurs de tissus, type Potter-Elvehjem, piston de 2 mL avec pointe dentelée</td><td>VWR, USA</td><td>432-0212</td><td></td></tr><tr><td>Acide trichloracétique ( TCA)</td><td>Sigma Aldrich, Allemagne</td><td>33731</td><td>discontinué, n’importe quel TCA suffira (CAS : 73-03-9)</td></tr><tr><td>TRIS</td><td>Roth, Allemagne</td><td>4855</td><td></td></tr></tbody></table>

une méthode améliorée pour isoler les sites de contact mitochondrial

An Improved Method to Isolate Mitochondrial Contact Sites

Les mitochondries sont présentes dans pratiquement toutes les cellules eucaryotes et remplissent des fonctions essentielles qui vont bien au-delà de la production d’énergie, par exemple, la synthèse d’amas fer-soufre, de lipides ou de protéines, le tampon Ca2+ et l’induction de l’apoptose. De même, le dysfonctionnement mitochondrial entraîne des maladies humaines graves telles que le cancer, le diabète et la neurodégénérescence. Afin de remplir ces fonctions, les mitochondries doivent communiquer avec le reste de la cellule à travers leur enveloppe, qui se compose de deux membranes. Par conséquent, ces deux membranes doivent interagir constamment. Les sites de contact protéique entre les membranes interne et externe mitochondriales sont essentiels à cet égard. Jusqu’à présent, plusieurs sites de contact ont été identifiés. Dans la méthode décrite ici, les mitochondries de Saccharomyces cerevisiae sont utilisées pour isoler les sites de contact et, ainsi, identifier les candidats qui se qualifient pour les protéines de site de contact. Nous avons utilisé cette méthode pour identifier le complexe MICOS (MICOS) qui forme le site de contact mitochondrial et le système d’organisation des crêtes, l’un des principaux complexes formant des sites de contact dans la membrane interne mitochondriale, qui est conservé de la levure à l’homme. Récemment, nous avons encore amélioré cette méthode pour identifier un nouveau site de contact composé de Cqd1 et du complexe Por1-Om14.

Il est relativement facile de séparer les membranes internes et externes des mitochondries. Cependant, la génération et la séparation des vésicules contenant le site de contact sont beaucoup plus difficiles. À notre avis, deux étapes sont critiques et essentielles : les conditions de sonication et le gradient utilisé.
Habituellement, on pense que les dégradés linéaires ont une meilleure résolution que les dégradés par étapes. Cependant, leur production reproductible est fastidieuse et nécessit...

Les sites de contact mitochondrial sont des complexes protéiques qui interagissent avec les protéines membranaires internes et externes mitochondriales. Ces sites sont essentiels pour la communication entre les membranes mitochondriales et, par conséquent, entre le cytosol et la matrice mitochondriale. Nous décrivons ici une méthode permettant d’identifier les candidats éligibles à cette classe spécifique de protéines.

Une méthode améliorée pour isoler les sites de contact mitochondrial

Mitochondria are present in virtually all eukaryotic cells and perform essential functions that go far beyond energy production, for instance, the ...

Nous visons à comprendre la fonction moléculaire des sites de contact mitochondriaux, permettant la communication entre les deux membranes mitochondriales. Il s’agit en fait d’une condition préalable à la compréhension de la fonction de la biogenèse mitochondriale et, par conséquent, de la viabilité cellulaire. Nous avons découvert un nouveau site de contact entre la membrane interne et externe mitochondriale créé par Cqd1 et Om14-Por1.Nos données suggèrent que ce site pourrait aider à l’importation de lipides comme l’acide phosphatidique. Sur la base de l’identification du complexe MICOS, nous avons contribué à mieux comprendre comment l’architecture de la membrane mitochondriale est générée. Cela nous a permis de développer un modèle de travail qui explique comment se forment les deux formes de crêtes mitochondriales, lamellaires et tubulaires.Nos recherches ont été effectuées sur la levure dans le passé. Cependant, nous sommes convaincus que la formation d’une architecture mitochondriale correcte est également importante pour les eucaryotes supérieurs. La prochaine étape de notre recherche consiste donc à analyser le rôle des éléments de l’architecture mitochondriale dans des modèles plus complexes tels que les neurones primaires.

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Procédé pour l'isolement rapide de mitochondries à partir de biopsies de tissu de mammifère est décrite. foie de rat ou des préparations musculaires squelettiques ont été homogénéisés avec un dissociateur tissu commercial et les mitochondries ont été isolées par filtration différentielle à travers des filtres en filet de nylon. Temps d'isolement des mitochondries est &lt;30 min par rapport à 60 - 100 min en utilisant des méthodes alternatives.

Isolement rapide et la purification des mitochondries pour la transplantation par la dissociation des tissus et différencié Filtration

Décrit ici est un procédé pour détecter et quantifier les protéines de la membrane externe des mitochondries par immunomarquage des mitochondries isolées à partir de tissus et l'analyse par cytométrie en flux rongeur. Cette méthode peut être étendue à évaluer les aspects fonctionnels des sous-populations mitochondriales.

Immunodétection de la membrane externe de protéines par cytométrie en flux de mitochondries isolées

La comparaison du potentiel de membrane mitochondriale entre les échantillons fournit des informations précieuses sur l’état cellulaire. Les étapes détaillées de l’isolement des mitochondries et de l’évaluation de la réponse aux inhibiteurs et aux découpleurs à l’aide de la fluorescence sont décrites. La méthode et l’utilité de ce protocole sont illustrées par l’utilisation d’une culture cellulaire et d’un modèle animal de stress cellulaire.

Isolement et analyse fonctionnelle des mitochondries de cellules cultivées et de tissus de souris

Méthodes pour la biopsie du vaste externe, préparation de mitochondries purifiées, et le profilage respirométrique sont décrits. L'utilisation de petit volume musculaire rend cette technique convient pour des applications de recherche clinique.

Préparation et respirométrique évaluation des mitochondries isolées de tissu musculaire squelettique Obtenu par biopsie percutanée aiguille

Ici, nous présentons une modification d’une méthode précédemment rapportée qui permet d’isoler des mitochondries purifiées de haute qualité à partir de plus petites quantités de muscle squelettique de souris. Cette procédure aboutit à des mitochondries fortement couplées qui respirent avec une fonction élevée lors des tests respiratoires sur microplaques.

Isolement des mitochondries à partir des quantités minimes de souris muscle squelettique pour les mesures à haut débit microplaques respiratoires

Comme les mitochondries sont seulement un petit pourcentage de la cellule végétale, ils doivent être purifiés pour une série d’études. Les mitochondries peuvent être isolés dans divers organes de la plante par homogénéisation, suivie par centrifugation en gradient de différentiel et densité afin d’obtenir une fraction mitochondriale hautement purifiée.

Isolement et mesures respiratoire des mitochondries d’Arabidopsis thaliana

Nous présentons ici un protocole pour extraire, résoudre et identifier les supercomplexes mitochondriaux qui minimisent l’exposition aux détergents et au bleu de Coomassie. Ce protocole offre un équilibre optimal entre la résolution et la préservation des activités enzymatiques, tout en minimisant le risque de perte des interactions protéine-protéine labiles.

Électrophorèse hybride Clear/Blue native pour la séparation et l’analyse des supercomplexes de la chaîne respiratoire mitochondriale

Nous présentons un protocole en deux étapes pour l’isolement de mitochondries de haute qualité qui est compatible avec la découverte et la quantification des protéines à l’échelle du protéome. Notre protocole ne nécessite pas de génie génétique et convient donc à l’étude des mitochondries de toutes les cellules et tissus primaires.

Isolement sans marquage en deux étapes des mitochondries pour améliorer la découverte et la quantification des protéines

Ce protocole décrit une technique d’analyse des supercomplexes respiratoires lorsque seules de petites quantités d’échantillons sont disponibles.

Isolement des mitochondries pour l’analyse des supercomplexes mitochondriaux à partir de petits échantillons de tissus et de cultures cellulaires 

Des études bioénergétiques et métabolomiques sur les mitochondries ont révélé leur rôle multiforme dans de nombreuses maladies, mais les méthodes d’isolement de ces organites varient. La méthode détaillée ici est capable de purifier des mitochondries de haute qualité à partir de plusieurs sources tissulaires. La qualité est déterminée par les rapports de contrôle respiratoire et d’autres paramètres évalués à l’aide de la respirométrie à haute résolution.

Isolement mitochondrial robuste à partir de tissu cardiaque de rongeur 

Découvrez une méthode améliorée pour isoler les sites de contact mitochondrial impliquant CQD1 et le complexe MICOS. Cette technique permet d'étudier l'import lipidique et l'architecture des membranes mitochondriales dans la levure.

Une méthode améliorée pour isoler les sites de contact mitochondrial

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